Waiting
Procesando inicio de sesión ...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Модель перинатальной асфиксии поросенка для изучения повреждения сердца и гемодинамики после остановки сердца, реанимации и возвращения спонтанного кровообращения

Published: January 13, 2023 doi: 10.3791/64788
Automatic Translation
1,2, 2, 3, 3,4, 5, 6,7, 6,7, 8,9, 10,11, 1,2, 2
1Institute of Clinical Medicine, Faculty of Medicine, University of Oslo, 2Department of Neonatal Intensive Care, Division of Pediatric and Adolescent Medicine, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 3Department of Pediatric Research, Division of Paediatric and Adolescent Medicine, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 4Department of Pediatrics, Vestfold Hospital Trust, 5Department of Anesthesiology, Oslo University Hospital Rikshospitalet, 6Department of Pediatrics, Faculty of Medicine and Dentistry, University of Alberta, 7Centre for the Studies of Asphyxia and Resuscitation, Neonatal Research Unit, Royal Alexandra Hospital, 8Division of Paediatric and Adolescent Medicine, Institute of Clinical Medicine, University of Oslo, 9Department of Paediatrics and Adolescent Health, University of Botswana, 10Department of Pediatric Research, Oslo University Hospital, University of Oslo, 11Department of Pediatrics, Robert H Lurie Medical Research Center, Northwestern University Chicago

Summary

Эта модель поросенка включает в себя хирургический инструментарий, удушье до остановки сердца, реанимацию и постреанимационное наблюдение. Модель позволяет проводить многократный отбор проб для каждого животного, а используя непрерывный инвазивный мониторинг артериального давления, ЭКГ и неинвазивного мониторинга сердечного выброса, она предоставляет знания о гемодинамике и патофизиологии сердца при перинатальной асфиксии и неонатальной сердечно-легочной реанимации.

Abstract

Новорожденные поросята широко используются в качестве трансляционных моделей перинатальной асфиксии. В 2007 году мы адаптировали хорошо зарекомендовавшую себя модель асфиксии поросят, введя остановку сердца. Это позволило изучить влияние тяжелой асфиксии на ключевые исходы, включая время, необходимое для восстановления спонтанного кровообращения (ROSC), а также влияние компрессии грудной клетки в соответствии с альтернативными протоколами сердечно-легочной реанимации. Из-за анатомического и физиологического сходства между поросятами и новорожденными, поросята служат хорошими моделями в исследованиях сердечно-легочной реанимации и гемодинамического мониторинга. Фактически, эта модель остановки сердца предоставила доказательства для разработки рекомендаций посредством исследований протоколов реанимации, патофизиологии, биомаркеров и новых методов гемодинамического мониторинга. Примечательно, что случайное открытие того, что значительная часть поросят имеет безимпульсную электрическую активность (ПЭА) во время остановки сердца, может повысить применимость модели (т.е. она может быть использована для изучения патофизиологии, выходящей за пределы перинатального периода). Тем не менее, поколение моделей является технически сложным и требует различных наборов навыков, преданного своему делу персонала и тонкого баланса мер, включая хирургические протоколы и использование седативных / анальгетиков, для обеспечения разумного уровня выживаемости. В этой статье подробно описан протокол, а также опыт адаптации к протоколу на протяжении многих лет.

Introduction

Перинатальная асфиксия вызвана нарушением газообмена (гипоксемия и гиперкапния) до, во время и/или после рождения. Это приводит к снижению притока крови (ишемии) к жизненно важным органам и последующему смешанному респираторному и метаболическому ацидозу. Перинатальная асфиксия является распространенным осложнением родов, которое ежегодно вызывает 580 000 случаев младенческой смертиво всем мире1. Снижение этого числа имеет важное значение для снижения смертности среди новорожденных и детей в возрасте до 5 лет, как указано в Цели устойчивого развития Организации Объединенных Наций No 3.2 (т.е. неонатальная смертность <12 на 1000 живорождений и смертность детей в возрасте до 5 лет <25 на 1000 живорождений)2.

Клинически асфиксия проявляется в виде гипоксически-ишемической энцефалопатии (ГИЭ), угнетения дыхания и недостаточности кровообращения у новорожденного3 (т.е. симптомы и признаки гипоксии-ишемии жизненно важных органов)4. Следовательно, ребенку с удушьем может потребоваться лечение энцефалопатии, включая судороги, а также расширенная респираторная и сердечно-сосудистая поддержка. Во всем мире каждый год до 10 миллионов младенцев нуждаются в той или иной форме вмешательства, такого как тактильная стимуляция, а 6-7 миллионов младенцев нуждаются в искусственной вентиляции легких прирождении5. Таким образом, перинатальная асфиксия создает огромную нагрузку на систему здравоохранения с соответствующими социально-экономическими последствиями. Чтобы уменьшить глобальное бремя болезней, связанных с перинатальной асфиксией, наши исследовательские группы считают, что в научных исследованиях должны быть изучены следующие приоритетные области: профилактика, включая улучшение дородовой и акушерской помощи и последующего наблюдения; прогностические биомаркеры; и оптимизированная реанимация и стабилизация родильного зала6.

Новорожденные поросята и человеческие младенцы на близком сроке беременности имеют сходную анатомию и патофизиологию7. Хотя ни одна животная модель перинатальной асфиксии и остановки сердца не может создать полный аспект неудачного перинатального перехода, приводящего к асфиксии и остановке сердца, поросята являются хорошими трансляционными моделями.

Еще в 1970-х годах мы разработали модель гипоксии у взрослых свиней8. Он был успешно доработан9 исследовательскими группами, что позволило получить модель перинатальной асфиксии у поросят 10,11,12,13,14,15,16,17,18. В 2007 году первые эксперименты с остановкой сердца у поросят были проведены в Институте хирургических исследований при Университетской больнице Осло11,13,15,16. Модель ареста предоставила доказательства для разработки рекомендаций 10,13,15,16,19,20, а также широкие возможности для физиологических исследований и тестирования оборудования/диагностических инструментов 14,21, протоколов реанимации (рандомизированные контролируемые исследования)13,15,16,22, а биомаркеры крови и тканей10,12,20. Таким образом, модель оказалась универсальной, и для ответа на несколько исследовательских вопросов традиционно использовалась одна-единственная экспериментальная серия. Это важно и согласуется с тремя R (сокращение, замена и уточнение) экспериментальных исследованийна животных 23 (т. е. принципом сокращения числа животных, приносимых в жертву в научных целях).

В следующем протоколе подробно описана модель перинатальной асфиксии поросят, в том числе способы индукции, определения и констатации остановки сердца. Модель была доработана для минимизации воздействия седативных препаратов и хирургических вмешательств и включает в себя искусственную вентиляцию легких, асфиксию, реанимацию, постреанимационное наблюдение и сбор образцов крови, мочи и спинномозговой жидкости. Наши группы также традиционно собирают ткани из жизненно важных органов посмертно, но процедура забора тканей подробно не описана в этом протоколе. Модель имитирует гипоксический инсульт со смешанным респираторным и метаболическим ацидозом, что отражает биохимию удушливых новорожденных людей. Благодаря тщательному наблюдению за поросятами с помощью инвазивных оценок артериального давления (АД) и частоты сердечных сокращений (ЧСС), пульсоксиметрии (ПО), электрокардиограммы (ЭКГ), импедансной кардиографии (ИКГ) и ближней инфракрасной спектроскопии (БИК) можно детально изучить физиологию перинатальной асфиксии с особым акцентом на сердце.

Модель технически сложна, так как для обеспечения разумной выживаемости требуется очень тонкий баланс между лекарствами, хирургическими вмешательствами и методом индукции остановки сердца. Проведение экспериментов требует тщательной подготовки и преданной и хорошо функционирующей команды. Отбор подопытных животных также, по-видимому, играет важную роль в обеспечении успешных экспериментов. В этой статье мы подробно опишем протокол и наш опыт работы с ним.

