Summary
Ce modèle de porcelet implique l’instrumentation chirurgicale, l’asphyxie jusqu’à l’arrêt cardiaque, la réanimation et l’observation post-réanimation. Le modèle permet des prélèvements multiples par animal et, en utilisant la pression artérielle invasive continue, l’ECG et la surveillance non invasive du débit cardiaque, il fournit des connaissances sur l’hémodynamique et la physiopathologie cardiaque dans l’asphyxie périnatale et la réanimation cardiorespiratoire néonatale.
Abstract
Les porcelets néonatals ont été largement utilisés comme modèles translationnels pour l’asphyxie périnatale. En 2007, nous avons adapté un modèle d’asphyxie de porcelet bien établi en introduisant l’arrêt cardiaque. Cela nous a permis d’étudier l’impact de l’asphyxie sévère sur les principaux critères de jugement, y compris le temps nécessaire au retour de la circulation spontanée (ROSC), ainsi que l’effet des compressions thoraciques selon des protocoles alternatifs de réanimation cardiorespiratoire. En raison des similitudes anatomiques et physiologiques entre les porcelets et les nouveau-nés humains, les porcelets servent de bons modèles dans les études de réanimation cardiorespiratoire et de surveillance hémodynamique. En fait, ce modèle d’arrêt cardiaque a fourni des preuves pour l’élaboration de lignes directrices grâce à la recherche sur les protocoles de réanimation, la physiopathologie, les biomarqueurs et les nouvelles méthodes de surveillance hémodynamique. Notamment, la découverte fortuite qu’une fraction importante des porcelets ont une activité électrique sans pouls (EEP) pendant un arrêt cardiaque peut accroître l’applicabilité du modèle (c.-à-d. qu’il peut être utilisé pour étudier la physiopathologie au-delà de la période périnatale). Cependant, la génération de modèles est techniquement difficile et nécessite divers ensembles de compétences, un personnel dévoué et un équilibre délicat des mesures, y compris les protocoles chirurgicaux et l’utilisation de sédatifs / analgésiques, pour assurer un taux de survie raisonnable. Dans le présent document, le protocole est décrit en détail, ainsi que les expériences d’adaptation au protocole au fil des ans.
Introduction
L’asphyxie périnatale est causée par un échange gazeux compromis (hypoxémie et hypercapnie) avant, pendant et/ou après la naissance. Il en résulte une réduction du flux sanguin (ischémie) vers les organes vitaux et une acidose respiratoire et métabolique mixte subséquente. L’asphyxie périnatale est une complication congénitale courante qui cause chaque année 580 000 décès infantiles dans le monde1. Il est essentiel de réduire ce nombre pour réduire les décès chez les nouveau-nés et les enfants de moins de 5 ans, comme indiqué dans l’objectif de développement durable numéro 3.2 des Nations Unies (c.-à-d. mortalité néonatale <12 pour 1 000 naissances vivantes et mortalité des moins de 5 ans <25 pour 1 000 naissances vivantes)2.
Cliniquement, l’asphyxie se manifeste par une encéphalopathie hypoxique ischémique (EHI), une dépression respiratoire et une insuffisance circulatoire chez le nouveau-né3 (c.-à-d. symptômes et signes d’hypoxie-ischémie des organes vitaux)4. Par conséquent, un nourrisson asphyxié peut avoir besoin d’un traitement pour l’encéphalopathie, y compris les convulsions, et d’une assistance respiratoire et circulatoire avancée. À l’échelle mondiale, chaque année, jusqu’à 10 millions de nourrissons nécessitent une forme d’intervention, telle qu’une stimulation tactile, et 6 à 7 millions de nourrissons ont besoin d’une ventilation assistée à la naissance5. Ainsi, l’asphyxie périnatale exerce une pression énorme sur le système de soins de santé, avec des implications socio-économiques associées. Pour réduire la charge mondiale de morbidité attribuée à l’asphyxie périnatale, nos groupes de recherche estiment que les domaines d’intervention suivants devraient être étudiés dans les études scientifiques : la prévention, y compris l’amélioration des soins prénatals et obstétriques et du suivi; biomarqueurs pronostiques; et optimisation de la réanimation et de la stabilisation en salled’accouchement 6.
Les porcelets nouveau-nés et les nourrissons humains en gestation à terme ont une anatomie et une physiopathologie similaires7. Bien qu’aucun modèle animal d’asphyxie périnatale et d’arrêt cardiaque ne puisse créer tout l’aspect de l’échec de la transition périnatale menant à l’asphyxie et à l’arrêt cardiaque, les porcelets sont de bons modèles translationnels.
Dès les années 1970, nous avons développé un modèle d’hypoxie chez des porcs adultes8. Il a été affiné avec succès par les groupes de recherche9, fournissant ainsi un modèle de porcelet d’asphyxie périnatale 10,11,12,13,14,15,16,17,18. En 2007, les premières expériences d’arrêt cardiaque chez les porcelets ont été réalisées à l’Institut de recherche chirurgicale de l’hôpital universitaire d’Oslo11,13,15,16. Le modèle d’arrestation a fourni des preuves pour l’élaboration de lignes directrices 10,13,15,16,19,20, ainsi que de vastes possibilités d’études physiologiques et de mise à l’essai d’équipement et d’outils de diagnostic 14,21, protocoles de réanimation (études contrôlées randomisées)13,15,16,22, et les biomarqueurs sanguins et tissulaires 10,12,20. Ainsi, le modèle s’est avéré polyvalent et une seule série expérimentale a traditionnellement été utilisée pour répondre à plusieurs questions de recherche. Ceci est important et en accord avec les trois R (réduction, remplacement et raffinement) de la recherche sur les animaux d’expérimentation23 (c.-à-d. le principe de réduction du nombre d’animaux sacrifiés à des fins scientifiques).
Dans le protocole suivant, le modèle de porcelet de l’asphyxie périnatale est décrit en détail, y compris comment induire, définir et vérifier l’arrêt cardiaque. Le modèle a été affiné pour minimiser l’exposition aux sédatifs et aux interventions chirurgicales et comprend la ventilation mécanique, l’asphyxie, la réanimation, l’observation post-réanimation et le prélèvement d’échantillons de sang, d’urine et de liquide céphalorachidien. Nos groupes collectent aussi traditionnellement des tissus d’organes vitaux post-mortem, mais la procédure de prélèvement de tissus n’est pas décrite en détail dans ce protocole. Le modèle simule une agression hypoxique avec une acidose respiratoire et métabolique mixte, qui reflète la biochimie des nouveau-nés humains asphyxiés. Grâce à la surveillance étroite des porcelets avec des évaluations invasives de la pression artérielle (PA) et de la fréquence cardiaque (FC), de l’oxymétrie de pouls (PO), de l’électrocardiogramme (ECG), de la cardiographie d’impédance (ICG) et de la spectroscopie proche infrarouge (NIRS), la physiologie de l’asphyxie périnatale, avec un accent particulier sur le cœur, peut être étudiée en détail.
Le modèle est techniquement difficile, car un équilibre très fin dans les médicaments, les interventions chirurgicales et la méthode pour provoquer un arrêt cardiaque est nécessaire pour assurer un taux de survie raisonnable. La conduite des expériences nécessite une préparation minutieuse et une équipe dévouée et performante. La sélection des animaux de laboratoire semble également jouer un rôle important dans la réussite des expériences. Dans cet article, nous décrivons le protocole en détail et nos expériences avec celui-ci.
