Name: En Fraccionamiento subcelular situ de células mamíferas adherentes y no adherentes- (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-07-23T17:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 20 s
Description: Aprende el fraccionamiento subcelular in situ de células mamíferas adherentes y no adherentes para estudiar la localización de proteínas mediante microscopía de inmunofluorescencia. Este método permite visualizar la distribución de proteínas en compartimentos celulares.

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Anyaporn Sawasdichai y Nazefah Abdul Hamid muy agradecidos con el Gobierno Real de Tailandia y el Gobierno de Malasia, respectivamente, para doctorado Becas. Este trabajo fue financiado por el Wellcome Trust proyecto de subvención concedida a PSJ y KG. También estamos agradecidos a la Universidad de Bristol Fondo Bioimagen Wolfson.

I. Preparación para el fraccionamiento En esta sección se describe la preparación de poli-L-lisina cubreobjetos recubiertos microscopio y la unión de las células antes de su fraccionamiento. Si es necesario que las células pueden ser transfectadas transitoriamente con los vectores de expresión de la proteína, ya sea antes o después de la unión. A. Preparación de poli-L-lisina cubreobjetos recubiertos <ol><li> Prepare una solución de 1mg/ml de poli-L-lisina en agua destilada. </li><li> Capa limpia cubreobjetos con poli-L-lisina, mediante su incubación en la solución de al menos 1 hora en una plataforma oscilante a 22 ° C. </li><li> Lave el cubreobjetos recubiertos con agua destilada estéril dos veces y seguir con un solo lavado con etanol al 96%. </li><li> Seque al aire los cubreobjetos recubiertos en un pedazo de papel de filtro y guardar en un recipiente seco para uso en el futuro (una vez seca se pueden apilar). </li></ol> B. Fijación de las células a cubreobjetos Las células no adherentes (aquí usamos células K562) <ol><li> Coloque un cubreobjetos recubiertos con poli-L-lisina en un pozo en una placa de 6 pocillos con la superficie recubierta hacia arriba. </li><li> Semillas de las células K562 a una densidad de 7x10 5 células / pocillo en Dulbecco modificado Eagles Medium (DMEM) suplementado con fetal al 10% de suero bovino (FBS) y PS (penicilina 100units/ml, 100mg/ml estreptomicina). En el caso de las células K562 de transfección transitoria se puede realizar utilizando electroporación (0.4cm cubetas de electroporación con 1x10 7 células en 200μl de los medios de comunicación a 250 / 975μF) antes de la siembra de las células. </li><li> Se incuban las células durante 24 horas a 37 ° C en 5% CO 2. </li><li> Se retira el medio y se lavan las células dos veces con fosfato helada (PBS). </li><li> Seguir con el protocolo de fraccionamiento subcelular. </li></ol> Células adherentes (aquí usamos células COS-7) <ol><li> Coloque un cubreobjetos sin revestimiento en un pozo en una placa de 6 pocillos. </li><li> Lavar dos veces en PBS precalentado a 37 ° C. </li><li> Separar las células por digestión con tripsina (0,03% de EDTA, 0,25% de tripsina) en PBS a 37 ° C durante 2 a 5 minutos. Es importante no pasar de digerir las células y para detener la digestión tan pronto como las células flotantes predominantemente individual están presentes. </li><li> Detener la digestión por la siembra de las células a una densidad de 3x10 5 células / pocillo en una placa de 6 pocillos en DMEM suplementado con FBS al 10% y el PSG (penicilina 100 unidades / ml, estreptomicina y 100ug/ml 292ug/ml L-glutamina) , en cubreobjetos normal. Células adherentes en general, un buen agarre en cubreobjetos microscopio normal, sin embargo, el poli-L-lisina cubreobjetos recubiertos puede ser utilizado en caso necesario. </li><li> Se incuban las células durante 24 horas a 37 º C y 5% CO 2. En el caso de Cos-7 en células de transfección transitoria se puede realizar utilizando Fugene 6 (Roche), si es necesario y las células de la izquierda para recuperar por un período de 24 horas a 37 ° C y 5% CO 