Protocol

Протокол был одобрен Норвежским управлением по безопасности пищевых продуктов (одобрение No 25030), а эксперименты проводились в соответствии с европейскими, норвежскими и институциональными правилами. Воспроизведение этой модели требует получения этического одобрения экспериментов на животных в соответствии с институциональными и национальными правилами и обеспечения проведения экспериментов в соответствии с тремя23 рупиями. Весь персонал, работающий с животными, должен быть сертифицирован с функциями A, B и D в соответствии со статьями 23 и 24 Директивы ЕС 2010/63/EU24 или эквивалентной. Внимательно следите за животными в течение всего эксперимента и отрегулируйте анестезию, настройки аппарата искусственной вентиляции легких, температуру и положение животных, чтобы обеспечить благополучие животных. Регулярно критически оценивайте модель и ее применение и уточняйте ее по мере необходимости и возможности.

ПРИМЕЧАНИЕ: Поросята, использованные в этом исследовании, были в возрасте от 12 до 36 часов, весили 1,7-2,3 кг, имели равное гендерное распределение, принадлежали к смешанной норвежской расе, дюроку и йоркширской расе и были генетически немодифицированными. Этапы 1 и 2 протокола включают процедуры общей анестезии и отбора проб данных, которые применяются на протяжении всего эксперимента, а этапы 3-10 подробно описывают экспериментальные процедуры, включая подготовку животных, хирургическое вмешательство, удушение до остановки сердца, реанимацию и постреанимационное наблюдение.

1. Протокол анестезии (TIME: относится ко всему эксперименту)

  1. Индуцируют анестезию болюсом внутривенного введения фентанила (50 мкг/кг) и пентобарбитала (15-20 мг/кг) в периферический венозный катетер в ушной вене.
    ВНИМАНИЕ: Фентанил вреден при вдыхании или проглатывании и раздражает глаза и кожу. Это также ограниченный препарат. Его поставка и использование должны контролироваться и регулироваться в соответствии с правилами для ограниченных лекарств. Пентобарбитал вреден при попадании внутрь и раздражает глаза и кожу.
  2. Поддерживайте анестезию внутривенным введением фентанила (50 мкг/кг/ч) до удушья, а затем прекратите во время асфиксии и возобновите при 25 мкг/кг/ч после восстановления спонтанного кровообращения (ROSC).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Высокодозная фентаниловая анестезия, используемая в этой модели, является результатом десятков лет совершенствования модели в совместных усилиях неонатологов и детских анестезиологов. Высокодозная фентаниловая анестезия связана с сердечно-сосудистой и гемодинамической стабильностью25,26 у взрослых и новорожденных. Однако одно исследование на новорожденных поросятах показало, что использование фентанила было связано со снижением ЧСС и сердечного выброса (СО) и повышением среднего артериального давления (MAP), конечного диастолического давления левого желудочка и общего индекса периферического сопротивления27.
  3. Следите за самочувствием поросенка на протяжении всего эксперимента. Проверьте мышечный тонус и оцените жизненно важные органы, чтобы убедиться, что поросенок тщательно обезболивается. Если поросенок проявляет признаки дистресса, введите дополнительный внутривенный фентанил или внутривенный пентобарбитал в соответствии с клиническим суждением.

2. Выборка и регистрация данных (TIME: относится ко всему эксперименту)

  1. Распечатайте бумажную регистрационную форму (CRF) для каждого поросенка. CRF содержит информацию о ЧСС, АД (включая MAP), насыщении кислородом (SpO2), регионарном насыщении мозга кислородом (NIRS), температуре, дополнительных лекарствах и озноби.
  2. В CRF дайте поросенку идентификационный номер и запишите вес и пол поросенка на первой странице.
  3. Делайте регистрацию каждые 5 минут в период стабилизации и непосредственно перед индукцией асфиксии. После индукции асфиксии первую регистрацию делают через 10 мин, а затем каждые 5 мин до остановки сердца. Если ROSC достигнут, сделайте регистрацию как можно скорее после ROSC, каждые 5 минут в течение первого часа после ROSC, а затем каждые 30 минут в течение остальной части периода наблюдения.
  4. В CRF укажите, когда собирать различные образцы.
    1. Собирайте полную кровь и плазму в начале стабилизации, непосредственно перед индукцией асфиксии, при остановке сердца, при ROSC, через 30 мин, 60 мин, 120 мин, 240 мин и 540 мин после ROSC, а также в конце исследования (570 мин).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Важно рассчитать, сколько крови можно взять у каждого поросенка. Например, меньше крови может быть взято у более мелких поросят, нестабильных поросят и поросят, которые перенесли некоторую кровопотерю после операции на шее. Также очень важно наблюдать за гемоглобином (Hb) из кислотно-щелочного состояния на протяжении всего эксперимента. В данном исследовании были исключены поросята с гемоглобым выражением <6 г/дл.
    2. Соберите мочу через 240 мин после ROSC и в конце исследования (570 мин).
    3. Принимают кислотно-щелочное состояние в начале стабилизации, непосредственно перед индукцией асфиксии, через 10 мин после индукции асфиксии, а затем каждые 5 мин до остановки сердца. Возьмите кислотно-щелочное состояние при остановке сердца, при ROSC, 5 мин, 15 мин, 30 мин, 60 мин, 120 мин, 240 мин и 540 мин после ROSC, а также в конце исследования (570 мин).
    4. Соберите спинномозговую жидкость (ликвор) в конце исследования (570 мин).
  5. Соберите полную кровь и плазму из центрального артериального катетера.
    1. Извлеките 2 мл крови из центрального артериального катетера в гепаринизированный шприц и отложите в сторону.
    2. Затем наберите 2,5 мл крови в новый гепаринизированный шприц. Поместите 0,5 мл последней взятой полной крови в микроцентрифужную пробирку и заморозьте в жидком азоте.
    3. Поместите оставшиеся 2 мл во флакон с ЭДТА соответствующего размера и центрифугу при 1,700 x g при 4 ° C в течение 10 минут. Пипеткой поместите плазму (которая отделяется от охристой оболочки и эритроцитов в качестве верхнего слоя) в микроцентрифужные пробирки и заморозьте в жидком азоте.
    4. Извлеките еще 0,2 мл крови из центрального артериального катетера в новый гепаринизированный шприц. Поместите шприц в кислотно-щелочную машину (см. Таблицу материалов) и заполните соответствующую информацию (идентификатор, момент времени и температуру поросенка).
    5. Протолкните кровь, которая была взята в первый гепаринизированный шприц, обратно в артериальный катетер. Промойте артериальный катетер гепаринизированным физиологическим раствором, чтобы убедиться, что вся кровь возвращается в кровообращение поросенка.
  6. Собирают мочу путем надлобковой аспирации мочи.
    1. Найдите ориентиры: область между третьей по величине и второй по величине парами сосков, примерно на 2 см ниже пупка и на несколько миллиметров сбоку от средней линии.
    2. Используйте шприц объемом 10 мл с канюлей 23 г. Продвигайте канюлю вертикально примерно на 1 см и аспирируйте до тех пор, пока шприц не наполнится мочой. Поместите мочу в криогенную пробирку и заморозьте в жидком азоте.
  7. Собирают ликвор с помощью люмбальной пункции.
    1. Положите поросенка на бок и подтяните задние конечности к груди. Определите ориентиры: между спинными метками на уровне гребня подвздошной кости поросенка.
    2. Продвигайте канюлю 21 G слегка краниально между спинномозговыми метками, пока не появится спинномозговая жидкость. Поместите спинномозговую жидкость в микроцентрифужные пробирки и заморозьте в жидком азоте.
    3. Соберите непрерывные данные ЭКГ и инвазивного артериального АД (см. шаги 6 и 7) с помощью программного обеспечения для сбора и анализа данных (см. Таблицу материалов). Выполните NIRS (см. шаг 7) с помощью имеющегося в продаже устройства NIRS (см. Таблицу материалов).