Protocol
Le protocole a été approuvé par l’Autorité norvégienne de sécurité alimentaire (approbation n° 25030), et les expériences ont été menées conformément aux réglementations européennes, norvégiennes et institutionnelles. La réplication de ce modèle nécessite l’obtention d’une approbation éthique pour les expérimentations animales conformément aux réglementations institutionnelles et nationales et de s’assurer de mener les expériences selon les trois Rs23. Tout le personnel manipulant les animaux doit être certifié avec les fonctions A, B et D conformément aux articles 23 et 24 de la directive européenne 2010/63/UE24, ou équivalent. Surveillez attentivement les animaux pendant toute l’expérience et ajustez l’anesthésie, les réglages du ventilateur, la température et le positionnement des animaux pour assurer le bien-être des animaux. Évaluer régulièrement de façon critique le modèle et son application, et l’affiner au besoin et au possible.
NOTE: Les porcelets utilisés dans cette étude étaient âgés de 12 à 36 heures, pesaient 1,7 à 2,3 kg, avaient une répartition égale selon le sexe, étaient de race mixte norvégienne, Duroc et Yorkshire, et étaient génétiquement non modifiés. Les étapes 1 et 2 du protocole comprennent l’anesthésie générale et les procédures d’échantillonnage des données qui s’appliquent tout au long de l’expérience, et les étapes 3 à 10 détaillent les procédures expérimentales, y compris la préparation des animaux, l’intervention chirurgicale, l’asphyxie jusqu’à l’arrêt cardiaque, la réanimation et l’observation post-réanimation.
1. Protocole d’anesthésie (TIME : s’applique à l’ensemble de l’expérience)
- Induire l’anesthésie avec un bolus de fentanyl IV (50 μg/kg) et de pentobarbital (15-20 mg/kg) dans un cathéter veineux périphérique dans une veine auriculaire.
MISE EN GARDE : Le fentanyl est nocif s’il est inhalé ou ingéré et irrite les yeux et la peau. C’est aussi un médicament restreint. Son approvisionnement et son utilisation devraient être surveillés et réglementés conformément à la réglementation relative aux drogues réglementées. Le pentobarbital est nocif s’il est ingéré et irrite les yeux et la peau. - Maintenir l’anesthésie avec du fentanyl IV (50 μg/kg/h) jusqu’à l’asphyxie, puis arrêter pendant l’asphyxie et rétablir à 25 μg/kg/h après le retour de la circulation spontanée (ROSC).
REMARQUE : L’anesthésie au fentanyl à forte dose utilisée dans ce modèle découle de dizaines d’années de perfectionnement du modèle dans le cadre d’un effort de collaboration impliquant des néonatologistes et des anesthésiologistes pédiatriques. L’anesthésie au fentanyl à forte dose est associée à la stabilité cardiovasculaire et hémodynamique25,26 chez les adultes humains et les nouveau-nés. Cependant, une étude chez des porcelets nouveau-nés a montré que l’utilisation du fentanyl était associée à une réduction de la HR et du débit cardiaque (CO) et à une augmentation de la pression artérielle moyenne (MAP), de la pression ventriculaire gauche terminale diastolique et de l’indice de résistance périphérique totale27. - Surveillez le bien-être du porcelet tout au long de l’expérience. Vérifiez le tonus musculaire et évaluez les signes vitaux pour vous assurer que le porcelet est bien anesthésié. Si le porcelet présente des signes de détresse, administrer du fentanyl IV ou du pentobarbital IV supplémentaire selon le jugement clinique.
2. Échantillonnage et enregistrement des données (TIME : s’applique à l’ensemble de l’expérience)
- Imprimez un formulaire d’enregistrement de caisse papier (CRF) pour chaque porcelet. Le CRF contient des informations sur le HR, la TA (y compris le MAP), la saturation en oxygène (SpO2), la saturation cérébrale régionale en oxygène (NIRS), la température, les médicaments supplémentaires fournis et les frissons.
- Sur le CRF, donnez au porcelet un numéro d’identification et notez le poids et le sexe du porcelet sur la première page.
- Faire les enregistrements toutes les 5 minutes pendant la période de stabilisation et juste avant l’induction de l’asphyxie. Après l’induction de l’asphyxie, faites le premier enregistrement après 10 min, puis toutes les 5 minutes jusqu’à l’arrêt cardiaque. Si le ROSC est atteint, effectuer les enregistrements dès que possible après le ROSC, toutes les 5 minutes pendant la première heure suivant le ROSC, puis toutes les 30 minutes pour le reste de la période d’observation.
- Sur le CRF, indiquez quand prélever les différents spécimens.
- Prélever du sang et du plasma complets au début de la stabilisation, juste avant l’induction de l’asphyxie, à l’arrêt cardiaque, au ROSC, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min et 540 min après ROSC, et à la fin de l’étude (570 min).
REMARQUE : Il est important de calculer la quantité de sang qui peut être prélevée sur chaque porcelet. Par exemple, moins de sang peut être prélevé sur des porcelets plus petits, des porcelets instables et des porcelets qui ont subi une perte de sang due à la chirurgie du cou. Il est également essentiel de surveiller l’hémoglobine (Hb) à partir de l’état acido-basique tout au long de l’expérience. Dans cette étude, les porcelets avec Hb <6 g / dL ont été exclus. - Prélever l’urine 240 min après le ROSC et à la fin de l’étude (570 min).
- Prendre l’état acido-basique au début de la stabilisation, juste avant l’induction de l’asphyxie, 10 min après l’induction de l’asphyxie, puis toutes les 5 min jusqu’à l’arrêt cardiaque. Prendre l’état acido-basique à l’arrêt cardiaque, à ROSC, 5 min, 15 min, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min et 540 min après ROSC, et à la fin de l’étude (570 min).
- Prélever le liquide céphalorachidien (LCR) à la fin de l’étude (570 min).
- Prélever du sang et du plasma complets au début de la stabilisation, juste avant l’induction de l’asphyxie, à l’arrêt cardiaque, au ROSC, 30 min, 60 min, 120 min, 240 min et 540 min après ROSC, et à la fin de l’étude (570 min).
- Prélever du sang et du plasma complets dans le cathéter artériel central.
- Prélever 2 mL de sang du cathéter artériel central dans une seringue héparinée et mettre sur le côté.
- Ensuite, prélevez 2,5 mL de sang dans une nouvelle seringue héparinisée. Placer 0,5 mL du dernier sang entier prélevé dans un tube à microcentrifugation et congeler dans de l’azote liquide.
- Placer les 2 ml restants dans un flacon d’EDTA de taille appropriée et centrifuger à 1 700 x g à 4 °C pendant 10 min. Pipeter le plasma (qui se sépare de la couche leucocytaire et des érythrocytes comme couche supérieure) dans des tubes de microcentrifugation et congeler dans de l’azote liquide.
- Prélever 0,2 mL de sang supplémentaire du cathéter artériel central dans une nouvelle seringue héparinisée. Placez la seringue dans la machine acido-basique (voir le tableau des matériaux) et remplissez les informations pertinentes (l’ID, le point temporel et la température du porcelet).
- Repoussez le sang prélevé dans la première seringue héparinée dans le cathéter artériel. Rincer le cathéter artériel avec une solution saline normale héparinée pour s’assurer que tout le sang est renvoyé dans la circulation du porcelet.
- Recueillir l’urine par aspiration sus-pubienne de l’urine.