2. </li><li> Se retira el medio y se lavan las células dos veces con PBS enfriado con hielo. </li><li> Seguir con el protocolo de fraccionamiento subcelular. </li></ol> II. Fraccionamiento subcelular En la fracción de terreno se lleva a cabo de acuerdo con el esquema que se muestra en la Figura 1 y se basa en un método descrito anteriormente 5 con las modificaciones descritas anteriormente, 7 y en el protocolo se detalla a continuación. Se recomienda la transferencia de los cubreobjetos a un nuevo máximo de 6 pocillos después de cada paso de fraccionamiento quitar el cubre antes de retirar el líquido. Aunque sólo cuatro cubreobjetos se requieren para obtener imágenes, cubreobjetos adicionales se requieren para producir extracto de células enteras y fracciones nucleares matriz de Western Blot si esto se va a realizar en paralelo. <ol><li> Preparar y el filtro del citoesqueleto de amortiguación (CSK): TUBOS 10 mM, sacarosa 300mm, 100mm NaCl, 3 mM MgCl2, 1 mM EGTA. CSK de amortiguación debe prepararse en el día de fraccionamiento. </li><li> Si es necesario que las células de un cubreobjetos se puede utilizar para preparar el extracto de células enteras de Western Blot colocando suavemente 200ul tampón TES (SDS al 1%, 2 mM EDTA, 20 mM Tris-HCl pH 7,4) directamente sobre el portaobjetos y el período de incubación de 1 ó 2 minutos a 22 ° C. El extracto de células enteras se puede retirar y se precipitaron las proteínas mediante la adición de 250ul de 1 M (NH 4) 2 SO 4 e incubando en hielo hasta que las muestras occidentales están listos. </li><li> Lavar los cubreobjetos restantes con 1 ml de hielo frío PBS dos veces a 22 ° C por la inclinación del 6 y la placa dos o tres veces. </li><li> Quitar el cubre representan células enteras y la transferencia a un nuevo máximo de 6 pocillos. Siga con la fijación de células y el protocolo de inmunofluorescencia. </li><li> Retire con cuidado la PBS de los pozos restantes. </li><li> Extracto de las proteínas nucleares y citoplasmáticas en forma no estructurada colocando suavemente 200ul buffer CSK + 0,1% (V / V) de Triton X-100 directamente en cada cubreobjetos restantes e incubando enhielo durante 1 minuto. </li><li> Retire el extracto nuclear citoplasmática y en forma no estructurada y precipitar tal como se describe en el paso 2. </li><li> Lavar los cubreobjetos con 1 ml de PBS frío hielo dos veces a 22 ° C por la inclinación del 6 y la placa. </li><li> Retire el material de cubreobjetos representa firmemente sostiene, nuclear y seguir con la fijación de células y el protocolo de inmunofluorescencia. </li><li> Retire con cuidado la PBS de los pozos restantes a continuación, extraer las proteínas firmemente sostiene, colocando suavemente 200ul buffer CSK + 0,5% (V / V) de Triton X-100 directamente en cada cubreobjetos restantes e incubar en hielo durante 20 minutos. </li><li> Quitar el extracto firmemente sostiene, y se precipitan como se describe en el paso 2. </li><li> Lavar los cubreobjetos con 1 ml de PBS frío hielo dos veces a 22 ° C por la inclinación del 6 y la placa. </li><li> Quitar el cubre representa la fracción de la cromatina y seguir con la fijación de células y el protocolo de inmunofluorescencia. </li><li> Retire con cuidado la PBS de los pozos restantes coloque 200ul CSK de amortiguación + 100ug/ml de DNasa I en el resto de cubreobjetos y se incuba durante 30 minutos a 37 ° C. </li><li> Quitar el extracto de la cromatina y se precipitan como se describe en el paso 2. </li><li> Lavar los cubreobjetos con PBS enfriado con hielo dos veces a 22 ° C por la inclinación del 6 y la placa. </li><li> Quitar los cubreobjetos que representa la fracción de la matriz nuclear y seguir con la fijación de células y el protocolo de inmunofluorescencia. </li><li> Si es necesario que las proteínas de la matriz se puede quitar de un cubreobjetos matriz adicional para el Western Blot con 200ul de amortiguación de los TES como se describe en el paso 2. </li><li> Las muestras para Western Blot se centrifuga