Enfoque de intersección de volumen fijo para la evaluación de contractilidad serial con bucles de presión-volumen cerrados en un modelo porcino

Resumen

Este protocolo pretende proporcionar un protocolo porcino de pecho cerrado factible para cuantificar en serie la contractilidad del VE independiente de la carga, fijando V₀ y calculando Ees de un solo latido, eliminando oclusiones repetidas de VCI para mejorar la seguridad y estabilidad en experimentos hemodinámicamente frágiles y agudos.

Resumen

La relación presión-volumen al final de la sístole (ESPVR) es ampliamente considerada el estándar de oro e independiente de la carga descriptor de la contractilidad ventricular izquierda (VVE). Prácticamente, la ESPVR suele aproximarse como una línea recta definida por su pendiente - elastancia extremistólica (Ees), un índice directo del estado contráctil - y su intersección en el eje volumétrico (V₀), el volumen teórico del VE a presión cero. In vivo, la ESPVR se deriva clásicamente de oclusiones seriadas de la vena cava inferior (IVC) realizadas con monitorización simultánea de la presión-volumen (PV) del VVE. Sin embargo, en estados patológicos como el shock cardiogénico, la necesaria disminución de la carga previa puede provocar taquiarritmias reflejas e inestabilidad hemodinámica transitoria o sostenida, limitando la viabilidad y la interpretabilidad. Por ello, se justifican métodos para la evaluación in vivo de la inotropía durante estados hemodinámicamente frágiles.

Este protocolo pretende describir un modelo experimental práctico en el que V₀ se determina una vez bajo condiciones de base estables y luego se mantiene fijo para una estimación posterior de Ees de un solo pulso a partir de bucles PV de VV. Este enfoque, detallado paso a paso para su uso en estudios agudos con animales grandes, permite una evaluación serial continua de la contractilidad sin oclusiones repetidas de la VCI. En un modelo de choque cardiogénico porcina, se monitoriza de forma fiable los cambios independientes de la carga en el rendimiento miocárdico, evitando arritmias e inestabilidad hemodinámica provocadas por la reducción previa a la carga. Por tanto, el método es muy adecuado para experimentos agudos de tórax cerrado en los que la geometría ventricular permanece inalterada y la contractilidad modula principalmente la pendiente del ESPVR en lugar de su intercepción. No obstante, la suposición de V₀ fijo representa una simplificación metodológica que introduce un error sistemático deliberado y solo debe aplicarse cuando la manipulación repetida de la precarga sea impráctica o insegura. Cuando se produce remodelación estructural, dilatación profunda del VE o cambios marcados en la presión torácica, el V₀ debe ser reestimado. En general, este protocolo proporciona un enfoque factible y fisiológicamente sólido para la evaluación de contractilidad en serie en modelos animales grandes inestables, equilibrando el rigor metodológico con la seguridad experimental y la practicidad.

Introducción

La contractilidad del ventrículo izquierdo (VI) es la capacidad intrínseca del miocardio para generar presión independientemente de las condiciones de carga ^1,2,3. Es un determinante crítico del volumen ictus cardíaco, el gasto cardíaco y la presión arterial. Por tanto, al sufrir isquemia miocárdica aguda, el corazón puede perder rápidamente^{la contractilidad 4}. Por tanto, la contractilidad miocárdica alterada puede causar insuficiencia cardíaca aguda y shock cardiogénico (EC)⁵. La CES provoca hipotensión y perfusión insuficiente de órganos, lo que conduce a una alta mortalidad (30%–50% ingreso hospitalario) a pesar de la terapia^{agresiva 5,6}. Las terapias médicas comunes implican agentes inotrópicos como la noradrenalina, la dobutamina y la milrinona que aumentan la contractilidad pero también pueden afectar directamente al tonus^{vascular 7}. La evaluación de la contractilidad es de especial interés al investigar nuevos tratamientos farmacológicos, evaluar la gravedad de la enfermedad o trabajar con modelos experimentales.