- Localisez les points de repère : la zone située entre les troisièmes et deuxièmes paires de mamelons les plus basses, à environ 2 cm sous l’ombilic et quelques millimètres latéralement à la ligne médiane.
- Utilisez une seringue de 10 mL avec une canule de 23 G. Avancer la canule verticalement d’environ 1 cm et aspirer jusqu’à ce que la seringue se remplisse d’urine. Mettez l’urine dans un tube cryogénique et congelez-la dans de l’azote liquide.
- Recueillir le LCR par une ponction lombaire.
- Placez le porcelet sur le côté et tirez les membres postérieurs vers la poitrine. Localisez les repères: entre les étiquettes vertébrales au niveau de la crête iliaque du porcelet.
- Avancer une canule de 21 G légèrement crânienne entre les étiquettes vertébrales jusqu’à ce que le LCR émerge. Mettez le LCR dans des tubes à microcentrifugeuses et congelez-le dans de l’azote liquide.
- Recueillir des données ECG et artérielles invasives (voir les étapes 6 et 7) à l’aide d’un logiciel d’acquisition et d’analyse de données (voir le tableau des matériaux). Effectuez NIRS (voir étape 7) avec une machine NIRS disponible dans le commerce (voir Tableau des matériaux).
3. Préparation (TEMPS: semaines à mois, aussi longtemps que nécessaire)
- Obtenir l’approbation éthique pour les expériences sur les animaux.
- Contactez un agriculteur et organisez la sélection des porcelets (âge: 12-36 h, répartition égale entre les sexes, poids: 1,7-2,3 kg), date de livraison et dispositions de transport.
REMARQUE : La sélection de porcelets de la même race (dans cette étude, un mélange de Landrace norvégienne, de Duroc et de Yorkshire) et de la même ferme, idéalement de la même portée et dans une tranche d’âge étroite, est importante pour réduire la variance biologique et physiologique. - Assurez-vous que le personnel est disponible à la ou aux dates fixées.
- Vérifiez que tout le matériel nécessaire est disponible et que tous les instruments et outils d’observation fonctionnent. Vérifiez la date de péremption du gaz d’asphyxie (8% O2, 92%N2) et qu’il n’est pas vide.
- Installez le laboratoire et tout l’équipement afin qu’il soit prêt pour la réception des porcelets. Calibrer tout l’équipement nécessaire.
- Effectuer une estimation de la taille de l’échantillon dans le cas d’un essai contrôlé randomisé et préparer la randomisation des porcelets.
4. Accueil des porcelets (TEMPS: de 10 min à 2 h, selon le nombre de porcelets)
- Organiser le transport des porcelets domestiques de la ferme à l’établissement chirurgical le jour des expériences. Couvrir le « plancher » du récipient avec de fines copeaux de bois et des bouillottes pour maintenir la température des porcelets. Faites des trous de bavure dans le récipient pour assurer la circulation de l’air.
- Obtenez de l’agriculteur des informations sur l’âge et le poids des porcelets. Vérifiez leur poids à l’arrivée.
- Mesurer la SpO2 et la FC en plaçant une sonde d’oxymètre de pouls (PO) (voir le tableau des matériaux) sur le membre postérieur du porcelet pendant que le porcelet est calme et à l’aise dans le conteneur.
- Préparez tous les instruments et allumez le chauffage sur les matelas chauffants électriques sur la table d’opération.
- Laissez les porcelets reposer dans le récipient jusqu’à ce que tous les membres de l’équipe soient prêts pour l’induction de l’anesthésie et de l’intervention chirurgicale.
5. Induction de l’anesthésie, de l’intubation et de la ventilation mécanique (TEMPS: 15 min)
- Préparer l’équipement pour l’accès IV et l’intubation.
- Appliquer la sonde PO sur un membre postérieur pour le suivi de l’oxygénation et de la FC lors de l’induction de l’anesthésie et de l’intubation.
- Assurez-vous que la personne tient le porcelet emmailloté immobile et calme. Assurez-vous que la personne deux insère un cathéter intraveineux périphérique dans une veine auriculaire. Rincer le cathéter avec environ 1 mL de solution saline normale pour confirmer la mise en place. Fixez le cathéter avec du ruban adhésif.
- Injecter une dose en bolus de fentanyl et de pentobarbital dans la veine de l’oreille (comme décrit à l’étape 1.1). Rincer le cathéter avec 1 mL de solution saline normale. Vérifiez que le porcelet est anesthésié en évaluant les réflexes de retrait.
- Assurez-vous que la personne place le porcelet en décubitus dorsal. Ouvrez la bouche et retirez la langue avec un tampon de gaze de 10 cm x 10 cm. Gardez le larynx en ligne droite.
- Assurez-vous que la deuxième personne utilise le laryngoscope (voir le tableau des matériaux) pour soulever la langue. Faites avancer le laryngoscope pour soulever l’épiglotte et visualiser les cordes vocales. Faire avancer le tube endotrachéal (ETT, voir le tableau des matériaux) à travers les cordes vocales.
REMARQUE: L’utilisation d’un ETT à brassard peut rendre l’avancement de l’ETT à travers les cordes vocales plus difficile. Si l’intubation est difficile, il est particulièrement important de surveiller les signes vitaux du porcelet. Si les signes vitaux tombent, placez un masque sur le museau du porcelet, connectez le masque à un sac autogonflant et ventilez manuellement le porcelet jusqu’à ce que les signes vitaux se normalisent. Ensuite, essayez à nouveau d’intuber. Si c’est encore difficile, envisagez de donner une dose supplémentaire de pentobarbital. Dans de rares cas (par ex. anomalie des voies respiratoires supérieures), une trachéostomie devrait être effectuée. Cependant, avec un personnel expérimenté, l’intubation est généralement facile à réaliser. - Connectez l’ETT à un sac autogonflant (voir le tableau des matériaux) et démarrez la ventilation manuelle.
- Confirmer le placement correct de l’ETT par 1) élévation thoracique bilatérale et symétrique lors de la ventilation, 2) bruits respiratoires bilatéraux et symétriques sur les champs pulmonaires sans bruit d’entrée d’air au-dessus de l’épigastre, 3) réponses SpO2 et HR, et 4) condensation à l’intérieur de l’ETT. Le CO2 expiré pourrait également être mesuré (semi)quantitativement en cas de doute.
- Gonflez le brassard ETT. Fixez l’ETT à une profondeur de 12-13 cm (pour un porcelet de 2 kg) avec du ruban qui a été fendu longitudinalement en deux. Drapez le ruban autour de la partie de l’ETT immédiatement distale jusqu’aux dents de devant et continuez autour du museau.
- Continuez à ventiler manuellement le porcelet jusqu’à ce qu’il soit transféré sur la table d’intervention chirurgicale où il est relié à un ventilateur mécanique. Sur la table, connectez l’ETT au ventilateur mécanique (voir le tableau des matériaux) avec les réglages suivants : P Insp = 15-20 cm H 2 O, Peep= 5,0 cm H2O, Flow Insp = 8,0 L/min, Fréquence = 30 bpm et TInsp = 0,34 s.
REMARQUE : Si le porcelet a une SpO 2 <90 %,l’P Insp et la fréquence peuvent être augmentées jusqu’à ce que la SpO2 soit de ≥90 %. L’oxygène supplémentaire pourrait être utilisé si le protocole de réanimation n’implique pas la comparaison de différentes FiO2. - Placez un thermomètre rectal et fixez-le avec du ruban chirurgical autour de la queue du porcelet.