3. Подготовка (ВРЕМЯ: от недель до нескольких месяцев, столько, сколько необходимо)

  1. Получите этическое одобрение экспериментов на животных.
  2. Свяжитесь с фермером и организуйте отбор поросят (возраст: 12-36 ч, равное распределение полов, вес: 1,7-2,3 кг), дату доставки и организацию транспортировки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Отбор поросят одной и той же расы (в этом исследовании смесь норвежского ландраса, дюрока и йоркшира) и фермы, в идеале из одного помета и в узком возрастном диапазоне, важен для снижения биологической и физиологической изменчивости.
  3. Убедитесь, что персонал доступен в установленные даты.
  4. Убедитесь, что все необходимое оборудование доступно и что все приборы и инструменты наблюдения работают. Проверьте срок годности асфиксийного газа (8% O 2, 92% N2) и то, что он не пустой.
  5. Настройте лабораторию и все оборудование так, чтобы оно было готово к приему поросят. Откалибруйте все необходимое оборудование.
  6. Проведите оценку размера выборки в случае рандомизированного контролируемого исследования и подготовьте рандомизацию поросят.

4. Прием поросят (ВРЕМЯ: от 10 мин до 2 ч, в зависимости от количества поросят)

  1. Организовать транспортировку домашних поросят с фермы в операционное отделение в день проведения экспериментов. Накройте «пол» контейнера мелкой древесной стружкой и грелками, чтобы поддерживать температуру поросят. Сделайте отверстия для заусенцев в емкости, чтобы обеспечить циркуляцию воздуха.
  2. Получите от фермера информацию о возрасте и весе поросят. Проверьте их вес по прибытии.
  3. ИзмерьтеSpO2 и ЧСС, поместив датчик пульсоксиметра (ПО) (см. Таблицу материалов) на заднюю конечность поросенка, пока поросенок спокоен и непринужденно находится в контейнере.
  4. Подготовьте все инструменты и включите нагрев на матрасах с электрическим подогревом на хирургическом столе.
  5. Дайте поросятам отдохнуть в контейнере до тех пор, пока все в бригаде не будут готовы к индукции анестезии и хирургическому вмешательству.

5. Индукция анестезии, интубация и искусственная вентиляция легких (ВРЕМЯ: 15 мин)

  1. Подготовьте оборудование к внутривенному доступу и интубации.
  2. Нанесите зонд PO на заднюю конечность для мониторинга оксигенации и ЧСС во время индукции анестезии и интубации.
  3. Следите за тем, чтобы человек держал спеленатого поросенка неподвижно и спокойно. Убедитесь, что второй человек вставляет периферический внутривенный катетер в ушную вену. Промойте катетер примерно 1 мл физиологического раствора, чтобы подтвердить размещение. Закрепите катетер лентой.
  4. Введите болюсную дозу фентанила и пентобарбитала в ушную вену (как описано на шаге 1.1). Промойте катетер 1 мл физиологического раствора. Проверьте, что поросенок обезболивается, оценив рефлексы отмены.
  5. Следите за тем, чтобы человек поставил поросенка в положение лежа на спине. Откройте рот и вытащите язык марлевым тампоном размером 10 см х 10 см. Держите гортань на прямой линии.
  6. Убедитесь, что человек использует ларингоскоп (см. Таблицу материалов) для поднятия языка. Продвиньте ларингоскоп, чтобы поднять надгортанник и визуализировать голосовые связки. Продвигают эндотрахеальную трубку (ЭТТ, см. Таблицу материалов) через голосовые связки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Использование ETT с манжетой может затруднить продвижение ETT через голосовые связки. Если интубация затруднена, особенно важно следить за жизненными показателями поросенка. Если жизненно важные органы падают, наденьте маску на морду поросенка, подключите маску к самонадувающемуся пакету и вручную проветривайте поросенка до нормализации жизненно важных функций. Затем повторите попытку интубации. Если это все еще сложно, подумайте о том, чтобы дать дополнительную дозу пентобарбитала. В редких случаях (например, аномалия верхних дыхательных путей) следует сделать трахеостомию. Однако с опытным персоналом интубация обычно выполняется легко.
  7. Подсоедините ETT к самонадувающемуся пакету (см. Таблицу материалов) и запустите ручную вентиляцию.
  8. Подтвердите правильность размещения ЭТТ 1) двусторонним и симметричным подъемом грудной клетки при вентиляции, 2) двусторонними и симметричными звуками дыхания над легочными полями без звука поступления воздуха над эпигастрием, 3) реакциямиSpO2 и HR и 4) конденсацией внутри ЭТТ. CO2 с истекшим сроком годности также может быть измерен (полу)количественно, если есть сомнения.
  9. Надуйте манжету ETT. Закрепите ЭТТ на глубине 12-13 см (для поросенка весом 2 кг) лентой, разделенной продольно пополам. Задрапируйте ленту вокруг части ETT сразу же дистальнее передних зубов и продолжайте вокруг морды.
  10. Продолжайте вручную вентилировать поросенка до тех пор, пока его не переведут на стол хирургического вмешательства, где он будет подключен к аппарату искусственной вентиляции легких. На столе подключите ETT к аппарату искусственной вентиляции легких (см. Таблицу материалов) со следующими настройками: P Insp = 15-20 см H 2 O, Peep = 5,0 см H2O, Flow Insp = 8,0 л /мин, частота = 30 ударов в минуту и T Insp = 0,34 с.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если поросенок имеет SpO 2 <90%,P Insp и частота могут быть увеличены до тех пор, пока SpO2 не станет ≥90%. Дополнительный кислород может быть использован, если протокол реанимации не включает сравнение различных FiO2.
  11. Поместите ректальный термометр и закрепите его хирургической лентой вокруг хвоста поросенка.
  12. Поддерживайте температуру поросенка (38,5-39,0 °C) с помощью теплых одеял/полотенец, накинутых вокруг поросенка, как гнезда, регулируя температуру нагревательного матраса под поросенком и/или наполняя резиновые/латексные перчатки горячей водой из-под крана и помещая их в полотенца, окружающие поросенка. Следите за температурой поросенка во время хирургического вмешательства, и при необходимости выполняйте температуростабилизирующие мероприятия.

6. Хирургическое вмешательство (ВРЕМЯ: 20 мин)

  1. Подготовьте все необходимое оборудование и заполните все катетеры физиологическим раствором (рисунок 1). Запишите время начала хирургического вмешательства на ХПН.
  2. Стерилизуйте кожу анестезированного поросенка 5 мг / мл цветного хлоргексидина, используя 3-5 хирургических губок.
  3. Сделайте разрез кожи длиной 2,5 см на правой стороне шеи поросенка с помощью скальпеля.
  4. Используйте ретракторы век, чтобы втянуть кожу с обеих сторон разреза.
  5. Используйте щипцы для артерий, чтобы рассечь и обнажить внутреннюю яремную вену (рис. 2).
  6. Поместите две нейлоновые нити 3-0 под яремную вену, чтобы она оставалась стабильной.
  7. Держите один из швов в одной руке, а центральный венозный катетер в другой (рисунок 3). Вставьте центральный венозный катетер и извлеките иглу.
  8. Завяжите одну из шовных нитей, которая использовалась для удержания вены вокруг вены (и катетера) в области, где катетер находится внутри вены (рис. 4).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что удерживающий шов не завязан слишком плотно вокруг катетера и что узел находится проксимальнее дистального конца катетера.
  9. Промойте 1 мл физиологического раствора, чтобы подтвердить правильное размещение катетера.
  10. Закройте кожу рассасывающимися швами 4-0.
  11. Соедините фентанил 50 мкг/кг/ч и сбалансированный углеводно-электролитный раствор (10 мг/мл глюкозы, см. Таблицу материалов) к центральному венозному катетеру.
  12. Сделайте разрез кожи длиной 2,5 см с левой стороны шеи поросенка с помощью скальпеля. Сделайте разрез немного более медиальным, чем разрез на правой стороне шеи.
  13. Используйте ретракторы век, чтобы втянуть кожу с обеих сторон разреза.
  14. Затем используйте щипцы для артерий, чтобы рассечь и обнажить общую сонную артерию (медиальную по отношению к грудино-ключично-сосцевидной мышце).
  15. Поместите две нейлоновые шовные нити 3-0 под общую сонную артерию, чтобы сохранить ее стабильность.
  16. Держите один из швов в одной руке, а центральный артериальный катетер в другой. Вставьте центральный артериальный катетер и извлеките иглу.
  17. Свяжите одну из шовных нитей, которая использовалась для удержания артерии вокруг артерии (и катетера) в области, где катетер находится внутри артерии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что удерживающий шов не завязан слишком плотно вокруг катетера и что узел находится проксимальнее дистального конца катетера.
  18. Промойте 1 мл физиологического раствора, чтобы подтвердить правильное размещение катетера.
  19. Используйте рассасывающиеся швы 4-0, чтобы прикрепить крылья катетера к коже и закрыть кожу.
  20. Подключитесь к инвазивному мониторингу артериального АД (см. Таблицу материалов) и начните запись с помощью программного обеспечения для сбора и анализа данных.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что инвазивный артериальный датчик АД откалиброван на уровне сердца, чтобы получить правильные показания АД.
  21. Накройте прозрачной повязкой. Теперь центральный артериальный катетер установлен.
  22. Запишите в ХПН время окончания операции.

