Un procédé de préparation d’échantillon efficace pour améliorer les signaux de Ion de glucides en spectrométrie de masse de désorption-ionisation Laser assistée par matrice

Résumé

Un protocole afin de renforcer les signaux ion glucides en spectrométrie de masse MALDI par réformer des structures cristallines au cours du processus de préparation d’échantillon est démontré.

Résumé

Préparation de l’échantillon est un processus critique dans l’analyse de spectrométrie de masse (MS) des glucides. Bien que la désorption /-ionisation laser assistée par matrice (MALDI) MS est la méthode de choix dans l’analyse de glucides, reproductibilité de signaux et de données poor ion d’échantillons d’hydrates de carbone continuent d’être graves problèmes. Pour une analyse quantitative des hydrates de carbone, un protocole d’analyse efficace offrant la qualité des données supérieure est nécessaire. Cette vidéo montre des protocoles de préparation d’échantillon pour améliorer l’intensité du signal et de minimiser les variations de données des hydrates de carbone en MALDI-MS. Après séchage et cristallisation des gouttelettes de l’échantillon, la morphologie des cristaux est réformée par le méthanol avant l’analyse par spectrométrie de masse. L’augmentation de signal de glucides est examinée avec la spectrométrie de masse d’imagerie MALDI (IMS). Les résultats expérimentaux montrent que réforme de cristal ajuste les structures cristallines et redistribue les analytes d’hydrates de carbone. En comparaison avec la méthode de préparation sèche de gouttelette dans classiques MALDI-MS, réforme morphologies de cristal de glucides avec méthanol montre nettement meilleure intensité du signal, distribution d’imagerie ion et la stabilité des données. Étant donné que les protocoles démontrés ci-après n’impliquent pas de modifications dans la composition de l’échantillon, ils sont généralement applicables aux divers hydrates de carbone et les matrices.

Introduction

Analyse des glucides est un sujet important et difficile. Hydrates de carbone et leurs dérivés jouent un rôle important dans vivant organismes^1,2,3. Ces molécules ont compliqué les structures et ont tendance à se décomposer. Beaucoup d'entre eux ne peuvent être qualifiés de manifestement en raison de difficultés dans la séparation et la détection. Bien que la spectrométrie de masse (MALDI) de désorption-ionisation laser assistée par matrice (MS) a été appliquée à l’analyse d’un large éventail de biomolécules, en raison de sa sensibilité et de résultats compréhensibles

Protocole

1. échantillon plaque préconditionnement

1. Nettoyage de la plaque d’échantillon
   1. Porter des gants en nitrile pour éviter toute contamination de la plaque d’échantillon pendant le nettoyage.
   2. Lavez la plaque échantillon 100,0 ml d’une solution détergente (1,0 mg/mL).
   3. Lavez la plaque de l’échantillon avec de l’eau distillée-eau désionisée (DDW).
   4. Rincer la surface de la plaque échantillon avec 30,0 mL de MeOH.
   5. Mettre la plaque de l’échantillon dans un bécher de 600 mL et le remplir avec DDW jusqu'à ce que la plaque d’échantillon est complètement immergée dans l’eau.
   6. Placer le bécher ....

Résultats

Images de SEM représentatives de SLe^A mélangé à DHB préparé en utilisant DD et méthodes de recristallisation sont indiquées à la Figure 1. Une morphologie typique de DHB tel qu’établi par la méthode DD est gros cristaux aciculaires à la jante et les fines structures cristallines dans le Centre des taches de l’échantillon. Les longueurs typiques de ces cristaux aciculaires sont ~ 100 µm. Après recristallisation de MeOH, l’échantillon a une plus gran.......

Discussion

Hétérogénéité de l’échantillon est qu'un problème crucial en MALDI-Mme DD est le plus couramment utilisé de méthode de préparation d’échantillon, mais les cristaux qui en résultent sont très hétérogènes. Ces exemples montrent reproductibilité de mauvais signal de tir-à-coup et d’échantillon. Par conséquent, la recherche pour « sweet spots » dans les zones échantillonnées lors d’acquisition de données est une procédure commune dans les expériences de MALDI. Ces échantillons hétérogènes ne conviennent pas pour la quantific.......

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Réactif
Détergent en poudre	Alconox	242985
Méthanol	Merck	106009
Acétonitrile	Merck	100003
Acide 2,5-dihydroxybenzoïque (DHB)	Alfa Aesar	A11459
sialyl-lewis A (SLeA)	Sigma-Aldrich	S1782
Maltoheptaose	Sigma-Aldrich	M7753
Pointes de pipette	Mettler Toledo	17005091
Tube de microcentrifugation	Axygen	MCT-150-C
Equipment
Milli-Q système de purification d’eau	Millipore	ZMQS6VFT1
Gants en nitrile non poudrés	Microflex	SU-690
600 mL Bécher	Duran	2110648
Nettoyeur à ultrasons	Delta	DC300H
Hygromètre	Wisewind	5330
Débitmètre d’azote gazeux	Dwyer	RMA-6-SSV
Thermocouples de type K	Digitron	311-1670
Mélangeur vortex	Scientific Industries	; SI-0236
Mini centrifugeuse	Select BioProducts	Force Mini  ;
Pipette	Rainin	pipet-lite XLS
Stéréomicroscope	Olympus	SZX16
Chambre de séchage à température contrôlable	Ce laboratoire
Spectromètre de masse Ultraflex II TOF/TOF Bruker	Daltonics
MTP 384 Plaque cible en acier poli BC	Bruker Daltonics	8280781
Flexcontrol Version 3.4	Bruker Daltonics		Logiciel de contrôle
Fleximaging Version 2.1	Bruker Daltonics		Logiciel d’imagerie
Flexanalysis Version 3.4	Bruker Daltonics		Logiciel d’analyse