- Maintenez la température du porcelet (38,5-39,0 °C) avec des couvertures/serviettes chaudes drapées autour du porcelet comme un nid, en ajustant la température du matelas chauffant sous le porcelet et/ou en remplissant les gants en caoutchouc/latex avec de l’eau chaude du robinet et en les plaçant dans les serviettes entourant le porcelet. Surveillez la température du porcelet pendant l’intervention chirurgicale et effectuez des mesures de stabilisation de la température au besoin.
6. Intervention chirurgicale (TEMPS: 20 min)
- Préparez tout l’équipement nécessaire et remplissez tous les cathéters avec une solution saline normale (Figure 1). Notez l’heure à laquelle l’intervention chirurgicale commence sur le CRF.
- Stériliser la peau du porcelet anesthésié avec 5 mg/mL de chlorhexidine colorée à l’aide de 3 à 5 éponges chirurgicales.
- Faites une incision cutanée de 2,5 cm de long sur le côté droit du cou du porcelet à l’aide d’un scalpel.
- Utilisez des enrouleurs de paupières pour rétracter la peau des deux côtés de l’incision.
- Utilisez des pinces artérielles pour disséquer et exposer la veine jugulaire interne (Figure 2).
- Placez deux fils de suture en nylon 3-0 sous la veine jugulaire pour la maintenir stable.
- Tenez l’une des sutures dans une main et le cathéter veineux central dans l’autre (figure 3). Insérez le cathéter veineux central et retirez l’aiguille.
- Attachez l’un des fils de suture utilisés pour maintenir la veine autour de la veine (et du cathéter) dans la zone où se trouve le cathéter à l’intérieur de la veine (figure 4).
REMARQUE: Assurez-vous que la suture de maintien n’est pas trop serrée autour du cathéter et que le nœud est proximal à l’extrémité distale du cathéter. - Rincer avec 1 mL de solution saline normale pour confirmer le placement correct du cathéter.
- Fermez la peau avec des sutures 4-0 résorbables.
- Connectez le fentanyl à 50 μg/kg/h et une solution équilibrée d’hydrates de carbone et d’électrolytes (10 mg/mL de glucose, voir le tableau des matériaux) au cathéter veineux central.
- Faites une incision cutanée de 2,5 cm de long sur le côté gauche du cou du porcelet à l’aide d’un scalpel. Faites l’incision légèrement plus médiale que l’incision sur le côté droit du cou.
- Utilisez des enrouleurs de paupières pour rétracter la peau des deux côtés de l’incision.
- Ensuite, utilisez des pinces artérielles pour disséquer et exposer l’artère carotide commune (médiale au muscle sternocléidomastoïdien).
- Placez deux fils de suture en nylon 3-0 sous l’artère carotide commune pour la maintenir stable.
- Tenez l’une des sutures dans une main et le cathéter artériel central dans l’autre. Insérez le cathéter artériel central et retirez l’aiguille.
- Attachez l’un des fils de suture qui a été utilisé pour maintenir l’artère autour de l’artère (et le cathéter) dans la zone où le cathéter est à l’intérieur de l’artère.
REMARQUE: Assurez-vous que la suture de maintien n’est pas trop serrée autour du cathéter et que le nœud est proximal à l’extrémité distale du cathéter. - Rincer avec 1 mL de solution saline normale pour confirmer le placement correct du cathéter.
- Utilisez des sutures 4-0 résorbables pour fixer les ailes du cathéter à la peau et fermer la peau.
- Connectez-vous à la surveillance artérielle invasive de la PA (voir le tableau des matériaux) et commencez à enregistrer à l’aide du logiciel d’acquisition et d’analyse des données.
REMARQUE: Assurez-vous que le transducteur de PA artérielle invasive est étalonné au niveau du cœur pour obtenir des lectures correctes de PA. - Couvrir avec un pansement transparent. Maintenant, le cathéter artériel central est en place.
- Notez sur le CRF l’heure à laquelle la chirurgie a pris fin.
7. Stabilisation (TEMPS: Minimum 1 h, mais aussi longtemps que nécessaire pour stabiliser le porcelet après la chirurgie et pour que le personnel se prépare à l’induction de l’asphyxie)
- Connectez le porcelet à l’équipement de surveillance ECG (voir le tableau des matériaux).
- Rasez et enlevez les poils au besoin avant de placer les électrodes. Placez deux électrodes de chaque côté du thorax - sur le côté médial de chaque membre supérieur. Placez la troisième électrode sur le côté gauche de l’ombilic.
- Connectez les fils aux électrodes et commencez à enregistrer à l’aide du logiciel d’acquisition et d’analyse de données.
- Connecter le porcelet à un dispositif non invasif de surveillance du CO (voir le tableau des matières).
- Rasez et enlevez les poils au besoin avant de placer les électrodes (voir le tableau des matériaux). Placez la première électrode sur le dessus de la tête du porcelet, juste derrière les yeux, la deuxième sur le côté gauche du cou, la troisième sur le côté gauche de l’abdomen, midaxillaire au niveau de l’ombilic et la quatrième électrode sur la cuisse gauche.
- Remplissez les informations pertinentes sur l’appareil et commencez l’enregistrement. En raison de la mémoire interne limitée, ajustez la fréquence d’échantillonnage en fonction de la durée de l’expérience.
- Connectez le porcelet à la surveillance NIRS.
- Rasez et enlevez les poils au besoin avant de placer les électrodes. Placez les électrodes NIRS (voir le tableau des matériaux) sur le dessus de la tête du porcelet, derrière l’électrode de CO non invasive, et fixez-les avec du ruban adhésif non transparent pour les protéger de la lumière.
- Connectez le porcelet à un équipement de surveillance supplémentaire, s’il y a lieu, et effectuez une échocardiographie si cela fait partie du protocole expérimental.
- Placez le porcelet dans une position confortable, de préférence couchée.
- Effectuer les mesures et les enregistrements, et enregistrer sur le CRF pendant la période de stabilisation (voir l’étape 2).
- Observez le porcelet en ce qui concerne la température, SpO2, HR, BP et frissons pendant la période de stabilisation. Ajustez les réglages du ventilateur mécanique et la température du porcelet, et donnez une anesthésie supplémentaire au besoin.
8. Induction de l’asphyxie et de l’arrêt cardiaque (TEMPS: 15-60 min, varie selon les porcelets)
REMARQUE : Tous les membres du personnel impliqués doivent connaître leur rôle avant de déclencher l’asphyxie.
- Décidez d’un moment pour commencer l’asphyxie (en fonction de la durée de stabilisation et de la disponibilité du personnel) et notez-le sur le CRF.
- Notez les mesures physiologiques du porcelet sur le CRF et prélevez des échantillons de sang juste avant l’induction de l’asphyxie.
- Arrêtez le fentanyl IV juste avant le début de l’asphyxie.
- Pour démarrer l’asphyxie, tournez le cadran d’oxygène du ventilateur mécanique à 100 % et basculez le tuyau d’oxygène du ventilateur sur le gaz d’asphyxie (8 % O2, 92 %N2).
- Réduire le taux de ventilation de 10 gonflages/min.
- Assurez-vous que le SpO2 du porcelet tombe pour vous assurer que l’induction est réussie.
- Après 10 minutes d’asphyxie, réduisez le taux de ventilation de 10 gonflements supplémentaires / min.