Métricas tradicionales como la fracción de eyección del VE o dP/dt(max) dependen de la carga y pueden tergiversar el verdadero estado contráctil cuando cambia la precarga o la postcarga. Esto subraya el valor de índices de contractilidad independientes de la carga, como la elastancia sistólica (Ees), que pueden seguir de forma más fiable el rendimiento^{miocárdico 1}.

Por ello, se han desarrollado métodos in vivo para evaluar la contractilidad, considerándose el análisis presión-volumen (PV) el estándar de oro en la investigación^{experimental 8}. El enfoque clásico in vivo para cuantificar las Ees es realizar una oclusión de la vena cava inferior (IVC) para reducir gradualmente y de forma transitoria la precarga. Al registrar los puntos concomitantes de presión sistólica (ESP) y volumen al final de la sístol (ESV) durante esta reducción de precarga, se puede colocar una línea de regresión de ESPVR y determinar su pendiente, Ees, definiéndose la intersección x de esa línea como V₀ - el volumen teórico en generación de presión cero. Sin embargo, en estados frágiles, como el CS, incluso una breve oclusión de la VCI puede causar hipotensión severa, arritmias o comprometer aún más la perfusión del órgano terminal en un estado de gasto cardíaco ya críticamente bajo, limitando la viabilidad y la interpretabilidad.

En el presente protocolo de estudio, se presenta una alternativa práctica al método tradicional de oclusión de la VCI para su uso en experimentos agudos de tórax cerrado, donde se realiza una única oclusión de la VCI bajo condiciones de línea base estables para determinar el intercepto V₀ del eje volúmene. Este valor se asume entonces constante para las estimaciones posteriores de un solo golpe de Ees. Este enfoque se basa en evidencia de estudios aislados e intactos en animales que muestran que los cambios inotrópicos agudos alteran principalmente la pendiente del ESPVR (Ees), mientras que el intercepto permanece en gran medida estable ^2,9,10. Al evitar oclusiones repetidas, el método minimiza arritmias e inestabilidad hemodinámica, al tiempo que preserva una evaluación precisa e independiente de la carga de la contractilidad del VVE. En este protocolo, esta estrategia se aplica en un modelo porcino de tórax cerrado de CS utilizando un catéter PV basado en admitancia, basado en experiencias de estudios^previos 4,8,11,12,13,14,15,16. Aunque este enfoque de intersección fija está destinado a experimentos agudos, cerrados en tórax con geometría ventricular estable, su aplicabilidad es limitada en entornos con tamaño cambiante de cámara, presiones torácicas alteradas o remodelación estructural; estas limitaciones prácticas deben considerarse al evaluar la idoneidad del método para un estudio dado. A diferencia de enfoques previos de un solo golpe o basados en modelos, este protocolo determina V₀ empíricamente bajo condiciones estables de línea base y luego lo aplica durante todo el experimento, ofreciendo una alternativa más segura y factible para la evaluación serial de la contractilidad independiente de la carga en modelos animales grandes hemodinámicamente frágiles.

Protocolo

Este protocolo está aprobado por la Inspección Danesa de Investigación Animal (permiso nº: 2023–15–0201–01466, emitido el 19/06–2023). Se utilizaron cerdos hembras de la Landrace danesa de aproximadamente 60 kg. Los reactivos y el equipo empleado están listados en la Tabla de Materiales.