7. Стабилизация (ВРЕМЯ: минимум 1 ч, но столько, сколько необходимо для стабилизации состояния поросенка после операции и подготовки персонала к индукции асфиксии)

  1. Подключите поросенка к аппаратуре мониторинга ЭКГ (см. Таблицу материалов).
    1. При необходимости побрейте и удалите волосы перед установкой электродов. Разместите по два электрода с каждой стороны грудной клетки - на медиальной стороне каждой верхней конечности. Поместите третий электрод на левую сторону пупка.
    2. Подключите провода к электродам и начните запись с помощью программного обеспечения для сбора и анализа данных.
  2. Подключите поросенка к неинвазивному устройству мониторинга угарного газа (см. Таблицу материалов).
    1. При необходимости сбрейте и удалите волосы перед установкой электродов (см. Таблицу материалов). Поместите первый электрод на макушку головы поросенка, сразу за глазами, второй на левую сторону шеи, третий на левую сторону живота, среднюю подмышечную на уровне пупка, а четвертый электрод на левое бедро.
    2. Заполните соответствующую информацию на устройстве и начните запись. Из-за ограниченного объема внутренней памяти отрегулируйте частоту дискретизации в соответствии с продолжительностью эксперимента.
  3. Подключите поросенка к мониторингу NIRS.
    1. При необходимости побрейте и удалите волосы перед установкой электродов. Поместите электроды NIRS (см. Таблицу материалов) на верхнюю часть головы поросенка, за неинвазивным электродом CO, и закрепите непрозрачной лентой для защиты от света.
  4. Подключите поросенка к дополнительному оборудованию для мониторинга, если это применимо, и выполните эхокардиографию, если это является частью экспериментального протокола.
  5. Поставьте поросенка в удобное положение, желательно лежа.
  6. Проведение измерений и регистраций, а также запись на ОФД в течение периода стабилизации (см. шаг 2).
  7. Наблюдайте за поросенком в отношении температуры, SpO2, ЧСС, АД и дрожи в период стабилизации. Отрегулируйте настройки аппарата искусственной вентиляции легких и температуру поросенка, а также при необходимости сделайте дополнительную анестезию.

8. Индукция асфиксии и остановки сердца (ВРЕМЯ: 15-60 мин, варьируется между поросятами)

ПРИМЕЧАНИЕ: Весь задействованный персонал должен знать свои роли до индукции асфиксии.

  1. Определите время начала асфиксии (исходя из продолжительности стабилизации и доступности персонала) и запишите это в CRF.
  2. Запишите физиологические измерения поросенка на ХПН, а образцы крови возьмите непосредственно перед индукцией асфиксии.
  3. Прекратите внутривенное введение фентанила прямо перед началом асфиксии.
  4. Чтобы запустить асфиксию, поверните кислородный циферблат на аппарате искусственной вентиляции легких на 100% и переключите кислородный шланг на аппарате ИВЛ на газ асфиксии (8% O 2, 92% N2).
  5. Уменьшите скорость ИВЛ на 10 надуваний/мин.
  6. Убедитесь, что SpO2 поросенка падает, чтобы убедиться, что индукция прошла успешно.
  7. После 10 мин асфиксии уменьшите скорость ИВЛ еще на 10 надуваний/мин.
  8. Через 10 мин асфиксии, а затем каждые 5 мин, извлеките кислотно-щелочное состояние и запишите физиологические измерения поросенка на ХПН. Продолжайте до остановки сердца.
  9. После 20 мин асфиксии уменьшите скорость ИВЛ еще на 10 надуваний/мин.
  10. Через 30 минут асфиксии зажмите ЭТТ артериальными щипцами.
  11. Когда MAP упадет ниже 20 мм рт.ст., начните непрерывную аускультацию сердца.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Остановка сердца определяется как неслышимое сердцебиение в результате аускультации и / или потери пульсации артериальной линии. Обратите внимание, что на ЭКГ может возникать безимпульсная электрическая активность (ПЭА).
  12. Убедитесь, что человек аускультирует сердце. Позовите вслух, когда сердцебиение больше не слышно (остановка сердца) при снятии зажима ETT. Убедитесь, что второй человек переключил газовый шланг для асфиксии на аппарате искусственной вентиляции легких обратно на выход кислорода. Запишите время остановки сердца на ХПН и запустите таймер.
  13. Установите FiO 2 в соответствии с протоколом (в этом исследовании поросята были рандомизированы для получения FiO2 0,21 или 1,0). Установите следующие настройки вентилятора: P Insp = 30 см H 2 O, Peep = 5,0 смH2O, Flow Insp = 8,0 л/мин, частота = 40 ударов в минуту и TInsp = 0,34 с.
  14. Возьмите образцы крови с момента остановки сердца, как описано в шаге 2.5.

9. Сердечно-легочная реанимация (СЛР) (ВРЕМЯ: 0-15 мин)

ПРИМЕЧАНИЕ: Сердечно-легочная реанимация может проводиться в соответствии с рекомендациями28 Международного комитета связи по реанимации (ILCOR) с соотношением компрессии грудной клетки к вентиляции 3:1 или различным соотношением компрессии грудной клетки к вентиляции в зависимости от цели исследования.

  1. Если вы используете рекомендованную ILCOR сердечно-легочную реанимацию 3:1, выполните следующие действия.
    1. Механически проветривайте поросенка в течение 30 с после остановки сердца. Затем начните компрессию грудной клетки и стремитесь к соотношению сжатия грудной клетки к вентиляции 3:1.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку вентиляцию выполняет аппарат искусственной вентиляции легких, а не человек, компрессия грудной клетки и вентиляция иногда могут быть одновременными / нескоординированными.
    2. Сожмите грудную клетку на глубину 1/3 переднезаднего диаметра грудной клетки, позвольте полной отдаче грудной клетки и используйте технику обхвата рук двумя большими пальцами. Стремитесь создать систолическое артериальное давление ≥20 мм рт. ст.
    3. Вводят адреналин (0,02-0,03 мг / кг) внутривенно после 30 с компрессии грудной клетки, а затем каждые 3 минуты сердечно-легочной реанимации (максимум четыре дозы). Смывайте 1 мл физиологического раствора после каждого введения адреналина.
  2. Определите ROSC путем наблюдения за трассировкой артериального АД и ЭКГ и подтвердите аускультацией сердца. Определение ROSC - это стабильный, без посторонней помощи HR ≥100 ударов в минуту.
  3. Продолжайте реанимационные мероприятия до ROSC или не более 15 минут. Если сердечно-легочная реанимация не увенчалась успехом в течение 15 минут, прекратите реанимационные мероприятия, укажите время смерти и запишите в ХПН.
  4. Если реанимационные мероприятия увенчались успехом, запишите на ХПН время ROSC, продолжительность сердечно-легочной реанимации в секундах и количество введенных доз адреналина.
  5. Возьмите образцы крови и регистрацию ХПН как можно скорее после ROSC и продолжайте регистрацию, как описано на шаге 2, еще 9,5 ч (570 мин).