- Après 10 minutes d’asphyxie, puis toutes les 5 minutes, prenez l’état acido-basique et notez les mesures physiologiques du porcelet sur le CRF. Continuez jusqu’à l’arrêt cardiaque.
- Après 20 minutes d’asphyxie, réduisez le taux de ventilation de 10 gonflements supplémentaires / min.
- Après 30 min d’asphyxie, serrez l’ETT avec une pince artérielle.
- Lorsque le MAP descend en dessous de 20 mm Hg, commencez l’auscultation continue du cœur.
REMARQUE: L’arrêt cardiaque est défini comme un rythme cardiaque non audible par auscultation et / ou la perte de pulsation de la ligne artérielle. Notez qu’une activité électrique sans impulsion (PEA) sur l’ECG peut se produire. - Assurez-vous que cette personne ausculte le cœur. Appelez à haute voix lorsque le rythme cardiaque n’est plus audible (arrêt cardiaque) tout en retirant la pince ETT. Assurez-vous que la deuxième personne remet le tuyau d’asphyxie du ventilateur à la sortie d’oxygène. Notez l’heure de l’arrêt cardiaque sur le CRF et démarrez une minuterie.
- Définissez la FiO 2 comme assigné par le protocole (dans cette étude, les porcelets ont été randomisés pour recevoir une FiO2 de 0,21 ou 1,0). Réglez les réglages du ventilateur comme suit : P Insp = 30 cm H 2 O, Peep = 5,0 cmH2O, Flow Insp = 8,0 L/min, Fréquence = 40 bpm et TInsp = 0,34 s.
- Prélever des échantillons de sang au point temporel d’arrêt cardiaque, comme décrit à l’étape 2.5.
9. Réanimation cardiorespiratoire (RCR) (DURÉE : 0-15 min)
REMARQUE : La RCR peut être pratiquée conformément aux lignes directrices28 du Comité international de liaison sur la réanimation (ILCOR), avec un rapport compression/ventilation thoracique de 3:1 ou différents rapports de compressions thoraciques à ventilations selon l’objectif de l’étude.
- Si vous utilisez la RCR 3:1 recommandée par ILCOR, procédez comme suit.
- Aérer mécaniquement le porcelet pendant 30 s après un arrêt cardiaque. Ensuite, commencez les compressions thoraciques et visez un rapport de compression thoracique / ventilation de 3: 1.
REMARQUE : Comme le ventilateur effectue les ventilations et non une personne, les compressions thoraciques et les ventilations peuvent parfois être simultanées ou non coordonnées. - Comprimez la poitrine à une profondeur de 1/3 du diamètre antéropostérieur thoracique, laissez le recul thoracique complet de la poitrine et utilisez la technique des mains encerclant les deux pouces. Viser à générer une pression artérielle systolique ≥20 mm Hg.
- Administrer de l’adrénaline (0,02-0,03 mg / kg) IV après 30 s de compressions thoraciques, puis toutes les 3 minutes de RCR (maximum quatre doses). Rincer avec 1 mL de solution saline normale après chaque administration d’adrénaline.
- Aérer mécaniquement le porcelet pendant 30 s après un arrêt cardiaque. Ensuite, commencez les compressions thoraciques et visez un rapport de compression thoracique / ventilation de 3: 1.
- Déterminer ROSC en observant les tracés artériels de la PA et l’ECG, et confirmer par auscultation cardiaque. La définition de ROSC est une RH stable et non assistée ≥100 bpm.
- Poursuivre les efforts de réanimation jusqu’au ROSC ou pendant un maximum de 15 min. Si la RCR échoue dans les 15 minutes, arrêtez les efforts de réanimation, indiquez l’heure du décès et inscrivez-la sur le CRC.
- Si les efforts de réanimation sont couronnés de succès, notez sur le CRF le temps du ROSC, la durée de la RCR en secondes et le nombre de doses d’adrénaline administrées.
- Prélever des échantillons de sang et des enregistrements CRF dès que possible après le ROSC et poursuivre les enregistrements comme décrit à l’étape 2 pendant 9,5 heures (570 min) supplémentaires.
10. Observation post-ROSC (DURÉE : 9,5 h)
- Rétablir la perfusion IV de fentanyl, initialement à 25 μg/kg/h, et titrer en fonction des effets cliniques et des exigences.
NOTE: Pendant et après l’asphyxie, le taux métabolique est réduit, d’où la dose plus faible de fentanyl IV. Cependant, certains porcelets peuvent avoir besoin de débits de perfusion plus élevés et, par conséquent, il est important d’observer les signes vitaux et les réflexes du porcelet. - Surveillez attentivement le porcelet pendant 9,5 h. Ajuster les réglages du ventilateur mécanique au besoin pour maintenir le SpO 2 ≥90 % et maintenir la normocapnie (pression partielle de CO 2 (pCO 2) ajustée en température de 5 à 7,5 kPa).
- Maintenez la température du porcelet entre 38,5 et 39,0 °C et prenez les mesures de correction de température indiquées.
REMARQUE: Les porcelets ont tendance à devenir hypothermiques pendant et après l’asphyxie. - Prélever des échantillons et des enregistrements de CRF à des moments prédéterminés dictés par le CRF (étape 2).
- À 9,5 h d’observation post-ROC, euthanasier le porcelet (étape 11).
REMARQUE : Certains porcelets pourraient ne pas survivre aux 9,5 heures d’observation post-ROC. Si le porcelet montre des signes de détresse importante et une aggravation de l’état, pratiquez l’euthanasie plus tôt.
11. Euthanasie (DURÉE : 10 min)
- Préparez la table de dissection avec l’équipement chirurgical nécessaire, des flacons pour stocker les échantillons de tissus et de l’azote liquide pour congeler les échantillons.
- Prélever les échantillons de fin d’étude (570 min) comme décrit à l’étape 2.
- Administrer 150 mg/kg de pentobarbital par voie intraveineuse. Effectuer la dissection, placer les échantillons d’organes dans des tubes cryogéniques marqués et congeler dans de l’azote liquide. Conservez une moitié de cerveau dans du formol si vous le souhaitez.
- Placer les échantillons de l’expérience (échantillons complets de sang, de plasma, d’urine, de LCR et d’organes) dans un congélateur à −80 °C ou les conserver d’une autre manière selon les analyses prévues.
Figure 1 : Table stérile avec outils chirurgicaux. Les outils chirurgicaux sont préparés et stockés sur une table stérile avant le début de la chirurgie du cou. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Veine jugulaire interne. La veine jugulaire interne après avoir été disséquée libre et exposée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Ill. 3 : Insertion du cathéter veineux central. Les fils de suture sont maintenus juste avant l’insertion du cathéter veineux central. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Ill. 4 : Sutures pour fixer le cathéter veineux central. Les sutures sont attachées autour de la veine (et du cathéter) pour fixer le cathéter à l’intérieur de la veine. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Representative Results
Une fois les porcelets instrumentés et stabilisés, les mesures ECG et PA sont collectées en continu à l’aide d’un logiciel d’acquisition et d’analyse de données. Les changements hémodynamiques pendant l’asphyxie peuvent facilement être vus dans le logiciel (Figure 5). La PA diminue progressivement pendant l’asphyxie jusqu’à l’arrêt cardiaque lorsque la PA = 0. Une fois le ROSC atteint, la PA augmente, puis après un certain temps, elle se normalise à nouveau. Les données de PA et d’ECG peuvent être utilisées pour différents types d’analyses, par exemple, le calcul de la pression de perfusion coronaire pendant la RCP et les changements du rythme et de la morphologie de la PA et de l’ECG avant, pendant et/ou après l’asphyxie.