1. Anestesia y ventilación

1. Preanestesiar al cerdo con inyección intramuscular de una mezcla anestésica de 1 mL/kg, que contenga 25 mg/mL de tiletamina, 25 mg/mL de zolazepam, 2,5 mL de butorfanol (10 mg/mL), 1,25 mL de cetaminol veterinario (100 mg/mL) y 6,25 mL de xilazina veterinaria (20 mg/mL).
   NOTA: La administración preanestésica reducirá el estrés, la nocicepción y la liberación de catecolaminas durante el transporte.
2. Transporta al animal desde las instalaciones de la granja hasta las de investigación.
3. Establecer acceso intravenoso (I.V.) en una vena marginal usando un catéter venoso de 18-20 G (Figura 1). Fijar el catéter intravenoso usando cinta o material de yeso adecuado. Enjuague con 10 mL de solución salina para asegurar la colocación correcta.
   NOTA: Puede aparecer una protuberancia subcutánea tras un lavado con solución salina si el catéter no se coloca correctamente. Considere colocar un acceso intravenoso adicional de respaldo en el oído opuesto en caso de desplazamiento.
4. Instala un sensor de pulsioximetría para monitorizar temprano la saturación de oxígeno arterial.
   NOTA: En caso de hipoxia con saturación de oxígeno inferior al 90%, administra el 100% de oxígeno mediante mascarilla facial sobre el hocico del cerdo hasta que se restablezca la normoxia. Asegúrate de tener suficiente saturación de oxígeno antes de pasar al paso 5.
5. Coloque al cerdo en posición supina sobre la mesa de operaciones. Intube al cerdo con un tubo traqueal interno de 7,5–8,0 mm de diámetro mediante laringoscopia directa. Confirme la colocación correcta del tubo observando el dióxido de carbono espiratorio persistente en el ventilador. Infla el manguito del tubo endotraqueal y fije el tubo al hocico.
6. Ajusta la configuración del ventilador y comienza la ventilación a presión positiva usando los siguientes ajustes:
   1. Ajuste de ventilación controlado por presión y con control de volumen.
   2. Volumen de marea 8 mL/kg.
   3. Presión positiva al final de la espiración de 5_{cmH 2}O.
   4. Una fracción de oxígeno inspirada en la títria a la normoxia, por ejemplo, saturación de oxígeno arterial >94%.
   5. Ajusta la frecuencia respiratoria a normocapnia, por ejemplo, presión parcial arterial de CO₂ 4,5–5,5 kPa.
7. Iniciar y mantener la anestesia general mediante el acceso intravenoso usando propofol a 3,5–4,5 mg/kg/h y fentanilo a 12,5–15,5 μg/kg/h. Evalúa la profundidad anestésica por ausencia de reflejos corneales y ciliares y la falta de respuesta a la estimulación nociva. PRECAUCIÓN: No dejes a los animales sin supervisión en ningún momento. Asegúrate de que todo el personal del experimento reciba la formación adecuada y pueda realizar un seguimiento correcto de la profundidad anestésica.
8. Coloca un ECG de 3 derivaciones (extremidad anterior derecha, extremidad anterior izquierda, extremidad posterior izquierda).
9. Coloca un catéter urinario en la vejiga urinaria y conecta el extremo externo a una bolsa de muestra.
10. Monitoriza la temperatura del núcleo usando una sonda rectal.
    NOTA: La temperatura corporal normal del núcleo en un cerdo adulto es de 38,5–39,5 °^{C 17}. La hipotermia debe corregirse utilizando dispositivos de calentamiento activo, por ejemplo, el uso de mantas calefactadas para evitar la modificación de la hemodinámica o arritmias inducidas por hipotermia.