a 13000 rpm en una microcentrífuga de sobremesa a 4 ° C y los pellets se resuspendieron en tampón de carga SDS 40ul (62,5 mm Tris-HCl pH 6,8, SDS al 2% (w / v), 50 mM DTT, 10% de glicerol, 0,01% azul de bromofenol (w / v)) antes del análisis por SDS-PAGE. <img src="/files/ftp_upload/1958/1958fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Una representación esquemática del fraccionamiento subcelular en situ. Citoesqueleto de amortiguación (CSK) consiste en tubos 10 mM, sacarosa 300mm, 100mm NaCl, 3 mM MgCl2, 1 mM EGTA. TES buffer consiste en SDS al 1%, 2 mM EDTA, 20 mM Tris-HCl pH 7,4. </li></ol> III. Celular y la fijación de inmuno fluorescencia <ol><li> Suavemente agregar 1 ml de formaldehído al 4% / PBS a cada cubreobjetos y se incuba a 4 ° C durante 30 minutos. </li><li> Lave cada cubreobjetos suavemente 2-3 veces con 1 ml de PBS a 22 ° C. </li><li> Añadir 400ul de X-100/PBS Triton 0.1% a cada cubreobjetos y se incuba a 22 ° C durante 10 minutos. </li><li> Lave cada cubreobjetos suavemente 2-3 veces con 1 ml de PBS a 22 ° C. </li><li> Añadir 400ul de bovino al 3% de albúmina sérica (BSA) / PBS y se incuba a 22 ° C durante 20 minutos para reducir el potencial de tinción de fondo. </li><li> Lave cada cubreobjetos suavemente 2-3 veces con 1 ml de PBS a 22 ° C. </li><li> 100 ul lugar del anticuerpo primario en PBS directamente sobre el portaobjetos y se incuba a 22 ° C durante 1 hora. Anticuerpos primarios y secundarios deben ser diluidas en PBS a la concentración requerida. Esto puede tener que ser optimizado para cada anticuerpo utilizado. </li><li> Lave cada cubreobjetos suavemente 2-3 veces con 1 ml de PBS a 22 ° C. </li><li> Lugar 200ul de secundaria de anticuerpos en PBS y se incuba a 22 ° C, protegido de la luz durante 1 hora. </li><li> Lave cada cubreobjetos suavemente 2-3 veces con 1 ml de PBS a 22 ° C. </li><li> Monte cada cubreobjetos (celdas hacia abajo) sobre un portaobjetos de vidrio con medio Vectashield montaje DAPI (4 ',6-diamidino-2-phenylindole clorhidrato). </li><li> Limpie el exceso de medio de montaje de todo el cubreobjetos con una toalla de papel y se incuba el portaobjetos a 22 ° C durante al menos 30 minutos de luz. </li><li> Fijar el cubreobjetos al portaobjetos de vidrio con esmalte transparente de uñas de acrílico. </li><li> Mantenga las diapositivas de la luz antes de la visualización por microscopía de fluorescencia. </li></ol> IV. Los resultados representativos <img src="/files/ftp_upload/1958/1958fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Fraccionamiento subcelular de no transfectadas células COS-7. Fraccionado Cos-7 células fueron fijadas con formaldehído y immunostained utilizando α-tubulina, α-histona H1 o α-Lamin A anticuerpos / C conjugada con TRITC seguido por el tratamiento con medio de montaje DAPI . Las imágenes fueron adquiridas con lente ocular de 10x y lente objetivo de 63x utilizando un microscopio confocal Leica. Los núcleos celulares se visualizaron utilizando un conjunto DAPI filtro, mientras que en el mismo campo de las células teñidas con anticuerpos marcador se visualizaron utilizando un conjunto de filtros TRITC. <img src="/files/ftp_upload/1958/1958fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Una proteína de fusión GFP-6E2 está asociada a la matriz nuclear. Fraccionamiento subcelular de Cos-7 células que expresan una proteína de fusión que consta de una proteína fluorescente verde (GFP) fusionada con el virus del papiloma humano (VPH) tipos 6Proteína E2 (GFP-6E2). Los núcleos celulares se visualizaron mediante tinción con DAPI, mientras que la localización de GFP-6E2 en las células transfectadas se visualizan directamente a través de la fluorescencia de GFP. Lamin A / C se visualizan mediante α-anticuerpos Lamin A / C conjugada con TRITC y un conjunto de filtros TRITC. Las imágenes revelan que algunos fusión de la proteína GFP-6E2 está asociada a la matriz nuclear (panel inferior derecho). Las imágenes se obtuvieron como se describe en la figura 2.