Le volume et l’indice cardiaque de l’AVC sont surveillés en permanence à l’aide de la cardiographie d’impédance (une mesure non invasive du débit cardiaque)21. Pour étudier les lésions cardiaques, les marqueurs myocardiques du stress oxydatif et du métabolisme anaérobie sont mesurés19. De plus, les enzymes cardiaques, y compris la troponine T cardiaque, peuvent être mesurées dans le plasma (résultats non encore publiés).
L’asphyxie modifie la physiologie du porcelet. La figure 6 montre un exemple de la façon dont HR (Figure 6A), MAP (Figure 6B), pH (Figure 6C), pCO2 (Figure 6D), excès de base (Figure 6E) et lactate (Figure 6F) changent tout au long de l’expérience. Comme prévu, le MAP, le pH et l’excès de base diminuent pendant l’asphyxie, tandis que le pCO2 et le lactate augmentent (acidose respiratoire et métabolique mixte). Vers la fin de l’expérience, les valeurs se normalisent.
Historiquement, les expériences ont été réalisées avec des porcelets trachéotomisés 11,13,15,16,19 (c.-à-d. avec des voies respiratoires sans fuite). Pour limiter le stress chirurgical, les porcelets ont été intubés par endotrachéale avec des ETT non menottés dans des expériences à partir de 2019. Dans ces expériences,21, des taux de ROSC nettement plus faibles ont été observés. Ainsi, dans des expériences récentes, nous avons comparé les taux de ROSC en utilisant des ETT non menottés par rapport aux ETT menottés. Lors de l’utilisation d’ETT non menottés, 7 porcelets sur 19 ont atteint un ROSC, et lors de l’utilisation d’ETT menottés, 5/5 porcelets ont atteint ROSC (p = 0,012) (résultats non publiés). Cette constatation confirme l’importance d’une voie respiratoire sans fuite dans ce modèle.
Figure 5 : Échantillonnage continu des données à l’aide du logiciel d’acquisition et d’analyse des données. Un exemple de l’aspect de l’échantillonnage continu des données dans le logiciel d’acquisition et d’analyse de données. (A) PA pour l’ensemble de l’expérience. (B) Complexes battement à battement de BP et ECG. Différentes parties de l’expérience sont indiquées dans le panneau (A): 1) début de l’asphyxie, 2) arrêt cardiaque et RCR, 3) ROSC. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Changements dans les variables cardiovasculaires et métaboliques tout au long de l’expérience. Une démonstration de la façon dont les différentes variables changent tout au long de l’expérience. Les six points temporels indiqués sont les suivants : juste avant le début de l’hypoxie (ligne de base), 10 min d’hypoxie, arrêt cardiaque, ROSC, 120 min après ROSC et la fin de l’étude (570 min après ROSC). (A) fréquence cardiaque (FC), (B) pression artérielle moyenne (MAP), (C) pH, (D) pression partielle de CO 2 (pCO2), (E) excès de base et (F) lactate. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Discussion
Ce modèle de porcelet prend beaucoup de temps et est techniquement difficile, avec plusieurs étapes critiques. Un équilibre délicat dans les médicaments, les interventions chirurgicales et la méthode pour provoquer un arrêt cardiaque est nécessaire pour assurer un taux de survie raisonnable. Comme le protocole est d’une durée relativement longue et comprend plusieurs étapes critiques, la réalisation des expériences nécessite une préparation minutieuse et une équipe dévouée et fonctionnelle, et les expériences doivent être menées dans des installations qui ont de l’expérience dans la recherche sur les grands animaux. Nos équipes de recherche ont réalisé des expériences sur un à trois porcelets en parallèle. Il est recommandé d’avoir au moins deux personnes présentes en tout temps pendant les expériences et au moins trois personnes si les expériences doivent être menées avec trois porcelets en même temps.
Les parties particulièrement critiques et techniquement difficiles des expériences sont les suivantes : 1) s’assurer que tout l’équipement fonctionne et que tous les outils d’échantillonnage des données sont disponibles, fonctionnels et étalonnés; 2) une ventilation mécanique bonne et satisfaisante, en particulier avant l’asphyxie et pendant la RCR; 3) intervention chirurgicale; 4) l’induction de l’asphyxie; 5) vérifier l’arrêt cardiaque; 6) RCR; et 7) l’échantillonnage des échantillons, en particulier à des moments critiques comme l’arrêt cardiaque et les ROSC. Les étapes les plus critiques du protocole sont l’induction de l’asphyxie et la constatation de l’arrêt cardiaque. Dans les premières expériences, du CO2 a été ajouté au gaz d’asphyxie pour imiter étroitement l’acidose respiratoire et métabolique mixte de l’asphyxie périnatale 10,11,13,14,15,16,20. Cependant, dans des expériences ultérieures 7,21,22 où le gaz CO2 n’était pas disponible, la réduction du taux de ventilation mécanique suivie du clampage de l’ETT après 20-30 min a également été observée pour entraîner une acidose respiratoire et métabolique mixte. Des niveaux élevés de CO2 à l’arrêt cardiaque sont non seulement importants pour imiter la situation clinique, mais peuvent également influencer les ROSC. La raison en est peut-être que l’arrêt cardiaque semble se produire à un pH spécifique et que le pH dépend à la fois du lactate et du CO2. Étant donné que l’hypercapnie est plus facilement inversée que l’acidose lactique, l’acidose principalement respiratoire par rapport à l’acidose métabolique peut déterminer la rapidité avec laquelle les porcelets se remettent de l’asphyxie. D’autres modèles d’asphyxie périnatale ou d’EHI chez les porcelets commencent souvent la réoxygénation/réanimation avant l’arrêt cardiaque, généralement en fonction des valeurs MAP ou de la durée de l’asphyxie (p. ex. 45 min d’asphyxie 29, 2h d’asphyxie 30, MAP de 20 mmHg 31, MAP de 30-35 mmHg 30, MAP de 70 % sous la valeur initiale29,32). L’avantage de ce modèle est qu’en induisant un arrêt cardiaque, il est possible d’étudier la RCR néonatale et d’échantillonner des données avant, pendant et juste après l’arrêt cardiaque. Notamment, la découverte fortuite qu’une fraction importante de porcelets ont PEA 7,33 pendant un arrêt cardiaque peut augmenter l’applicabilité du modèle au-delà du domaine de la périnatalogie 34.
Au fil des ans, le modèle a été affiné afin de minimiser l’exposition des porcelets aux sédatifs et aux interventions chirurgicales et d’améliorer l’échantillonnage et l’enregistrement des données. Les protocoles antérieurs 10,11,13,14,15,16,20 incluaient l’induction de l’anesthésie avec le sévoflurane. Cela a maintenant été abandonné, car le protocole actuel consiste à établir directement l’accès IV par une veine de l’oreille et des médicaments intraveineux. Cela est possible car la détresse du porcelet est évitée simplement en emmaillotant le porcelet dans une serviette avant l’insertion du cathéter intraveineux périphérique par un prestataire qualifié. Le midazolam a également été utilisé dans les premiers protocoles expérimentaux; cependant, l’évaluation subjective du chercheur (R.S.) qui a effectué la grande majorité des autopsies était que le cerveau était dans un état pire lors de l’autopsie si le midazolam était utilisé en perfusion continue. Par conséquent, nous n’utilisons plus que le fentanyl IV pour maintenir l’anesthésie. Le midazolam peut être utilisé en bolus si le porcelet présente des signes de détresse et si le fentanyl et/ou le pentobarbital ne montrent aucun effet; Cependant, nous n’avons presque jamais eu à l’administrer.