2. Acceso intravascular guiado por ultrasonidos

1. Establecer los siguientes accesos intravasculares utilizando la guía por ultrasonido y la técnica de Seldinger. Estos accesos permitirán una evaluación de Ees de un solo tiempo.
   1. Inserta una vaina de 8 Fr en una arteria carótida común.
      NOTA: Esta vaina se utilizará para introducir el catéter PV del VS.
   2. Inserta una vaina de 12 Fr en una vena femoral.
      NOTA: Esta vaina se utilizará para introducir el balón de oclusión de la VCI.
2. Establecer los siguientes accesos intravasculares utilizando la guía por ultrasonido y la técnica de Seldinger. Estos accesos permitirán el seguimiento hemodinámico.
   1. Inserta una vaina de 7 Fr en una arteria femoral.
      NOTA: Esta vaina se utilizará para el control invasivo de la presión arterial. La presión arterial arterial invasiva también puede medirse en otros lugares, como en una arteria de la extremidad.
   2. Inserta una vaina de 8 Fr en una vena yugular externa.
      NOTA: Esta vaina se utilizará para la inserción de un catéter de la arteria pulmonar y para la evaluación de las presiones de la arteria pulmonar.
3. Establecer los accesos intravasculares necesarios para el modelo de enfermedad deseado. En este caso, se establece el siguiente acceso intravascular.
   1. Inserta una vaina de 8 Fr en la arteria carótida común opuesta como en el paso 1.1. Esta vaina se usará para la cateterización coronaria y embolización, que inducirán la cesárea.
      NOTA: Se pueden establecer accesos adicionales según el protocolo del estudio.
4. Para asegurar la colocación correcta de las vainas intravasculares, extrae sangre de cada vaina con una jeringuilla de 10 mL. Una vaina correctamente colocada no tendrá resistencia al aspirar sangre ni al lavarse con suero.
5. Sutura todas las vainas a la piel y conecta todas las vainas a los sistemas de monitorización correspondientes.
   NOTA: Las vainas deben limpiarse con frecuencia para evitar la coagulación de sangre dentro de ellas. Alternativamente, dependiendo del protocolo del estudio, los cerdos pueden ser heparinizados.
6. Tras la calibración de presión según las instrucciones del fabricante, coloque el catéter VV LV como se describió^{anteriormente 8} (Figura 1).

3. Colocación del balón de presión ventricular izquierdo y vena cava inferior

1. Antes de la inserción del catéter PV, realizar la calibración de resistividad sanguínea para cada animal.
   1. Extrae sangre en un vial criogénico de 0,5 mL. Realiza una medición de resistividad sanguínea usando la sonda de calibración inmediatamente después de la extracción de sangre.
2. Inserta el catéter PV del VE a través de una vaina carótida de 8 Fr. Durante la guía fluoroscópica de baja dosis, sigue el coletón del catéter PV del VE hasta la válvula aórtica. Avanza por la válvula aórtica durante la sístole.
   NOTA: No debería haber resistencia en ningún momento durante el avance del catéter PV del VS.
3. Coloca la punta del catéter PV del VE lo más cerca posible del ápice del VV.
4. Siga el protocolo del fabricante para elegir el número relevante de segmentos de volumen de registro y así optimizar la posición del catéter VV basado en las señales de fase y magnitud registradas.
   NOTA: La ubicación del catéter es muy importante para la recogida de datos. La ubicación puede confirmarse mediante guía fluoroscópica. Sin embargo, la confirmación de la posición correcta también puede realizarse usando los valores de fase. La señal debe tener un valor medio <10° y una forma periódica. Durante la colocación del catéter PV, debe seleccionarse el segmento correcto. En la configuración inicial (segmento 1), los electrodos 1 a 4 están activos. En esta posición, el volumen medido suele subestimarse, normalmente porque los electrodos están demasiado alejados de la válvula aórtica. En el segmento 2, los electrodos 1, 2, 4 y 5 están activos; dependiendo de las dimensiones ventriculares, esta configuración puede producir señales de bajo volumen. Al avanzar al segmento 3, se utilizan los electrodos 1, 2, 5 y 6, que, en cerdos adultos, generalmente producen volúmenes fisiológicos y lazos PV con la forma adecuada. Un avance adicional al segmento 4 (electrodos 1, 2, 6 y 7) puede extender el campo de detección más allá de la longitud ventricular, produciendo señales inexactas en corazones más pequeños.
5. Inserta el balón de la VI a través de la vaina femoral de 12 Fr y avanza el balón hasta el nivel del diafragma guiado por fluoroscopia.
   NOTA: El experimento puede pausarse en este nivel para estabilizar la hemodinámica antes de que comience el protocolo de investigación. En este paso se pueden corregir valores anómalos de hemodinámica, ventilación y electrolitos. Un periodo de estabilización de 1–2 horas suele ser^suficiente 13,14,15,16.

4. Mediciones de referencia y determinación de V₀

1. En una línea base saludable, siguiendo la instrumentación descrita, realizar la calibración de todo el equipo, incluido el catéter VV V según lo descrito por el fabricante, y como se ha descrito detalladamente en otros^{lugares 8}.
   NOTA: Tanto la presión como el volumen deben calibrarse dependiendo de si el catéter utiliza tecnologías basadas en admitancia o conductancia. La calibración por presión debe realizarse antes de la inserción del catéter. En resumen, la calibración implica los siguientes pasos:
   1. Realizar calibración de presión antes de la inserción in vivo del catéter PV del VS.
   2. Asegura un ritmo sinusal estable.
   3. Al utilizar catéteres basados en tecnología de admitencia, utiliza el volumen sistólico derivado del catéter de la arteria pulmonar para la calibración del volumen.
      NOTA: El escaneo de calibración de volumen de referencia debe realizarse durante la apnea transitoria al final del espiratorio.
2. Realizar una retención respiratoria transitoria al final del ciclo espiratorio durante 10–15 ciclos cardíacos para obtener los valores iniciales.
   NOTA: Tras cada retención respiratoria al final de la espiración, dejar que el animal se recupere hasta normalizar los valores hemodinámicos como la frecuencia cardíaca y la presión arterial, así como los valores respiratorios como la saturación arterial de oxígeno y el_CO2 final del espiratorio.
3. Para determinar V₀, realiza los siguientes pasos:
   1. Haz otra retención respiratoria al final de la espiración y espera unos latidos antes de inflar lentamente el globo de la VI hasta que la presión del ventriculo baje de 50 mmHg. Desinfla el balón rápidamente y reanuda la ventilación.
      NOTA: Este procedimiento disminuirá progresivamente la precarga del LV, y los bucles PV deben demostrar un desplazamiento progresivo hacia la izquierda y hacia abajo durante la reducción de precarga ^1,2,3 (Figuras 2A y Figura 3A).
   2. Permitir que los animales se recuperen, siguiendo cada oclusión de la VCI y la retención de la respiración hasta que se restablezcan la normoxia, la normocapnia y la normotensión. Esto suele durar entre 2 y 3 minutos. Realizar dos rondas adicionales de oclusión de la VCI. Asegurar un ritmo sinusal estable.
      NOTA: Ocasionalmente, la inflación del balón de la VCI para disminuir la precarga puede inducir arritmias o extrasistólias ventriculares, que pueden alterar el flujo sanguíneo y, por tanto, dificultar el análisis de datos. En este caso, realizar una inflación más lenta del balón de la CEI. Se deben realizar tres oclusiones independientes sin arritmias.
   3. Tras las tres oclusiones, no son necesarias más oclusiones de la VI. Se puede retirar el catéter con balón de la VI.
4. En LabChart 8 Pro, abre el módulo PV Loop incorporado. En Analiza, select Oclusión. Seleccione manualmente bucles secuenciales durante la reducción de precarga para su análisis. Excluya los latidos ectópicos y los ciclos adyacentes. Aplique ajuste lineal o cuadrático usando el menú desplegable.
   NOTA: V₀ puede calcularse directamente después de las mediciones de referencia o durante el análisis de datos post hoc. Para cada ciclo retenido durante la reducción de precarga, se identifican el ESP y el ESV usando las definiciones estándar del módulo.
   1. Utilice la función incorporada del software para analizar los ciclos cardíacos seleccionados. Se deben analizar 10 bucles durante la reducción progresiva de precarga. Filtrar todos los latidos cardíacos y excluir manualmente los latidos ectópicos o artefactos, conservando solo bucles monótonos y de evolución suave. Si se prefiere, se han descrito métodos automáticos de limpieza de^{datos 18}.