<ol><li>Donaldson, M. M., Boner, W., Morgan, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TopBP1+regulates+human+papillomavirus+type+16+E2+interaction+with+chromatin%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">TopBP1 regulates human papillomavirus type 16 E2 interaction with chromatin.</a> J Virol. 81, 4338-4342 (2007).</li>
<li>Javed, A., Guo, B., Hiebert, S., Choi, J. Y., Green, J., Zhao, S. C., Osborne, M. A., Stifani, S., Stein, J. L., Lian, J. B., van Wijnen, A. J., Stein, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Groucho%2FTLE%2FR-esp+proteins+associate+with+the+nuclear+matrix+and+repress+RUNX+%28CBF%28alpha%29%2FAML%2FPEBP2%28alpha%29%29+dependent+activation+of+tissue-specific+gene+transcription%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Groucho/TLE/R-esp proteins associate with the nuclear matrix and repress RUNX (CBF(alpha)/AML/PEBP2(alpha)) dependent activation of tissue-specific gene transcription.</a> J Cell Sci. 113, 2221-2231 (2000).</li>
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<li>McNeil, S., Guo, B., Stein, J. L., Lian, J. B., Bushmeyer, S., Seto, E., Atchison, M. L., Penman, S., van Wijnen, A. J., Stein, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+of+the+YY1+transcription+factor+to+the+nucleolus+and+the+nuclear+matrix+in+situ%3A+the+C-terminus+is+a+principal+determinant+for+nuclear+trafficking%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biochem%22%5BJournal%5D)">Targeting of the YY1 transcription factor to the nucleolus and the nuclear matrix in situ: the C-terminus is a principal determinant for nuclear trafficking.</a> J Cell Biochem. 68, 500-510 (1998).</li>
<li>Melan, M. A., Sluder, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Redistribution+and+differential+extraction+of+soluble+proteins+in+permeabilized+cultured+cells.+Implications+for+immunofluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Redistribution and differential extraction of soluble proteins in permeabilized cultured cells. Implications for immunofluorescence microscopy.</a> J Cell Sci. 101, 731-743 (1992).</li>
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</ol>