En termes d’autres raffinements, dans des expériences précédentes, les porcelets ont été trachéotomisés avec un tube endotrachéal étroitement sécurisé placé à travers une incision sous-glottique. Cette procédure fournit une voie respiratoire sans fuite, mais provoque un stress chirurgical pour le porcelet. D’autre part, en raison des voies respiratoires supérieures plus grandes du porcelet, l’intubation endotrachéale est associée à des fuites importantes lors de l’utilisation d’ETT non menottés. Par conséquent, nous avons commencé à utiliser des ETT à menottes, ce qui a entraîné une fuite nulle et des taux ROSC significativement plus élevés, comparables aux expériences avec des porcelets trachéotomisés. En outre, certains ajustements ont été apportés en ce qui concerne l’échantillonnage des données. Certaines des expériences précédentes 7,19,22,33,35,36 impliquaient l’utilisation d’une sonde d’écoulement placée autour de l’artère carotide commune gauche. Cette sonde d’écoulement n’a pas été facilement disponible dans notre institut d’Oslo au cours des dernières années. Notre laboratoire d’Edmonton utilise toujours une sonde d’écoulement carotidien, et son utilisation pourrait fournir des données hémodynamiques supplémentaires précieuses au modèle. Quelques expériences antérieures impliquaient également l’utilisation d’un cathéter pression-volume placé dans le ventricule gauche en le faisant avancer à travers l’une des carotides. L’administration de compressions thoraciques a confondu les enregistrements du cathéter de pression et de volume et, dans certains cas, a même causé une défaillance et une rupture du cathéter. Ainsi, son utilisation a été abandonnée dans le modèle d’arrestation. Récemment, des moniteurs de CO non invasifs ont été ajoutés au protocole, et nous nous concentrons sur l’optimisation des signaux ECG lors d’un arrêt cardiaque et de la RCR, car ils pourraient fournir des informations précieuses sur la morphologie de l’ECG et le PEA. Enfin, le temps d’observation post-ROSC a été prolongé de 4 h à 9,5 h, car 4 h est trop court pour pouvoir détecter les changements histopathologiques, la mort cellulaire et les changements dans certains biomarqueurs.
L’une des limites les plus importantes de ce modèle, et de l’utilisation des porcelets en général comme modèle translationnel, est que, contrairement à la RCR en salle d’accouchement, la transition cardio-pulmonaire postnatale a déjà eu lieu chez les porcelets. Il est improbable que les porcelets aient des shunts cardiovasculaires fœtaux ouverts et des pressions pulmonaires élevées, comme ce serait le cas chez un nouveau-né asphyxié. Bien qu’une étude de Fugelseth et coll.37, qui utilisait une version antérieure de ce modèle d’asphyxie chez les porcelets (et non d’arrêt cardiaque), ait montré que les shunts vasculaires sont susceptibles de se rouvrir chez les porcelets pendant l’asphyxie, leurs réponses à la ventilation et au soutien hémodynamique peuvent différer. Par conséquent, les mesures physiologiques ne sont pas toujours représentatives d’un nouveau-né humain en transition. Certaines différences anatomiques entre les porcelets et les nouveau-nés sont également présentes, telles que les voies respiratoires supérieures plus grandes chez les porcelets, qui provoquent des fuites ETT (ce qui signifie qu’il est important d’utiliser des ETT à menottes) et une température basale plus élevée.
Malgré ces limites, il existe une longue tradition dans la communauté mondiale de recherche d’utiliser les porcelets comme modèle translationnel pour l’asphyxie périnatale. Le porc est semblable à l’homme en termes d’anatomie, de physiologie, d’histologie, de biochimie et d’inflammation38, et à part un poids de naissance inférieur à terme (1,5-2,5 kg), le porcelet nouveau-né a une taille assez similaire à celle du nouveau-né humain. La taille et l’anatomie permettent l’instrumentation, la surveillance, l’imagerie et la collecte de spécimens biologiques comparables au nouveau-né humain. Ce modèle permet également des études de réanimation, car les compressions thoraciques sont relativement faciles à effectuer de la même manière que chez les nouveau-nés humains, et les porcs ont une anatomie et une physiologie cardiaques semblables à celles des humains39, y compris la distribution du sang coronaire, l’apport sanguin au système de conduction, l’aspect histologique du myocarde et les réponses biochimiques et métaboliques aux lésions ischémiques40. Un autre facteur important est que le porcelet nouveau-né a un développement cérébral périnatal comparable à celui du nouveau-né humain41, et l’asphyxie entraîne une réponse biochimique avec hypercapnie et acidose respiratoire et métabolique mixte, qui ressemble à celle du nouveau-né asphyxié.
Pour conclure, ce modèle d’asphyxie périnatale est techniquement difficile et prend beaucoup de temps. Cependant, il fournit des informations précieuses sur les changements physiologiques et hémodynamiques pendant l’asphyxie périnatale, permet des études de réanimation néonatale et fournit des informations précieuses sur les changements physiologiques avant, pendant et après un arrêt cardiaque, qui pourraient également intéresser d’autres domaines de recherche en médecine en dehors de la périnatologie.
Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts pertinent à divulguer dans le cadre de cet article.