10. Наблюдение после ROSC (ВРЕМЯ: 9,5 ч)

  1. Возобновить внутривенную инфузию фентанила, первоначально в дозе 25 мкг / кг / ч, и титровать в соответствии с клиническими эффектами / требованиями.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Во время и после асфиксии скорость метаболизма снижается, следовательно, более низкая доза фентанила внутривенно. Тем не менее, некоторым поросятам может потребоваться более высокая скорость инфузии, и поэтому важно наблюдать за жизненно важными показателями и рефлексами поросенка.
  2. Внимательно следите за поросенком в течение 9,5 ч. Отрегулируйте настройки аппарата искусственной вентиляции легких в соответствии с требованиями, чтобы поддерживать SpO 2 ≥90% и поддерживать нормокапнию (парциальное давление CO 2 (pCO2) с поправкой на температуру 5-7,5 кПа).
  3. Поддерживайте температуру поросят на уровне 38,5-39,0 °C и выполняйте температурные корректирующие меры в соответствии с указаниями.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поросята, как правило, переохлаждаются во время и после асфиксии.
  4. Отбирайте пробы и регистрируйте ОФД в заранее определенные моменты времени в соответствии с требованиями ОФД (шаг 2).
  5. Через 9,5 ч наблюдения после ROSC усыпьте поросенка (шаг 11).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Некоторые поросята могут не выжить в течение всех 9,5 часов наблюдения после ROSC. Если поросенок проявляет признаки значительного дистресса и ухудшения состояния, проведите эвтаназию раньше.

11. Эвтаназия (ВРЕМЯ: 10 мин)

  1. Подготовьте диссекционный стол с необходимым хирургическим оборудованием, флаконами для хранения образцов тканей и жидким азотом для мгновенного замораживания образцов.
  2. Соберите образцы в конце исследования (570 мин), как описано в шаге 2.
  3. Вводят пентобарбитал внутривенно 150 мг/кг. Проведите вскрытие, поместите образцы органов в маркированные криогенные пробирки и заморозьте их в жидком азоте. При желании храните одну половинку мозга в формалине.
  4. Поместите образцы из эксперимента (образцы крови, плазмы, мочи, спинномозговой жидкости и органов) в морозильную камеру с температурой -80 °C или храните другим способом в соответствии с запланированными анализами.

Figure 1
Рисунок 1: Стерильный стол с хирургическими инструментами. Хирургические инструменты подготавливаются и хранятся на стерильном столе перед началом операции на шее. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Внутренняя яремная вена. Внутренняя яремная вена после того, как она была рассечена, свободна и обнажена. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Установка центрального венозного катетера. Шовные нити удерживаются непосредственно перед введением центрального венозного катетера. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 4
Рисунок 4: Швы для фиксации центрального венозного катетера. Швы завязываются вокруг вены (и катетера), чтобы закрепить катетер внутри вены. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Representative Results

После того, как поросята были инструментированы и стабилизированы, измерения ЭКГ и АД непрерывно собираются с помощью программного обеспечения для сбора и анализа данных. Гемодинамические изменения во время асфиксии можно легко увидеть в программном обеспечении (рис. 5). АД падает постепенно при асфиксии до остановки сердца, когда АД = 0. После достижения ROSC АД повышается, а затем через некоторое время снова нормализуется. Данные АД и ЭКГ могут быть использованы для различных видов анализов, например, для расчета коронарного перфузионного давления во время сердечно-легочной реанимации и изменений ритма и морфологии АД и ЭКГ до, во время и/или после асфиксии.

Объем сердечного удара и сердечный индекс постоянно контролируются с помощью импедансной кардиографии (неинвазивное измерение сердечного выброса)21. Для изучения повреждения сердца измеряют маркеры миокарда окислительного стресса и анаэробного метаболизма19. Кроме того, сердечные ферменты, включая сердечный тропонин Т, могут быть измерены в плазме (результаты еще не опубликованы).

Асфиксия изменяет физиологию поросенка. На рисунке 6 показан пример того, как HR (рис. 6A), MAP (рис. 6B), pH (рис. 6C), pCO2 (рис. 6D), избыток оснований (рис. 6E) и лактат (рис. 6F) изменяются на протяжении всего эксперимента. Как и ожидалось, избыток MAP, рН и основания снижается во время асфиксии, в то время как pCO2 и лактат увеличиваются (смешанный респираторный и метаболический ацидоз). Ближе к концу эксперимента значения нормализуются.

Исторически сложилось так, что эксперименты проводились с трахеостомированными поросятами 11,13,15,16,19 (т.е. с дыхательными путями без утечек). Чтобы ограничить хирургический стресс, поросята были эндотрахеально интубированы ЭТТ без наручников в экспериментах 2019 года. В этихэкспериментах 21 наблюдались заметно более низкие показатели ROSC. Таким образом, в недавних экспериментах мы сравнивали показатели ROSC с использованием ETT без наручников и без манжет. При использовании ЭТТ без манжеты 7/19 поросят достигали ROSC, а при использовании ЭТТ с манжетами 5/5 поросят достигали ROSC (p = 0,012) (неопубликованные результаты). Этот вывод подтверждает важность отсутствия утечек в дыхательных путях в этой модели.

Figure 5
Рисунок 5: Непрерывная выборка данных с использованием программного обеспечения для сбора и анализа данных. Пример того, как выглядит непрерывная выборка данных в программном обеспечении для сбора и анализа данных. (А) BP для всего эксперимента. (Б) Комплексы АД и ЭКГ. На панели (А) отмечены различные части эксперимента: 1) начало асфиксии, 2) остановка сердца и сердечно-легочная реанимация, 3) ROSC. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 6
Рисунок 6: Изменения сердечно-сосудистых и метаболических переменных на протяжении всего эксперимента. Демонстрация того, как различные переменные меняются на протяжении всего эксперимента. Показаны шесть временных моментов: непосредственно перед началом гипоксии (исходный уровень), 10 минут гипоксии, остановка сердца, ROSC, 120 минут после ROSC и конец исследования (570 минут после ROSC). (A) частота сердечных сокращений (HR), (B) среднее артериальное давление (MAP), (C) pH, (D) парциальное давление CO 2 (pCO2), (E) избыток основания и (F) лактат. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Discussion

Эта модель поросят отнимает много времени и технически сложна, и включает в себя несколько важных этапов. Тонкий баланс в лекарствах, хирургических вмешательствах и методе индукции остановки сердца необходим для обеспечения разумной выживаемости. Поскольку протокол имеет относительно большую продолжительность и включает в себя несколько критических этапов, проведение экспериментов требует тщательной подготовки и специальной и хорошо функционирующей команды, и эксперименты должны проводиться на объектах, которые имеют опыт исследований на крупных животных. Наши исследовательские группы проводили эксперименты на одном-трех поросятах параллельно. Рекомендуется, чтобы во время экспериментов постоянно присутствовало не менее двух человек, и не менее трех человек, если эксперименты будут проводиться с тремя поросятами одновременно.

Особенно важные и технически сложные части экспериментов включают следующее: 1) убедиться, что все оборудование работает, а все инструменты отбора проб данных доступны, работают и откалиброваны; 2) хорошая и удовлетворительная искусственная вентиляция легких, особенно перед асфиксией и во время сердечно-легочной реанимации; 3) хирургическое вмешательство; 4) индукция асфиксии; 5) констатация остановки сердца; 6) сердечно-легочная реанимация; и 7) отбор проб образцов, особенно в критические моменты, такие как остановка сердца и ROSC. Наиболее важными шагами в протоколе являются индукция асфиксии и констатация остановки сердца. В первых экспериментах CO2 добавляли к газу асфиксии, чтобы точно имитировать смешанный респираторный и метаболический ацидоз перинатальной асфиксии 10,11,13,14,15,16,20. Однако в более поздних экспериментах 7,21,22, где газ CO2 был недоступен, также наблюдалось снижение скорости механической вентиляции с последующим зажимом ETT через 20-30 мин, что приводило к смешанному респираторному и метаболическому ацидозу. Высокие уровни CO2 при остановке сердца не только важны для имитации клинической ситуации, но также могут влиять на ROSC. Причина этого может заключаться в том, что остановка сердца, по-видимому, происходит при определенном рН, а рН зависит как от лактата, так и от CO2. Поскольку гиперкапнию легче обратить вспять, чем лактоацидоз, преимущественно респираторный и метаболический ацидоз может определить, как быстро поросята оправятся от асфиксии. Другие модели перинатальной асфиксии или ГИЭ у поросят часто начинают реоксигенацию/реанимацию до остановки сердца, как правило, в соответствии со значениями MAP или продолжительностью асфиксии (например, 45 мин асфиксии 29, 2 часа асфиксии 30, MAP 20 мм рт.ст. 31, MAP 30-35 мм рт.ст. 30, MAP на 70% ниже исходного уровня29,32). Преимущество этой модели заключается в том, что, вызывая остановку сердца, можно изучать данные СЛР и образцов новорожденных до, во время и сразу после остановки сердца. Примечательно, что случайный вывод о том, что значительная часть поросят имеет ПЭА7,33 во время остановки сердца, может повысить применимость модели за пределами области перинатологии 34.