Los problemas más comunes y sugerencias: Todos o la mayoría de las células se pierden durante el lavado. Durante los pasos de líquidos de limpieza debe realizarse lentamente hacia el lado de la placa de 6 pocillos evitando el cubreobjetos. Del mismo modo los líquidos deben ser removidos cuidadosamente inclinando la placa y lentamente pipetear el exceso de líquido. Adhesión celular se puede aumentar el uso de poli-L-lisina cubreobjetos recubiertos. ADN genómico no es...

<table><tbody><tr><td>BSA</td><td>Producto químico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9647-100G</td><td></td></tr><tr><td>DNasa I</td><td>Producto químico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>DN25-1G</td><td></td></tr><tr><td>poli-L-lisina</td><td>Producto químico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-8920</td><td></td></tr><tr><td>Tripsina</td><td>Producto químico</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Producto químico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E4378-25G</td><td></td></tr><tr><td>Formaldehído</td><td>Producto químico</td><td>VWR</td><td>284216N</td><td></td></tr><tr><td>PIPES</td><td>Producto químico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-6757</td><td></td></tr><tr><td>Sacarosa</td><td>Producto químico</td><td>Fisher Scientific</td><td>S/8600/53</td><td></td></tr><tr><td>Tritón X-100</td><td>Producto químico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T-6876</td><td></td></tr><tr><td>Medio de montaje con DAPI</td><td>Producto químico</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1200</td><td></td></tr><tr><td>Reactivo de transfección Fugene 6</td><td>Producto químico</td><td>Roche Group</td><td>11814443001</td><td></td></tr><tr><td>Histona H1</td><td>Anticuerpos</td><td>Santa Cruz Biotechnology, Inc.</td><td>SC-8030</td><td></td></tr><tr><td>Lamina A/C</td><td>Anticuerpos</td><td>Santa Cruz Biotechnology, Inc.</td><td>SC-20681</td><td></td></tr><tr><td>Tubulina-&amp;alpha;</td><td>Anticuerpos</td><td>Santa Cruz Biotechnology, Inc.</td><td>SC-32293</td><td></td></tr></tbody></table>

en fraccionamiento subcelular situ de células mamíferas adherentes y no adherentes-

In situ Subcellular Fractionation of Adherent and Non-adherent Mammalian Cells

Función de la proteína está íntimamente unido a la localización de la proteína. A pesar de algunas proteínas se limitan a una ubicación específica o compartimento subcelular, muchas proteínas están presentes en una población libre difusión de libre cambio con una sub-población que está estrechamente asociada a un dominio particular o de la estructura subcelular. En fraccionamiento subcelular situ permite la visualización de proteína de la compartimentación y también puede revelar proteína sub-poblaciones que se localizan en las estructuras específicas. Por ejemplo, la eliminación de proteínas solubles citoplásmicos y suelto y sujeto proteínas nucleares puede revelar la asociación estable de algunos factores de transcripción con la cromatina. La digestión posterior de ADN en algunos casos pueden revelar asociación con la red de proteínas y ARN que se denominan colectivamente la nuclear andamio o matriz nuclear. A continuación se describen los pasos necesarios en el fraccionamiento de las células de mamíferos in situ de adherentes y no adherentes en cubreobjetos microscopio. Visualización de la proteína se puede lograr utilizando anticuerpos específicos o proteínas fluorescentes de fusión y microscopía de fluorescencia. Los anticuerpos y / o tintes fluorescentes que actúan como marcadores para los compartimientos o estructuras específicas permiten la localización de proteínas para ser cartografiado con detalle. En el fraccionamiento situ también se puede combinar con el Western Blot para comparar la cantidad de proteínas presentes en cada fracción. Este enfoque bioquímico simple puede revelar asociaciones que de otra manera no se detectan.

En el fraccionamiento subcelular situ de células de mamíferos en cubreobjetos microscopio permite la visualización de la localización de la proteína.

En Fraccionamiento subcelular situ de células mamíferas adherentes y no adherentes-

La función proteica está íntimamente ligada a la localización de la proteína. Aunque algunas proteínas se encuentran restringidas a una ubicación o compartimento subcelular específico, ...

El objetivo general de este procedimiento es fraccionar in situ células mamíferas duras y no duras para examinar la localización de proteínas. Esto se logra primero fijando las células a cubreobjetos para microscopio. El segundo paso del procedimiento consiste en eliminar las proteínas citoplasmáticas y las proteínas nucleares débilmente asociadas.El tercer paso del procedimiento consiste en eliminar las proteínas nucleares firmemente unidas. El paso final del procedimiento es retirar la fracción de cromatina, dejando la matriz nuclear y las proteínas disociadas en la cubreobjetivo. En última instancia, se pueden obtener resultados que muestren la localización y colocalización subcelular de proteínas mediante microscopía de inmunofluorescencia.Hola, soy Anya Ho Hai del laboratorio de Kevin Gaston en la Escuela de Bioquímica de la Universidad de Bristol. Hoy les mostraremos un procedimiento para realizar fraccionamiento subcelular. Utilizamos este procedimiento para estudiar las localizaciones de los factores de transcripción.Así que comencemos. Comenzaremos demostrando los procedimientos para adherir células no adherentes y células adherentes de mamífero a cubreobjetos. Aquí, las c

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Investigación

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Biología

Este video describe la preparación de fracciones subcelulares a partir de células leucémicas, que es un método para generar fracciones celulares y nucleares a partir de células leucémicas. Las fracciones nuclear y citoplasmática se pueden utilizar para análisis posteriores.

Preparación de fracciones subcelulares a partir de células leucémicas: un método para generar fracciones celulares y nucleares a partir de células leucémicas

Aquí, presentamos un protocolo de fraccionamiento de membrana cerebral que representa un procedimiento robusto para aislar proteínas pertenecientes a diferentes compartimentos sinápticos.

Fraccionamiento de Membranas Cerebrales: Un<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Enfoque para evaluar la localización de proteínas subsinápticas

Aquí, presentamos un protocolo para realizar un fraccionamiento celular simple para la separación subcelular de proteínas citoplásmicas y nucleares en biopsias intestinales humanas frescas y congeladas.

Fraccionamiento subcelular de especímenes gastrointestinales frescos y congelados

Aquí, presentamos un protocolo para aislar la membrana plasmática, citoplasma y mitocondrias de las células U937 sin el uso de la centrifugación de alta velocidad. Esta técnica se puede utilizar para purificar fracciones subcelulares para la examinación subsecuente de la localización de la proteína mediante immunoblotting.

Fraccionamiento de la célula de las células U937 en ausencia de centrifugación de alta velocidad

Este protocolo permite la optimización y posterior generación eficiente de fracciones nucleares y citoplasmáticas a partir de células de leucemia linfocítica crónica primarias. Estas muestras se utilizan para determinar la localización de proteínas, así como los cambios en el tráfico de proteínas que tienen lugar entre los compartimentos nuclear y citoplasmático tras la estimulación celular y el tratamiento farmacológico.

Fraccionamiento subcelular de células de leucemia linfocítica crónica primaria para monitorear el tráfico de proteínas nucleares/citoplasmáticas

Este protocolo de fraccionamiento permitirá a los investigadores aislar proteínas citoplasmáticas, nucleares, mitocondriales y de membrana de células de mamíferos. Las dos últimas fracciones subcelulares se purifican aún más a través del gradiente de densidad isopícnica.

Fraccionamiento celular de células U937 por purificación de gradiente de densidad isopícnica

Este protocolo presenta un método robusto y detallado para obtener sinaptosomas altamente puros, vesículas sinápticas y otras fracciones sinápticas del cerebro del ratón. Este método permite la evaluación de procesos sinápticos, incluyendo el análisis bioquímico de la localización y función de proteínas con resolución compartimental.

Fraccionamiento subcelular para el aislamiento de componentes sinápticos del cerebro murino

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Un método de homogeneización de alta velocidad asistido por separación magnética para la producción a gran escala de vesículas derivadas de endosomas

La Biotinilación Mejorada por Iluminación Restringida por Localización específica (ALIBi) es un método novedoso activado optogenéticamente desarrollado para marcar y purificar afinidad poblaciones subcelulares de ribosomas para secuenciación posterior y análisis proteómico.

Aislamiento de subpoblaciones subcelulares de ribosomas basadas en biotinilación potenciada por iluminación restringida por etiquetas péptidas específicas de péptidos recombinantes

Aprende el fraccionamiento subcelular in situ de células mamíferas adherentes y no adherentes para estudiar la localización de proteínas mediante microscopía de inmunofluorescencia. Este método permite visualizar la distribución de proteínas en compartimentos celulares.

En Fraccionamiento subcelular situ de células mamíferas adherentes y no adherentes-

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