Acknowledgments
Nous tenons à remercier tous les chercheurs et chercheurs qui ont aidé à établir, à développer et à peaufiner ce modèle de porcelet d’asphyxie périnatale et d’arrêt cardiaque dans nos installations. Nous tenons à remercier le personnel des installations de recherche animale de l’Institut de recherche chirurgicale et de l’Institut de médecine comparée de l’Université d’Oslo, en Norvège, et les techniciens de recherche de l’Université de l’Alberta, à Edmonton, au Canada, pour leur collaboration au fil des ans. Nous remercions le programme de recherche des étudiants en médecine de l’Université d’Oslo, le Conseil norvégien de la recherche et la Société norvégienne des SMSN et de la mortinaissance pour le soutien économique apporté à cette publication.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acid-base machine (ABL 800 Flex) | Radiometer Medical ApS, Brønshøj, Denmark | 989-963 | |
| AcqKnowledge 4.0 software for PC | Biopac Systems Inc., Goleta, CA, USA | ACK100W | |
| Adhesive aperture drape | OneMed Group Oy, Helsinki, Finland | 1505-01 | |
| Adrenaline (1 mg/mL) | Takeda AS, Asker, Norway | Vnr 00 58 50 | Dilute 1:10 in normal saline to 0.1 mg/mL |
| Arterial cannula 20 G 1,10 mm x 45 mm | Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden | 682245 | |
| Arterial forceps | Any | ||
| Asphyxia gas, 8% oxygen in nitrogen | Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway | 110093 | |
| Benelyte, 500 mL | Fresenius Kabi, Norge AS, Halden, Norway | 79011 | |
| Biopac ECG and invasive blood pressure modules, Model MP 150 | Biopac Systems Inc., Goleta, CA 93117, USA | ECG100C, MP150WSW | |
| Box of cardboard for sample storage | Syhehuspartner HF, Oslo, Norway | 2000076 | |
| Cannula , 23G x 1 1/4"- Nr.14 | Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain | 300700 | |
| Cannula, 18G x 2" | Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain | 301900 | |
| Cannula, 21G x 1 1/2"- Nr.2 | Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain | 304432 | |
| Centrifuge (Megafuge 1.0R) | Heraeus instruments, Kendro Laboratory Products GmbH, Hanau, Germany | 75003060 | |
| Chlorhexidin colored 5 mg/mL | Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway | 00 73 24 | |
| Combi-Stopper | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4495101 | |
| CRF form | Self-made | ||
| Desmarres eyelid retractor 13 cm x 18 mm | Any | ||
| Digital Thermometer ama-digit ad 15 th | Amarell, Kreuzwertheim, Germany | 9243101 | |
| ECG electrodes, Skintact | Leonhard Lang, Innsbruck, Austria | FS-TC1 /10 | |
| Electric heating mattress | Any | ||
| Extension set | Codan Medizinische Geräte GmbH & Co KG, Lensahn, Germany | 71.4021 | |
| Fentanyl (50 µg/mL) | Hameln, Saksa, Germany | 00 70 16 | |
| Fine wood chips | Any | ||
| Finnpipette F1, 100-1000 µL | VWR, PA, USA | 613-5550 | |
| Fully equipped surgical room | |||
| Gas hose | Any | ||
| Gauze swabs 5 cm x 5 cm | Bastos Viegas,.a., Penafiel, Portugal | ||
| Heparin, heparinnatium 5000 IE/a.e./mL | LEO Pharma AS, Ballerup, Denmark | 46 43 27 | |
| HighClean Nonwoven Swabs, 10 cm x 10 cm | Selefa, OneMed Group Ay, Helsinki, Finland | 223003 | |
| ICON | Osypka Medical GmbH, Berlin, Germany | Portable non-invasive cardiometer | |
| ICON electrodes/ECG electrodes, Ambu WhiteSensor WSP25 | Ambu A/S, Ballerup, Denmark | WsP25-00-S/50 | |
| Infusomat Space medical pump | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 8713050 | |
| Invasive blood pressure monitoring system | Codan pvb Critical Care GmbH, Forstinning, Germany | 74.6604 | |
| Laryngoscope SunMed Greenlinen blade No 2 | KaWe Medical, Asperg, Germany | ||
| Leoni plus mechanical ventilator | Löwenstein Medical SE & Co. KG, Bad Ems, Germany | ||
| Liquid nitrogen 230 L | Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway | 102730 | |
| Microcentrifuge tubes, 1.5 ml | Forsyningssenteret, Trondheim, Norway | 72.690.001 | |
| Microcuff endotracheal tube, size 3.5 | Avanos, GA, USA | 35162 | |
| Needle holder | Any | ||
| Neoflon, peripheral venous catheter, 24 G 0.7 mm x 19 mm | Becton Dickinson Infusion Therapy AB, Helsingborg, Sweden | 391350 | |
| Neonatal piglets 12-36 h of age | As young as possible | ||
| NIRS electrodes, FORE-SIGHT Single Non-Adhesive Sensor Kit Small | Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA | 01-07-2000 | |
| NIRS machine, FORE-SIGHT Universal, Cerebral Oximeter MC-202, Benchtop regional oximeter FORE-SIGHT | Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA | 01-06-2020 | May also use INVOS, Covidien |
| Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. | Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway | Vare nr. 141387 | Unmixed |
| Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. | Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway | 141388 | For IV blood pressure monitoring, add heparin (0.2 ml heparin 5000 IE/a.e./mL in 500 mL of 0.9% NaCl) |
| Nunc Cryogenic Tubes 1.8 mL | VWR, PA, USA | 479-6847 | |
| Original Perfusor Line, I Standard PE | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 8723060 | |
| Oxygen saturation monitor, MasimoSET, Rad 5 | Masimo, Neuchâtel, Switzerland | 9196 | |
| Oxygen saturation monitor, OxiMax N-65 | Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA | N65-PDN1 | |
| Pentobarbital (100 mg/mL) | Norges Apotekerforening, Oslo, Norway | Pnr 811602 | |
| Pipette tips | VWR, PA, USA | 732-2383 | |
| Plastic container with holes | Any | Has to allow for circulation of air | |
| Printer labels B-492, hvit, 25 mm x 9 mm, 3000 labels | VWR, PA, USA | BRDY805911 | For nunc tubes |
| Razor, single use disposable | Any | ||
| Rubber gloves | Any | ||
| Rubber hot water bottles | Any | ||
| Self-inflating silicone pediatric bag 500 ml | Laerdal Medical, Stavanger, Norway | 86005000 | |
| Smallbore T-Port Extension Set | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 471954 | |
| Sterile surgical gloves latex, Sempermed supreme | Semperit Technische Produkte Ges.m.b.H., Vienna, Austria | size 7: 822751701 | Different sizes |
| Stethoscope | Any | ||
| Stopcocks, 3-way, Discofix | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 16494C | |
| Stylet size 3.5 | Any | ||
| SunMed Greenlinen laryngoscope blade No 2 | KaWe Medical, Asperg, Germany | ||
| Surgical blade, size 15 | Swann Morton LTD, Sheffield England | 205 | |
| Surgical forceps | Any | ||
| Surgical scissors | Any | ||
| Surgical sponges, sterile | Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden | C0130-3025 | |
| Surgical swabs | Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden | 159860-00 | |
| Surgical tape Micropore 2.5 cm x 9.1 m | 3M Norge AS, Lillestrøm, Norway | 153.5 | |
| Suture, Monsoft Monofilament Nylon 3-0 | Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA | SN653 | |
| Suture, Polysorb Braided Absorbable | Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA | GL884 | |
| Syringe 0.01-1 mL Omnifix F Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 9161406V | Used for acid base blood sampling. Flush with heparin |
| Syringe 10 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616103V | |
| Syringe 2.5 mL BD Plastipak | Beckton Dickinson S.A., Madrid, Spain | 300185 | Used for blood sampling. Flush with heparinized NaCl |
| Syringe 20 mL Omnifix Luer Loc Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4617207V | |
| Syringe 20 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616200V | |
| Syringe 5 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616057V | |
| Syringe 50 mL Omnifix Luer Lock Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4617509F | |
| Syringe 50 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616502F | |
| Table drape sheet, asap drytop | Asap Norway AS, Skien, Norway | 83010705 | |
| Tape Tensoplast 2.5 cm x 4.5 m | BSN Medical, Essity Medical Solutions, Charlotte, NC, USA | 66005305, 72067-00 | |
| Timer | Any | ||
| Towels | Any | ||
| Transparent IV-fixation | Mediplast AB, Malmö, Sweden | 60902106 | |
| Ultrasound gel | Optimu Medical Solutions Ltd. Leeds, UK | 1157 | |
| Ultrasound machine, LOGIQ e | GE Healthcare, GE Medical Systems, WI, USA | 5417728-100 | |
| Utility drape, sterile | OneMed Group Oy, Helsinki, Finland | 1415-01 | |
| Vacuette K3E K3EEDTA 2mL | Greiner Bio-One GmbH, Kremsmünster, Austria | 454222 | |
| Venflon Pro Safety 22 G 0.9 mm x 25 mm | Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden | 393222 | |
| Ventilation mask made to fit tightly around a piglet snout | Any | Typically cone shaped | |
| Weight | Any |
References
- Perin, J., et al. regional, and national causes of under-5 mortality in 2000-19: An updated systematic analysis with implications for the Sustainable Development Goals. The Lancet Child & Adolescent Health. 6 (2), 106-115 (2022).
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