На протяжении многих лет модель совершенствовалась, чтобы свести к минимуму воздействие на поросят седативных препаратов и хирургического вмешательства, а также улучшить выборку и регистрацию данных. Предыдущие протоколы 10,11,13,14,15,16,20 включали индукцию анестезии севофлураном. В настоящее время от этого отказались, поскольку текущий протокол включает в себя непосредственное установление внутривенного доступа через ушную вену и внутривенные лекарства. Это возможно, так как страдания поросят можно избежать, просто завернув поросенка в полотенце перед введением периферического внутривенного катетера обученным врачом. Мидазолам также использовался в первых экспериментальных протоколах; однако субъективная оценка исследователя (Р.С.), который проводил подавляющее большинство вскрытий, заключалась в том, что мозг был в худшем состоянии во время вскрытия, если мидазолам использовался в качестве непрерывной инфузии. Поэтому сейчас мы используем фентанил внутривенно только для поддержания анестезии. Мидазолам можно использовать в болюсных дозах, если поросенок проявляет признаки дистресса, а фентанил и / или пентобарбитал не проявляют эффекта; Тем не менее, нам почти никогда не приходилось его администрировать.

Что касается других усовершенствований, то в предыдущих экспериментах поросята подвергались трахеостомии с помощью плотно закрепленной эндотрахеальной трубки, помещенной через подсвязочный разрез. Эта процедура обеспечивает отсутствие утечек в дыхательных путях, но вызывает хирургическое напряжение у поросенка. С другой стороны, из-за больших верхних дыхательных путей поросенка эндотрахеальная интубация связана со значительной утечкой при использовании ЭТТ без манжеты. Поэтому мы начали использовать ЭТТ с манжетами, что привело к нулевой утечке и значительно более высоким показателям ROSC, сравнимым с экспериментами с трахеостомированными поросятами. Кроме того, были внесены некоторые коррективы в выборку данных. Некоторые из предыдущих экспериментов 7,19,22,33,35,36 включали использование датчика потока, размещенного вокруг левой общей сонной артерии. В последние годы этот датчик потока не был доступен в нашем институте в Осло. Наша лаборатория в Эдмонтоне по-прежнему использует датчик каротидного потока, и его использование может предоставить ценные дополнительные гемодинамические данные для модели. Несколько предыдущих экспериментов также включали использование катетера по объему давления, помещенного в левый желудочек, путем продвижения его через одну из сонных артерий. Введение компрессии грудной клетки искажало регистрацию катетера по давлению и объему, а в некоторых случаях даже вызывало отказ и поломку катетера. Таким образом, от его использования отказались в модели ареста. Недавно в протокол были добавлены неинвазивные мониторы CO, и мы фокусируемся на оптимизации сигналов ЭКГ во время остановки сердца и сердечно-легочной реанимации, поскольку они могут дать ценную информацию о морфологии ЭКГ и ПЭА. Наконец, время наблюдения после ROSC было увеличено с 4 ч до 9,5 ч, потому что 4 ч слишком мало, чтобы можно было обнаружить гистопатологические изменения, гибель клеток и изменения некоторых биомаркеров.

Одним из наиболее важных ограничений этой модели и использования поросят в целом в качестве трансляционной модели является то, что, в отличие от сердечно-легочной реанимации в родильном зале, у поросят уже произошел послеродовой сердечно-легочный переход. Маловероятно, что поросята имеют открытые эмбриональные сердечно-сосудистые шунты и высокое легочное давление, как это было бы в случае с удушливым новорожденным. Хотя исследование Fugelseth et al.37, в котором использовалась предыдущая версия этой модели асфиксии поросят (не остановки сердца), показало, что сосудистые шунты могут вновь открыться у поросят во время асфиксии, их реакции на вентиляцию легких и гемодинамическую поддержку могут отличаться. Таким образом, физиологические измерения не всегда могут быть репрезентативными для переходного новорожденного. Также присутствуют некоторые анатомические различия между поросятами и новорожденными, такие как большие верхние дыхательные пути у поросят, которые вызывают утечку ETT (это означает, что важно использовать ETT с манжетами) и более высокую базальную температуру.

Несмотря на эти ограничения, в мировом исследовательском сообществе существует давняя традиция использования поросят в качестве трансляционной модели перинатальной асфиксии. Свинья похожа на человека с точки зрения анатомии, физиологии, гистологии, биохимии и воспаления38, и, за исключением более низкого веса при рождении (1,5-2,5 кг), новорожденный поросенок имеет размер, аналогичный человеческому новорожденному. Размер и анатомия позволяют использовать приборы, мониторинг, визуализацию и сбор биологических образцов, сравнимых с человеческим новорожденным. Эта модель также позволяет проводить реанимационные исследования, поскольку компрессию грудной клетки относительно легко выполнять так же, как и у новорожденных людей, а анатомия и физиология сердца свиней напоминают анатомию и физиологию человека39, включая распределение коронарной крови, кровоснабжение проводящей системы, гистологический вид миокарда, а также биохимические и метаболические реакции на ишемическое повреждение40. Другим важным фактором является то, что новорожденный поросенок имеет сопоставимое перинатальное развитие мозга с новорожденнымчеловеком 41, и асфиксия приводит к биохимическому ответу с гиперкапнией и смешанным респираторным и метаболическим ацидозом, который напоминает таковой у удушливого новорожденного.

В заключение, эта модель перинатальной асфиксии является технически сложной и трудоемкой. Тем не менее, он предоставляет ценную информацию о физиологических и гемодинамических изменениях во время перинатальной асфиксии, позволяет проводить неонатальные реанимационные исследования и предоставляет ценную информацию о физиологических изменениях до, во время и после остановки сердца, что также может представлять интерес для других областей исследований в медицине, помимо перинатологии.

Disclosures

У авторов нет конфликтов интересов, имеющих отношение к этой статье, которые необходимо раскрыть.