      NOTA: Durante la oclusión de la VI, el VI es propenso a arritmias. En caso de latidos ectópicos supraventriculares o ventriculares, estos latidos deben eliminarse junto con el anterior y el siguiente latido cardíaco (Figura 2B). Además, dependiendo de la frecuencia cardíaca, la oclusión de la VI puede desencadenar reflejos barorreceptores, que pueden influir en la inotropía.
   2. Para latidos cardíacos retenidos, asegúrese manualmente de que la función integrada del software identifique correctamente la presión y volumen al final de la sistólica.
   3. Ajusta la línea ESPVR.
      NOTA: Principalmente, se puede usar una línea ESPVR ajustada^{linealmente 1,2} (Figura 2A). Sin embargo, la línea de ESPVR puede ser curvilínea ^1,19,20,21 (Figura 3). Si el ESPVR es visiblemente curvilíneo, aplica un ajuste no lineal aceptado al ESPVR, por ejemplo, regresión cuadrática usando los menús desplegables 19,21,22. Software de análisis como LabChart 8 Pro permite múltiples opciones. Cuando el ESPVR sigue visualmente una línea recta, debe aplicarse un ajuste lineal de mínimos cuadrados; cuando la curvilinealidad es evidente, puede utilizarse un ajuste cuadrático. PRECAUCIÓN: La selección de ajuste ESPVR lineal frente a cuadrático debe guiarse tanto por la bondad objetiva del ajuste del módulo integrado como por la inspección visual de la forma del ESPVR. Se deben aplicar reglas de decisión predefinidas, por ejemplo, se puede preferir un modelo cuadrático si mejora el ajuste de^R2 en ≥0,05 en comparación con el ajuste lineal (Figura 4)²³; sin embargo, siempre debe realizarse una inspección visual de la morfología de los lazos y los patrones residuales para confirmar la curvatura fisiológicamente plausible. Pequeñas mejoras numéricas en^R2 sin evidencia visual consistente de curvilinealidad no deberían justificar el uso de ajuste no lineal.
   4. Calcular el V₀ desde la línea ESPVR ajustada, lineal o curvilínea, como la intersección con el eje X.
      NOTA: Se debe documentar la forma del modelo y la bonura del ajuste. Cuando se observa una convexidad significativa del ESPVR, los ajustes lineales pueden subestimar la elastancia verdadera a presiones más altas y sobreestimarla a presiones bajas (Figura 4). En estos casos, se recomienda el ajuste cuadrático para la determinación de V₀ como se describe en el paso 4.3. Aunque la estimación de Ees de un solo golpe es necesariamente lineal, es esencial conocer la curvatura del ESPVR, ya que el comportamiento no lineal puede influir en las mediciones en serie, especialmente durante grandes cambios de poscarga.
   5. Repite el enfoque a través de las tres oclusiones independientes y toma la media de las tres mediciones de V₀ .
      NOTA: Negativo V₀ no implica un volumen ventricular negativo físicamente significativo; más bien, refleja las limitaciones del modelo lineal ESPVR y la no linealidad subyacente de la mecánica ventricular, especialmente a bajos volúmenes y presiones. La aparición de negativo V₀ es más frecuente en ventrículos con alta contractilidad y especialmente cuando se aplican ajustes lineales en rangos de carga más altos.
5. Calcula Ees como la pendiente de la recta entre el V₀ y el punto medio de presión y volumen al final de la sistólia desde el paso 2.
   NOTA: En este punto, se han realizado las medidas de referencia y ahora se puede aplicar el modelo de enfermedad relevante. El experimento puede pausarse en este nivel para asegurar una hemodinámica normal, parámetros ventilatorios y electrolitos.

5. Inducción del shock cardiogénico isquémico

NOTA: Este protocolo describe cómo se puede estimar la EE sin oclusiones adicionales de la CI en un modelo de EC isquémica, como se describe^en 4,11,12,13,14. Un protocolo detallado para este modelo de enfermedad está fuera del alcance de este protocolo y puede encontrarse en otro ^{lugar 24}. En resumen, la EC se induce de la siguiente manera:

1. Producir una suspensión estándar de partículas de embolización mezclando microesferas de 0,125 g con 5 mL de contraste yodado y 5 mL de solución salina al 0,9%, obteniendo un volumen total de 10 mL. Agite suavemente la suspensión antes y durante el uso, e inyecte 1 mL de alicotas a través del catéter guía coronario (Figura 5).
2. Colocar un catéter guía coronario (5–7 Fr, por ejemplo, JL 3.5) a través de una vaina arterial en una arteria carótida (véase paso 2) hasta el ostio de la arteria coronaria izquierda.
3. Inducir isquemia miocárdica y FC mediante microembolización intracoronaria escalonaria de la arteria coronaria principal izquierda utilizando partículas comerciales de embolización con alcohol polivinílico. Después de cada inyección, dejar que la hemodinámica se estabilice durante 2–5 minutos y repetir las inyecciones hasta que el gasto cardíaco por termodilución o la saturación de oxígeno venoso mezclado disminuya en un 30% respecto a la línea base (Figura 6).
   NOTA: La inducción exitosa de la CS se confirma mediante el estrechamiento de los lazos PV y el desplazamiento hacia la derecha del volumen al final de la sistólica, reflejando una disminución abrupta de la^{contractilidad 4,9}.

6. Determinación serial de Ees a tiempo único a lo largo del estudio

NOTA: Los datos PV pueden analizarse utilizando LabChart 8 Pro u otro software similar que incluya un módulo dedicado de análisis de bucles PV. Todas las grabaciones deben ser inspeccionadas visualmente para asegurar un ritmo sinusal estable y la ausencia de desviación de señal. Los ciclos cardíacos individuales son segmentados automáticamente por el software y deben revisarse manualmente posteriormente. Las extrasístoles ventriculares, así como el latido inmediatamente anterior y el inmediatamente siguiente al ciclo ectópico, deben excluirse, ya que las condiciones de carga se alteran temporalmente a lo largo de los tres tiempos.

1. Tras definir_{un V 0} específico del sujeto en la línea base (véase la sección anterior), realizar una estimación de un solo tiempo de los Ees sin oclusiones adicionales de la VCI.
2. En cada momento de tiempo, realiza tres retenciones respiratorias consecutivas al final del tiempo durante 10–20 ciclos cardíacos mientras se registran bucles PV. Para cada punto temporal, basándose en los periodos de espera respiratoria, se definen las medias de ESP y ESV.
   NOTA: Asegurar un ritmo parasinial estable durante los periodos transitorios de apnea. La morfología de cada lazo individual debe ser inspeccionada cuidadosamente. Los lazas deben incluirse solo si representan un ciclo ventricular fisiológicamente plausible con condiciones de carga estables y una generación realista de presión ventricular. Los latidos ectópicos, los latidos inmediatamente anteriores y posteriores a la ectopía, no deben incluirse en el análisis (Figura 2). Para protocolos detallados sobre la selección de latidos, consulte la guía metodológica^{publicada 8,18}.
   PRECAUCIÓN: Un PEEP alto puede influir en las condiciones de retorno venoso y carga¹². Asegúrese de que los bucles caigan unos sobre otros, indicando condiciones de carga iguales. Aunque aproximadamente 10 bucles suelen ser suficientes para el análisis ESPVR, puede ser necesario ocasionalmente un registro más largo de oclusión en VIVC para confirmar que no se produce ningún desplazamiento adicional hacia la izquierda de los puntos de la extrema sistólica mientras la presión continúa disminuyendo (Figura 2, Figura 3 y Figura 4).
3. Calcula los Ees para cada punto temporal usando los valores fijos de V₀ y la media de ESP y ESV de los bucles PV de sostenida^{respiración 2}
   NOTA: Durante el resto del protocolo, V₀ se mantiene constante mientras que ESP y ESV pueden variar entre puntos temporales según el protocolo de estudio e intervenciones. Por tanto, ningún efecto de carga o estado contráctil puede influir en V₀, solo Ees.

Resultados

Las instrucciones anteriores presentan un protocolo para derivar Ees en base a un solo pulso, manteniendo constante el volumen teórico de generación de presión cero, V₀. Esta sección presenta datos de dos estudios realizados en nuestro laboratorio. Primero, se realizó un estudio piloto separado para examinar el desarrollo de V₀ y Ees tras la inducción de CS. Segundo, en un gran conjunto de datos de 30 pigs incluidos en estudios previamente publicados, se presenta el...

Discusión

Este protocolo describe una estrategia pragmática, reproducible y factible para la evaluación en serie e independiente de la carga de la contractilidad del VVE, viable incluso en enfermedades cardíacas agudas como la CS isquémica. El protocolo utiliza un intercepto fijo en el eje de volumen, V₀, para estimar los Ees a partir de latidos individuales, evitando oclusiones repetitivas de la VCI y reduciendo así el riesgo de arritmias e hipotensión durante condiciones cardiovascula...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
0.9% saline	Fresenius Kabi, Germany	921046	Microsphere suspension and flush
10 mL syringes	BD, USA	BD Plastipak 302143	Microsphere injection
12 Fr femoral venous sheath	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Para la inserción del balón de oclusión de la VCI
20 G venous catheter	BD, USA	BD Insyte 381223	Acceso IV en vena de la oreja
7 Fr femoral arterial sheath	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Monitoreo de presión arterial invasivo
8 Fr carotid arterial sheath	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Acceso para el catéter LV PV
8 Fr jugular venous sheath	Terumo, Japan	Radifocus Introducer II	Acceso para el catéter de la arteria pulmonar
Contour PVA microspheres	Boston Scientific, USA	Contour 355–500 µm	Inducción de shock cardiogénico isquémico
Coronary guide catheter	Boston Scientific, USA	JL 3.5 / JR 4.0	Acceso coronario para la inyección de microesferas
ECG electrodes (3-lead)	Ambu, Denmark	BlueSensor P	Monitoreo ECG continuo
Endotracheal tube 7.5–8.0 mm	Smiths Medical, UK	Portex ETT	Intubación traqueal
Fentanyl (IV)	Hameln Pharma, Germany	Fentanyl Hameln	Analgesia IV continua
Fluoroscopy system	-	-	Guía de catéter
Heated blankets	3M, USA	Bair Hugger Warming Unit	Mantenimiento de la normothermia
Heparin	Leo Pharma, Denmark	Innohep	Anticoagulación si se utiliza
Iomeron contrast agent	Bracco Imaging, Italy	Iomeron 350	Angiografía coronaria y suspensión de microesferas
IVC occlusion balloon catheter	Fogarty / Edwards Lifesciences, USA	Fogarty Occlusion Balloon	Reducción temporal del precarga
LabChart 8 Pro software	ADInstruments, New Zealand	LabChart 8 Pro	Adquisición y análisis del bucle PV
LV PV catheter (admittance)	Millar Inc., USA	MPVS Ultra PV Loop Catheter	Medición de presión y volumen LV basada en admitancia
Mechanical ventilator	GE Healthcare, USA	Datex Ohmeda S/5	Ventilación con presión positiva
MPVS Module	ADInstruments, New Zealand	MPVS Ultra/Duo	Interfaz para catéter PV
PowerLab data acquisition system	ADInstruments, New Zealand	PowerLab 16/35	Adquisición de señal
Propofol (IV)	Fresenius Kabi, Germany	Diprivan / Propofol-Lipuro	Anestesia IV continua
Pulmonary artery catheter 7.5 Fr	Edwards Lifesciences, USA	Swan-Ganz 131HF7	CO por termodiluición y presión PA
Pulse oximeter	-	-	Monitoreo de saturación de oxígeno periférico
Rectal temperature probe	-	-	Monitoreo de temperatura central
Seldinger guidewires	Terumo, Japan	Radifocus Guide Wire M	Acceso vascular
Sterile saline flushes	Fresenius Kabi, Germany	0.9% NaCl	Limpieza de vainas
Suture material	Ethicon, USA	Vicryl 3-0	Fijación de vainas
Syringe pumps	Becton Dickinson (BD), USA	BD Alaris	Infusión anestésica continua
Ultrasound system	-	-	Guía de acceso vascular
Urinary catheter	Teleflex, USA	Rüsch Foley catheter	Drenaje de la vejiga
Zoletil (tiletamine/zolazepam)	Virbac, France	Zoletil 100	Utilizado para pre-anestesia; mezclado con butorfanol, ketamina, xilazina según el protocolo