Acknowledgments

Мы хотели бы поблагодарить всех научных сотрудников и исследователей, которые помогли создать, развить и усовершенствовать эту модель перинатальной асфиксии и остановки сердца у поросят в наших учреждениях. Мы хотели бы поблагодарить сотрудников исследовательских центров на животных в Институте хирургических исследований и Институте сравнительной медицины Университета Осло, Норвегия, и техников-исследователей в Университете Альберты, Эдмонтон, Канада, за их сотрудничество в течение многих лет. Мы благодарим Исследовательскую программу студентов-медиков Университета Осло, Исследовательский совет Норвегии и Норвежское общество СВДС и мертворождения за экономическую поддержку этой публикации.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Acid-base machine (ABL 800 Flex) Radiometer Medical ApS, Brønshøj, Denmark 989-963
AcqKnowledge 4.0 software for PC Biopac Systems Inc., Goleta, CA, USA ACK100W
Adhesive aperture drape OneMed Group Oy, Helsinki, Finland 1505-01
Adrenaline (1 mg/mL) Takeda AS, Asker, Norway Vnr 00 58 50 Dilute 1:10 in normal saline to 0.1 mg/mL
Arterial cannula 20 G 1,10 mm x 45 mm Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden 682245
Arterial forceps Any
Asphyxia gas, 8% oxygen in nitrogen Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway 110093
Benelyte, 500 mL Fresenius Kabi, Norge AS, Halden, Norway 79011
Biopac ECG and invasive blood pressure modules, Model MP 150 Biopac Systems Inc., Goleta, CA 93117, USA ECG100C, MP150WSW
Box of cardboard for sample storage Syhehuspartner HF, Oslo, Norway 2000076
Cannula , 23G x 1 1/4"- Nr.14 Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain 300700
Cannula, 18G x 2" Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain 301900
Cannula, 21G x 1 1/2"- Nr.2 Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain 304432
Centrifuge (Megafuge 1.0R)  Heraeus instruments, Kendro Laboratory Products GmbH, Hanau, Germany 75003060
Chlorhexidin colored 5 mg/mL Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway 00 73 24
Combi-Stopper B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4495101
CRF form Self-made
Desmarres eyelid retractor 13 cm x 18 mm Any
Digital Thermometer ama-digit ad 15 th Amarell, Kreuzwertheim, Germany 9243101
ECG electrodes, Skintact Leonhard Lang, Innsbruck, Austria FS-TC1 /10
Electric heating mattress Any
Extension set Codan Medizinische Geräte GmbH & Co KG, Lensahn, Germany 71.4021
Fentanyl (50 µg/mL) Hameln, Saksa, Germany 00 70 16
Fine wood chips Any
Finnpipette F1, 100-1000 µL VWR, PA, USA 613-5550
Fully equipped surgical room
Gas hose Any
Gauze swabs 5 cm x 5 cm Bastos Viegas,.a., Penafiel, Portugal
Heparin, heparinnatium 5000 IE/a.e./mL LEO Pharma AS, Ballerup, Denmark 46 43 27
HighClean Nonwoven Swabs, 10 cm x 10 cm Selefa, OneMed Group Ay, Helsinki, Finland 223003
ICON  Osypka Medical GmbH, Berlin, Germany Portable non-invasive cardiometer
ICON electrodes/ECG electrodes, Ambu WhiteSensor WSP25 Ambu A/S, Ballerup, Denmark WsP25-00-S/50
Infusomat Space medical pump B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 8713050
Invasive blood pressure monitoring system Codan pvb Critical Care GmbH, Forstinning, Germany 74.6604
Laryngoscope SunMed Greenlinen blade No 2  KaWe Medical, Asperg, Germany
Leoni plus mechanical ventilator  Löwenstein Medical SE & Co. KG, Bad Ems, Germany
Liquid nitrogen 230 L Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway 102730
Microcentrifuge tubes, 1.5 ml Forsyningssenteret, Trondheim, Norway 72.690.001
Microcuff endotracheal tube, size 3.5 Avanos, GA, USA 35162
Needle holder Any
Neoflon, peripheral venous catheter, 24 G 0.7 mm x 19 mm Becton Dickinson Infusion Therapy AB, Helsingborg, Sweden 391350
Neonatal piglets 12-36 h of age As young as possible
NIRS electrodes, FORE-SIGHT Single Non-Adhesive Sensor Kit Small Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA 01-07-2000
NIRS machine, FORE-SIGHT Universal, Cerebral Oximeter MC-202, Benchtop regional oximeter FORE-SIGHT Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA 01-06-2020 May also use INVOS, Covidien
Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway Vare nr. 141387 Unmixed
Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway 141388 For IV blood pressure monitoring, add heparin (0.2 ml heparin 5000 IE/a.e./mL in 500 mL of 0.9% NaCl)
Nunc Cryogenic Tubes 1.8 mL VWR, PA, USA 479-6847
Original Perfusor Line, I Standard PE B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 8723060
Oxygen saturation monitor, MasimoSET, Rad 5 Masimo, Neuchâtel, Switzerland 9196
Oxygen saturation monitor, OxiMax N-65 Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA N65-PDN1
Pentobarbital (100 mg/mL) Norges Apotekerforening, Oslo, Norway Pnr 811602
Pipette tips VWR, PA, USA 732-2383
Plastic container with holes Any Has to allow for circulation of air
Printer labels B-492, hvit, 25 mm x 9 mm, 3000 labels VWR, PA, USA BRDY805911 For nunc tubes
Razor, single use disposable Any
Rubber gloves Any
Rubber hot water bottles Any
Self-inflating silicone pediatric bag 500 ml Laerdal Medical, Stavanger, Norway 86005000
Smallbore T-Port Extension Set B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 471954
Sterile surgical gloves latex, Sempermed supreme Semperit Technische Produkte Ges.m.b.H., Vienna, Austria size 7: 822751701 Different sizes
Stethoscope  Any
Stopcocks, 3-way, Discofix B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 16494C
Stylet size 3.5  Any
SunMed Greenlinen laryngoscope blade No 2  KaWe Medical, Asperg, Germany
Surgical blade, size 15 Swann Morton LTD, Sheffield England 205
Surgical forceps Any
Surgical scissors Any
Surgical sponges, sterile Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden C0130-3025
Surgical swabs Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden 159860-00
Surgical tape Micropore 2.5 cm x 9.1 m  3M Norge AS, Lillestrøm, Norway 153.5
Suture, Monsoft Monofilament Nylon 3-0 Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA SN653
Suture, Polysorb Braided Absorbable Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA GL884
Syringe 0.01-1 mL Omnifix F Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 9161406V Used for acid base blood sampling. Flush with heparin
Syringe 10 mL Omnifix Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4616103V
Syringe 2.5 mL BD Plastipak Beckton Dickinson S.A., Madrid, Spain 300185 Used for blood sampling. Flush with heparinized NaCl
Syringe 20 mL Omnifix Luer Loc Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4617207V
Syringe 20 mL Omnifix Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4616200V
Syringe 5 mL Omnifix Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4616057V
Syringe 50 mL Omnifix Luer Lock Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4617509F
Syringe 50 mL Omnifix Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4616502F
Table drape sheet, asap drytop Asap Norway AS, Skien, Norway 83010705
Tape Tensoplast 2.5 cm x 4.5 m  BSN Medical, Essity Medical Solutions, Charlotte, NC, USA 66005305, 72067-00
Timer Any
Towels Any
Transparent IV-fixation Mediplast AB, Malmö, Sweden 60902106
Ultrasound gel Optimu Medical Solutions Ltd. Leeds, UK 1157
Ultrasound machine, LOGIQ e GE Healthcare, GE Medical Systems, WI, USA 5417728-100
Utility drape, sterile OneMed Group Oy, Helsinki, Finland 1415-01
Vacuette K3E K3EEDTA 2mL Greiner Bio-One GmbH, Kremsmünster, Austria 454222
Venflon Pro Safety 22 G 0.9 mm x 25 mm Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden 393222
Ventilation mask made to fit tightly around a piglet snout Any Typically cone shaped
Weight Any

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Perin, J., et al. regional, and national causes of under-5 mortality in 2000-19: An updated systematic analysis with implications for the Sustainable Development Goals. The Lancet Child & Adolescent Health. 6 (2), 106-115 (2022).
  2. United Nations. Transforming our World: The 2030 Agenda for Sustainable Development. United Nations. , Geneva, Switzerland. (2015).
  3. Sarnat, H. B., Sarnat, M. S. Neonatal encephalopathy following fetal distress. A clinical and electroencephalographic study. Archives of Neurology. 33 (10), 696-705 (1976).
  4. Volpe, J. J. Neonatal encephalopathy: An inadequate term for hypoxic-ischemic encephalopathy. Annals of Neurology. 72 (2), 156-166 (2012).
  5. Lee, A. C., et al. Neonatal resuscitation and immediate newborn assessment and stimulation for the prevention of neonatal deaths: a systematic review, meta-analysis and Delphi estimation of mortality effect. BMC Public Health. 11, Suppl 3 12 (2011).
  6. Saugstad, O. D. Reducing global neonatal mortality is possible. Neonatology. 99 (4), 250-257 (2011).
  7. Solevåg, A. L., et al. Non-perfusing cardiac rhythms in asphyxiated newborn piglets. PLoS One. 14 (4), 0214506 (2019).
  8. Saugstad, O. D., Aasen, A. O., Hetland, O. Plasma hypoxanthine levels in pigs during acute hypoxemia. A correlation between lactate and base deficit concentrations. European Surgical Research. 10 (5), 314-321 (1978).
  9. Rootwelt, T., Løberg, E. M., Moen, A., Øyasæter, S., Saugstad, O. D. Hypoxemia and reoxygenation with 21% or 100% oxygen in newborn pigs: Changes in blood pressure, base deficit, and hypoxanthine and brain morphology. Pediatric Research. 32 (1), 107-113 (1992).
  10. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Sonerud, T., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Brain inflammation induced by severe asphyxia in newborn pigs and the impact of alternative resuscitation strategies on the newborn central nervous system. Pediatric Research. 73 (2), 163-170 (2013).
  11. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Delayed onset of cardiac compressions in cardiopulmonary resuscitation of newborn pigs with asphyctic cardiac arrest. Neonatology. 99 (2), 153-162 (2011).
  12. Sachse, D., Solevåg, A. L., Berg, J. P., Nakstad, B. The role of plasma and urine metabolomics in identifying new biomarkers in severe newborn asphyxia: A study of asphyxiated newborn pigs following cardiopulmonary resuscitation. PLoS One. 11 (8), 0161123 (2016).
  13. Solevag, A. L., Dannevig, I., Nakstad, B., Saugstad, O. D. Resuscitation of severely asphyctic newborn pigs with cardiac arrest by using 21% or 100% oxygen. Neonatology. 98 (1), 64-72 (2010).
  14. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Šaltytė-Benth, J., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Reliability of pulse oximetry in hypoxic newborn pigs. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 27 (8), 833-838 (2014).
  15. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Extended series of cardiac compressions during CPR in a swine model of perinatal asphyxia. Resuscitation. 81 (11), 1571-1576 (2010).
  16. Solevag, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Return of spontaneous circulation with a compression:ventilation ratio of 15:2 versus 3:1 in newborn pigs with cardiac arrest due to asphyxia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 96 (6), 417-421 (2011).
  17. Dotinga, B. M., Solberg, R., Saugstad, O. D., Bos, A. F., Kooi, E. M. W. Splanchnic oxygen saturation during reoxygenation with 21% or 100% O2 in newborn piglets. Pediatric Research. 92 (2), 445-452 (2021).
  18. Solberg, R., et al. Resuscitation with supplementary oxygen induces oxidative injury in the cerebral cortex. Free Radical Biology and Medicine. 53 (5), 1061-1067 (2012).
  19. Solevåg, A. L., et al. Myocardial perfusion and oxidative stress after 21% vs. 100% oxygen ventilation and uninterrupted chest compressions in severely asphyxiated piglets. Resuscitation. 106, 7-13 (2016).
  20. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Lung injury in asphyxiated newborn pigs resuscitated from cardiac arrest - The impact of supplementary oxygen, longer ventilation intervals and chest compressions at different compression-to-ventilation ratios. The Open Respiratory Medicine Journal. 6 (1), 89-96 (2012).
  21. Berisha, G., Solberg, R., Klingenberg, C., Solevag, A. L. Neonatal impedance cardiography in asphyxiated piglets-A feasibility study. Frontiers in Pediatrics. 10, 804353 (2022).
  22. Solevåg, A. L., et al. Ventilation with 18, 21, or 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated piglets: A randomized controlled animal trial. Neonatology. 117 (1), 102-110 (2020).
  23. The Three Rs. Norecopa. , Available from: https://norecopa.no/alternatives/the-three-rs (2022).
  24. Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Official Journal of the European Union. , Available from: https://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=CELEX:32010L0063 (2010).
  25. Bovill, J. G., Sebel, P. S., Stanley, T. H. Opioid analgesics in anesthesia: With special reference to their use in cardiovascular anesthesia. Anesthesiology. 61 (6), 731-755 (1984).
  26. Hansen, D. D., Hickey, P. R. Anesthesia for hypoplastic left heart syndrome: Use of high-dose fentanyl in 30 neonates. Anesthesia & Analgesia. 65 (2), 127-132 (1986).
  27. Schieber, R. A., Stiller, R. L., Cook, D. R. Cardiovascular and pharmacodynamic effects of high-dose fentanyl in newborn piglets. Anesthesiology. 63 (2), 166-171 (1985).
  28. Wyckoff, M. H., et al. 2021 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations: Summary from the Basic Life Support; Advanced Life Support; Neonatal Life Support; Education, Implementation, and Teams; First Aid Task Forces; and the COVID-19 Working Group. Circulation. 145 (9), 645-721 (2022).
  29. Kyng, K. J., et al. A piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. Journal of Visualized Experiments. (99), e52454 (2015).
  30. Cheung, P. Y., Gill, R. S., Bigam, D. L. A swine model of neonatal asphyxia. Journal of Visualized Experiments. (56), e3166 (2011).
  31. Manueldas, S., et al. Temporal patterns of circulating cell-free DNA (cfDNA) in a newborn piglet model of perinatal asphyxia. PLoS One. 13 (11), 0206601 (2018).
  32. Foster, K. A., et al. An improved survival model of hypoxia/ischaemia in the piglet suitable for neuroprotection studies. Brain Research. 919 (1), 122-131 (2001).
  33. Patel, S., et al. Pulseless electrical activity: A misdiagnosed entity during asphyxia in newborn infants. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 104 (2), 215-217 (2019).
  34. Best, K., Wyckoff, M. H., Huang, R., Sandford, E., Ali, N. Pulseless electrical activity and asystolic cardiac arrest in infants: Identifying factors that influence outcomes. Journal of Perinatology. 42 (5), 574-579 (2022).
  35. Hidalgo, C. G., et al. Sustained inflation with 21% versus 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated newborn piglets - A randomized controlled animal study. Resuscitation. 155, 39-47 (2020).
  36. Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M., Nakstad, B., Saugstad, O. D., Cheung, P. Y. Association between brain and kidney near-infrared spectroscopy and early postresuscitation mortality in asphyxiated newborn piglets. Neonatology. 112 (1), 80-86 (2017).
  37. Fugelseth, D., Satas, S., Steen, P. A., Thoresen, M. Cardiac output, pulmonary artery pressure, and patent ductus arteriosus during therapeutic cooling after global hypoxia-ischaemia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 88 (3), 223-228 (2003).
  38. Welsh, M. J., Rogers, C. S., Stoltz, D. A., Meyerholz, D. K., Prather, R. S. Development of a porcine model of cystic fibrosis. Transactions of the American Clinical and Climatological Association. 120, 149-162 (2009).
  39. Cameron, D. E., Tam, V. K. H., Cheng, W., Braxton, M. Studies in the physiology of cardiopulmonary bypass using a swine model. Swine as Models in Biomedical Research. Swindle, M. M., Moody, D. C., Phillips, L. C. , Iowa State University Press. Ames, Iowa. 187-197 (1992).
  40. Barouxis, D., Chalkias, A., Syggelou, A., Iacovidou, N., Xanthos, T. Research in human resuscitation: What we learn from animals. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 25, Suppl 5 44-46 (2012).
  41. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), 79-83 (1979).

Tags

Медицина выпуск 191
Модель перинатальной асфиксии поросенка для изучения повреждения сердца и гемодинамики после остановки сердца, реанимации и возвращения спонтанного кровообращения
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Stenersen, E. O., Olsen, A.,… More

Stenersen, E. O., Olsen, A., Melheim, M., Solberg, R., Dannevig, I., Schmölzer, G., Cheung, P. Y., Nakstad, B., Saugstad, O. D., Rønnestad, A., Solevåg, A. L. A Piglet Perinatal Asphyxia Model to Study Cardiac Injury and Hemodynamics after Cardiac Arrest, Resuscitation, and the Return of Spontaneous Circulation. J. Vis. Exp. (191), e64788, doi:10.3791/64788 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter