Summary
Questo documento introduce un metodo di schiusa senza utilizzare un guscio d'uovo per studi tossicologici su inquinanti particellari come le microplastiche.
Abstract
Le microplastiche sono un tipo di inquinante globale emergente che rappresenta una grande minaccia per la salute degli animali a causa del loro assorbimento e traslocazione nei tessuti e negli organi animali. Gli effetti ecotossicologici delle microplastiche sullo sviluppo di embrioni di uccelli non sono noti. L'uovo di uccello è un sistema completo di sviluppo e nutrizione e l'intero sviluppo dell'embrione avviene nel guscio d'uovo. Pertanto, una registrazione diretta dello sviluppo di embrioni di uccelli sotto lo stress di inquinanti come le microplastiche è altamente limitata dal guscio d'uovo opaco nella schiusa tradizionale. In questo studio, gli effetti delle microplastiche sullo sviluppo di embrioni di quaglia sono stati monitorati visivamente dalla schiusa senza guscio d'uovo. I passaggi principali includono la pulizia e la disinfezione delle uova fecondate, l'incubazione prima dell'esposizione, l'incubazione a breve termine dopo l'esposizione e l'estrazione del campione. I risultati mostrano che, rispetto al gruppo di controllo, il peso umido e la lunghezza corporea del gruppo esposto alle microplastiche hanno mostrato una differenza statistica e la proporzione epatica dell'intero gruppo esposto è aumentata in modo significativo. Inoltre, abbiamo valutato fattori esterni che influenzano l'incubazione: temperatura, umidità, angolo di rotazione delle uova e altre condizioni. Questo metodo sperimentale fornisce preziose informazioni sull'ecotossicologia delle microplastiche e un nuovo modo di studiare gli effetti negativi degli inquinanti sullo sviluppo degli embrioni.
Introduction
La produzione di rifiuti di plastica è stata di circa 6300 Mt nel 2015, un decimo dei quali è stato riciclato e il resto è stato bruciato o sepolto sottoterra. Si stima che circa 12.000 mt di rifiuti di plastica sarebbero sepolti sottoterra entro il 20501. Con l'attenzione della comunità internazionale ai rifiuti plastici, Thompson ha proposto per la prima volta il concetto di microplastiche nel 20042. Le microplastiche (MPs) si riferiscono a piccole plastiche a particelle con un diametro delle particelle inferiore a 5 mm. Attualmente, i ricercatori hanno rilevato l'onnipresente presenza di parlamentari nelle coste di vari continenti, isole atlantiche, laghi interni, artici e habitat di acque profonde3,4,5,6,7. Pertanto, un maggior numero di ricercatori ha iniziato a studiare i rischi ambientali dei deputati.
Gli organismi potrebbero ingerire parlamentari nell'ambiente. I parlamentari sono stati trovati nel tratto digestivo di 233 organismi marini in tutto il mondo (tra cui il 100% di specie di tartarughe, il 36% di specie di foche, il 59% di specie di balene, il 59% di specie di uccelli marini, 92 tipi di pesci marini e 6 tipi di invertebrati)8. Inoltre, i parlamentari possono bloccare l'apparato digerente degli organismi, accumularsi e migrare nei lorobobie 9. È stato scoperto che i parlamentari possono essere trasferiti attraverso la catena alimentare e la loro assunzione differisce dai cambiamenti dell'habitat, dalla fase di crescita, dalle abitudini alimentari e dalle fonti dicibo 10. Alcuni ricercatori hanno riferito l'esistenza di parlamentari negli escrementi di uccelli marini11, il che significa che gli uccelli marini fungono da portatori di parlamentari. Inoltre, l'ingestione di parlamentari può influire sulla salute di alcuni organismi. Ad esempio, i parlamentari possono essere impigliati nel tratto gastrointestinale, aumentando così la mortalità dei cetacei12.
I deputati da soli hanno effetti tossici sugli organismi e effetti tossici articolari sugli organismi con altri inquinanti. L'ingestione di concentrazioni ambientali di detriti plastici può disturbare la funzione del sistema endocrino del pesce adulto13. La dimensione delle microplastiche è uno dei fattori importanti che influenzano il loro assorbimento e accumulo da parte degliorganismi 14,15. Le plastiche di piccole dimensioni, in particolare le plastiche nanodimensionate, sono soggette all'interazione con cellule e organismi ad altatossicità 16,17,18,19. Sebbene gli effetti dannosi delle microplastiche di dimensioni nanoparticelle sugli organismi superino l'attuale livello di ricerca, il rilevamento e la quantificazione di microplastiche con dimensioni inferiori a diversi micrometri, in particolare il submicron/nanoplastica nell'ambiente, è ancora una grande sfida. Inoltre, le nanoplastiche hanno anche alcuni effetti sugli embrioni. Il polistirolo può danneggiare lo sviluppo di embrioni di riccio di mare regolando i profili proteici egenici 20.
Per esplorare il potenziale impatto dei parlamentari sugli organismi, abbiamo condotto questo studio. A causa della somiglianza tra embrioni di uccelli ed embrioni umani, sono solitamente utilizzati nella ricerca di biologia dello sviluppo21 tra cui angiogenesi e antiangiogenesi, ingegneria tissutale, impianto di biomateriali e tumori cerebrali22,23,24. Gli embrioni di uccelli hanno i vantaggi del basso costo, di un breve ciclo di coltura e di unfacile funzionamento 25,26. Pertanto, abbiamo scelto embrioni di quaglia con un breve ciclo di crescita come animale sperimentale in questo studio. Allo stesso tempo, possiamo osservare direttamente i cambiamenti morfologici degli embrioni di quaglia esposti ai parlamentari durante la fase di sviluppo embrionale utilizzando una tecnologia di schiusa priva di guscio d'uovo. I materiali sperimentali utilizzati erano il polipropilene (PP) e il polistirolo (PS). Poiché PP e PS27 rappresentano la più grande percentuale di tipi di polimeri ottenuti nei sedimenti e nei corpi idrici in tutto il mondo, i tipi di polimeri più comuni estratti dagli organismi marini catturati sono l'etilene e il propilene28. Questo protocollo sperimentale descrive l'intero processo di valutazione visiva degli effetti tossicologici dei parlamentari sugli embrioni di quaglia esposti ai parlamentari. Possiamo facilmente estendere questo metodo per esaminare la tossicità di altri inquinanti allo sviluppo embrionale di altri animali ovipari.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Preparazione prima dell'esposizione
- Selezionare le uova di quaglia fecondate nate lo stesso giorno per il test di esposizione.
- Selezionare le uova di quaglia con pesi simili. Ogni uovo di quaglia fecondato è di circa 10-12 g.
- Pulire completamente tutte le uova di quaglia fecondate dalle feci esterne e da altri detriti.
- Sterilizzare ogni uovo di quaglia fecondato pre-covato e le uova da utilizzare (scegliere le uova con forma simile del guscio, in particolare la punta dell'uovo) con una soluzione antibiotica (penicillina e streptomicina, 1:1000, temperatura ambiente). Sterilizzare l'incubatore con il 75% di etanolo.
- Aprire le uova con l'estremità smussata di un trapano dentale, lasciando il guscio d'uovo sulla punta per un ulteriore utilizzo. Prima di trasferire le uova fecondate, il contenuto delle uova viene versato. Questo per mantenere l'umidità del guscio d'uovo. Il diametro di apertura dell'uovo era di circa 3 cm.
NOTA: Per ridurre il danno all'embrione di quaglia, utilizzare un trapano dentale per aprire l'estremità smussata dell'uovo e rendere la fessura il più liscia possibile. - Dopo la sterilizzazione, posizionare le uova di quaglia fecondate in un'incubatrice a 38 °C con il 60% di umidità per 24-48 ore. Assicurarsi che l'estremità smussata dell'uovo di quaglia sia a faccia in su.
- Durante l'incubazione di uova di quaglia fecondate, sterilizzare gli strumenti necessari nei successivi esperimenti in un vaso di sterilizzazione. Questi strumenti includono involucro di plastica, un becher, acqua sterile, punte di pipetta, forbici dritte chirurgiche, pinzette e un cucchiaio.
NOTA: Utilizzare un film con una tolleranza di temperatura abbastanza elevata da evitare problemi con la sterilizzazione ad alta temperatura.
2. Schiudere l'uovo di quaglia senza guscio
- Trasferire le uova di quaglia fecondate pre-tratteggiate dall'incubatrice su una panca pulita e deporre piatte sul contenitore per stabilizzarle per circa 1-2 minuti.
- Utilizzare le forbici (forbice dritta chirurgica da 12,5 cm) per colpire un piccolo foro (diametro 3 mm) nell'asse centrale delle uova di quaglia fecondate pre-tratteggiate e per tagliare una piccola apertura di 1-2 cm. Trasferire con cura l'albume e il tuorlo delle uova di quaglia fecondate al guscio d'uovo tagliato.
NOTA: Quando si taglia una piccola apertura con le forbici, evitare di toccare il tuorlo delle uova di quaglia. - Aggiungere la soluzione di controllo (senza parlamentari) e la soluzione esposta di diverse masse (0,1, 0,2 e 0,3 mg) di microplastiche con tre dimensioni delle particelle (100, 200 e 500 nm) al contenuto di uova mediante pipetta. Allo stesso tempo, aggiungere 1 goccia di penicillina e 1 goccia di streptomicina con una siringa da 1 ml.
- Coprire l'apertura del guscio d'uovo con il film sterilizzato (fase 1.6).
- Secondo il passaggio 2.1-2.4, trattare tutte le uova di quaglia fecondate.
- Posizionare gli embrioni di quaglia trasferiti nell'incubatore di 38 °C con il 60% di umidità per il periodo necessario. In questo esperimento, utilizzare un angolo di rotazione delle uova di ±30°. Girare le uova una volta all'ora.
NOTA: Il trasferimento dovrebbe essere il più veloce possibile, il che richiede più pratica nella fase iniziale.
3. Raccolta dei campioni
- Dopo sette giorni di coltura, rimuovere gli embrioni ben sviluppati osservati ad occhio nudo dal tuorlo e lavare con soluzione tamponata di fosfato (PBS).
- Asciugare la soluzione in eccesso all'esterno dell'embrione pulito con carta assorbente e pesare in una piastra di Petri pulita.
- Aprire l'intera cavità toracica, separare il fegato e il cuore dai visceri con pinze a ago e posizionare in tubi di centrifuga da 1,5 ml immediatamente dopo la schiarita.
- Registrare rapidamente il peso su un bilancio elettronico e calcolare l'indice epatosomatico (HIS = peso del fegato / peso corporeo x 100). Misurare la lunghezza dello sterno e del corpo.
- Sulla base degli indicatori di cui sopra, valutare l'impatto dei deputati sullo sviluppo embrionale.
NOTA: La qualità dell'embrione qui si riferisce alla qualità della rimozione del tuorlo.
4. Analisi dei dati
- Segnalare i dati sperimentali sotto forma di errore ± standard (SEM).
- Utilizzare l'analisi a fattore singolo della varianza per confrontare i mezzi di più gruppi di campioni. Il valore della differenza significativa è α = 0,05.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Per l'analisi dei dati sperimentali, abbiamo confrontato il peso umido, la lunghezza del corpo, la lunghezza dello sterno e il cambiamento dell'indice epatosomatico tra il gruppo di controllo e i 6 gruppi sperimentali, misurando e riflettendo la crescita e lo sviluppo degli embrioni di quaglia da una prospettiva macro. Abbiamo rilevato sei embrioni di quaglia normali in ogni gruppo. Ogni embrione ha raggiunto lo stadio richiesto di Hamburger e Hamilton (HH).
Nella figura 1, abbiamo trasferito il contenuto di uova di quaglia fecondate pre-tratteggiate nei gusci d'uovo emisferici e li abbiamo messi nell'incubatrice. Poi abbiamo registrato lo sviluppo di embrioni nel periodo intermedio di incubazione per tre giorni. Come illustrato nella figura 2, A-A2 è il gruppo di controllo e B-B2 è un gruppo di trattamento. Dal punto di vista dello sviluppo macroscopico dell'embrione, gli embrioni si sono sviluppati normalmente senza gli effetti negativi delle microplastiche.
La tabella 1 e la tabella 2 sono la media ± SEM di peso umido, lunghezza corporea e lunghezza dello sterno dell'embrione di quaglia dopo un'esposizione di una settimana. Le tabelle mostrano che il peso umido e la lunghezza del corpo cambiano significativamente nei diversi gruppi di esposizione. Il peso e la lunghezza corporea dei gruppi trattati con 0,1 mg, 0,3 mg, 100 nm e 500 nm di PARLAMENTARI sono leggermente diminuiti. Il peso corporeo e la lunghezza corporea di 0,2 mg di gruppi trattati con microplastica da 200 nm sono leggermente aumentati (P < 0,05).
L'indice epatosomatico (HIS) mostra la proporzione di fegato nell'embrione di quaglia, che è un segno importante per giudicare il grado di sviluppo del fegato. Inoltre, l'HSI svolge un ruolo importante nella patogenesi della lesione della membrana delle cellule epatiche e nell'infiltrazione infiammatoria. Come mostrato nella figura 3 e nella figura 4, rispetto al gruppo di controllo, la percentuale di fegato nell'intero gruppo di trattamento è aumentata significativamente dopo l'esposizione alle microplastiche. Tuttavia, non vi è stata alcuna differenza significativa tra gli 0,2 mg e gli 0,3 mg dei gruppi di trattamento dei parlamentari di 100 nm e il gruppo di controllo.
Figura 1: Uova di quaglia da cova senza guscio. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Lo sviluppo embrionale della quaglia il 6 °, 7 ° e 8 ° giorno nella fase centrale della schiusa senza guscio d'uovo. La freccia verde punta agli occhi; la freccia blu punta agli arti. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Indice epatosomatico degli embrioni di quaglia dopo l'esposizione ai parlamentari (nm) per 7 giorni. Differenze significative tra gruppi di controllo e di trattamento sono indicate da * P < 0,05. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Indice epatosomatico degli embrioni di quaglia dopo l'esposizione ai parlamentari (μm) per 7 giorni. Differenze significative tra gruppi di controllo e di trattamento sono indicate da * P < 0,05. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| Trattamento dei parlamentari | Peso (g) | Lunghezza (cm) | Lunghezza dello sterno |
| Controllo | 2.509±0.324 | 5.425±0.477 | 1.025±0.094 |
| 100 nm | 1.812±0.155* | 4.632±0.315* | 0,950±0.152 |
| 200 nm | 2.272±0.368 | 5.297±0.268 | 1.025±0.076 |
| 500 nm | 1.785±0.127* | 4.892±0.154* | 1.017±0.082 |
Tabella 1: Peso umido, lunghezza corporea e lunghezza dello sterno degli embrioni di quaglia dopo l'esposizione ai parlamentari (nm) per 7 giorni
| Trattamento | Peso (g) | Lunghezza (cm) | Lunghezza dello sterno |
| Controllo | 2.161±0.166 | 5.23±0.26 | 1.10±0.04 |
| 0,1 mg | 1.960±0.338* | 4.82±0.75* | 1.04±0.04 |
| 0,2 mg | 2.410±0.366* | 5.25±0.26 | 1.07±0.10 |
| 0,3 mg | 1.901±0.759 | 4.95±0.15* | 1.02±0.09 |
Tabella 2: Peso umido, lunghezza corporea e lunghezza dello sterno degli embrioni di quaglia dopo l'esposizione ai parlamentari (μm) per 7 giorni. Rispetto al gruppo di controllo, * indica P < 0,05, ** indica P < 0,01.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Questo documento fornisce un efficace schema sperimentale per valutare lo sviluppo dell'embrione di quaglia rilevando gli indici di sviluppo di base. Tuttavia, ci sono ancora alcune limitazioni a questo esperimento.
In primo luogo, la mortalità degli embrioni di quaglia nella fase successiva della schiusa è più alta a causa della schiusa senza guscio. Ci sono fattori artificialmente incontrollabili come la distruzione del normale rapporto proteico nel processo sperimentale. Abbiamo limitato il tempo di esposizione degli embrioni per garantire l'accuratezza dell'esperimento. La ricerca sull'embriotossicità può avvenire solo nelle prime e medie fasi dello sviluppo embrionale. In secondo luogo, lo studio dei parlamentari sullo sviluppo dell'embrione di quaglia avviene solo a livello di analisi morfologica di base. Pertanto, le conclusioni sono relativamente semplici e possono esistere difetti. Allo stesso tempo, i requisiti per le condizioni sperimentali e il funzionamento sono relativamente elevati nel processo di questo esperimento. Pertanto, alcuni punti degni di nota sono elencati come segue:
È molto importante disinfettare e sterilizzare le uova di quaglia fecondate nel lavoro preparatorio a causa dei microrganismi patogeni dannosi sulla superficie delle uova di quaglia fecondate. Se disinfettati, i microbi possono intromettersi nelle uova di quaglia fecondate durante l'incubazione, causando la morte degli embrioni di quaglia. Anche se il trasferimento ha esito positivo, il tasso di mortalità sarà più alto. Pertanto, un buon lavoro dovrebbe essere fatto nella disinfezione e sterilizzazione per ridurre la mortalità sperimentale.
Quando gli uccelli schiudono le uova, spesso cambiano la posizione delle uova e mantengono la circolazione dell'aria per mantenere una temperatura costante per le uova e la posizione corretta per il feto. Questo esperimento ha usato la pellicola per sigillare il guscio d'uovo. Se l'angolo di rotazione delle uova è troppo grande, l'albume scorrerà. Se è troppo piccolo, potrebbe verificarsi l'adesione tra il film dell'embrione e il film guscio d'uovo, con conseguente embrioni morti. Pertanto, impostare l'angolo di rotazione in base alla situazione effettiva.
Durante il trasferimento degli embrioni di quaglia, le uova di quaglia prefertilizzati vengono posizionate orizzontalmente e quindi tagliate al centro del guscio d'uovo. In questo modo, una piccola parte dell'albume scorre facilmente, il che distrugge la proporzione normale e la distribuzione dell'albume spesso e sottile. Questo fa sì che il tuorlo, che avrebbe dovuto essere in cima, si appoggi su un lato, causando la morte dell'embrione. Pertanto, fare attenzione a far fluire tutto l'albume nel nuovo guscio d'uovo emisferico per garantire la proporzione e la distribuzione normali durante il trasferimento.
Dopo il trasferimento riuscito, lo sperimentatore deve fare attenzione a non far cadere direttamente il liquido. Il liquido dovrebbe fare affidamento sulla parete del guscio d'uovo per farlo scorrere lentamente durante l'aggiunta di inquinanti e antibiotici.
Oltre ai quattro punti sopra menzionati, controllare rigorosamente le condizioni di incubazione. Coordinare l'equilibrio tra temperatura, umidità e ventilazione. Mantieni il laboratorio di incubazione tranquillo e buio per ottenere il miglior ambiente di incubazione.
In conclusione, questo esperimento fornisce un protocollo di base per lo studio degli effetti degli inquinanti ambientali sullo sviluppo di embrioni di quaglia. Ci sono anche altri tipi di indicatori nello studio della crescita e dello sviluppo embrionale, tra cui lo sviluppo vascolare, lo stress ossidativo e il danno cellulare. L'esperimento di cui sopra è solo una semplice valutazione macroscopica dello sviluppo embrionale dall'aspetto morfologico. Infine, il miglioramento dell'idea e del protocollo di ricerca in futuro potrebbe fornire un nuovo metodo per lo studio tossicologico della crescita e dello sviluppo degli embrioni.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare. Tutti gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti noti o relazioni personali che avrebbero potuto influenzare il lavoro di questo documento.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato supportato da progetti chiave di ricerca e sviluppo nella regione autonoma uigura dello Xinjiang (2017B03014, 2017B03014-1, 2017B03014-2, 2017B03014-3).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Multi sample tissue grinder | Shanghai Jingxin Industrial Development Co., Ltd. | Tissuelyser-24 | Grind large-sized plastics into small-sized ones at low temperature |
| Electronic balance | OHAUS corporation | PR Series Precision | Used for weighing |
| Fertilized quail eggs | Guangzhou Cangmu Agricultural Development Co., Ltd. | Quail eggs for hatching without shell | |
| Fluorescent polypropylene particles | Foshan Juliang Optical Material Co., Ltd. | Types of plastics selected for the experiment | |
| Incubator | Shandong, Bangda Incubation Equipment Co., Ltd. | 264 pc | Provide a place for embryo growth and development |
| Nanometer-scale polystyrene microspheres | Xi’an Ruixi Biological Technology Co., Ltd. | 100 nm, 200 nm, 500 nm | Types of plastics selected for the experiment |
| Steel ruler | Deli Group | 20 cm | Used to measure length |
| Vertical heating pressure steam sterilizer | Shanghai Shenan Medical Instrument Factory | LDZM-80KCS-II | Sterilize the experimental articles |
References
- Geyer, R., Jambeck, J. R., Law, K. L. Production, use, and fate of all plastics ever made. Science Advances. 3 (7), 5 (2017).
- Thompson, R. C., et al. Lost at sea: Where is all the plastic. Science. 304 (5672), 838-838 (2004).
- Barletta, M., Lima, A. R. A., Costa, M. F. Distribution, sources and consequences of nutrients, persistent organic pollutants, metals and microplastics in South American estuaries. Science of the Total Environment. 651, 1199-1218 (2019).
- Eriksson, C., Burton, H., Fitch, S., Schulz, M., vanden Hoff, J. Daily accumulation rates of marine debris on sub-Antarctic island beaches. Marine Pollution Bulletin. 66 (1-2), 199-208 (2013).
- Zhang, C. F., et al. Microplastics in offshore sediment in the Yellow Sea and East China Sea, China. Environmental Pollution. 244, 827-833 (2019).
- Obbard, R. W., et al. Global warming releases microplastic legacy frozen in Arctic Sea ice. Earths Future. 2 (6), 315-320 (2014).
- Van Cauwenberghe, L., Vanreusel, A., Mees, J., Janssen, C. R.
- Wilcox, C., Van Sebille, E., Hardesty, B. D. Threat of plastic pollution to seabirds is global, pervasive, and increasing. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (38), 11899-11904 (2015).
- Wright, S. L., Thompson, R. C., Galloway, T. S. The physical impacts of microplastics on marine organisms: A review. Environmental Pollution. 178, 483-492 (2013).
- Ferreira, G. V. B., Barletta, M., Lima, A. R. A. Use of estuarine resources by top predator fishes. How do ecological patterns affect rates of contamination by microplastics. Science of the Total Environment. 655, 292-304 (2019).
- Provencher, J. F., Vermaire, J. C., Avery-Gomm, S., Braune, B. M., Mallory, M. L. Garbage in guano? Microplastic debris found in faecal precursors of seabirds known to ingest plastics. Science of the Total Environment. 644, 1477-1484 (2018).
- Baulch, S., Perry, C. Evaluating the impacts of marine debris on cetaceans. Marine Pollution Bulletin. 80 (1-2), 210-221 (2014).
- Rochman, C. M., Kurobe, T., Flores, I., Teh, S. J. Early warning signs of endocrine disruption in adult fish from the ingestion of polyethylene with and without sorbed chemical pollutants from the marine environment. Science of the Total Environment. 493, 656-661 (2014).
- Mattsson, K., et al. Brain damage and behavioural disorders in fish induced by plastic nanoparticles delivered through the food chain. Scientific Reports. 7, 7 (2017).
- Brown, D. M., Wilson, M. R., MacNee, W., Stone, V., Donaldson, K. Size-dependent proinflammatory effects of ultrafine polystyrene particles: A role for surface area and oxidative stress in the enhanced activity of ultrafines. Toxicology and Applied Pharmacology. 175 (3), 191-199 (2001).
- Salvati, A., et al. Experimental and theoretical comparison of intracellular import of polymeric nanoparticles and small molecules: toward models of uptake kinetics. Nanomedicine-Nanotechnology Biology and Medicine. 7 (6), 818-826 (2011).
- Frohlich, E., et al. Action of polystyrene nanoparticles of different sizes on lysosomal function and integrity. Particle and Fibre Toxicology. 9, 13 (2012).
- Bexiga, M. G., Kelly, C., Dawson, K. A., Simpson, J. C. RNAi-mediated inhibition of apoptosis fails to prevent cationic nanoparticle-induced cell death in cultured cells. Nanomedicine. 9 (11), 1651-1664 (2014).
- Lehner, R., Weder, C., Petri-Fink, A., Rothen-Rutishauser, B. Emergence of Nanoplastic in the Environment and Possible Impact on Human Health. Environmental Science, Technology. 53 (4), 1748-1765 (2019).
- Pinsino, A., et al. Amino-modified polystyrene nanoparticles affect signalling pathways of the sea urchin (Paracentrotus lividus) embryos. Nanotoxicology. 11 (2), 201-209 (2017).
- El-Ghali, N., Rabadi, M., Ezin, A. M., De Bellard, M. E. New Methods for Chicken Embryo Manipulations. Microscopy Research and Technique. 73 (1), 58-66 (2010).
- Rashidi, H., Sottile, V. The chick embryo: hatching a model for contemporary biomedical research. Bioessays. 31 (4), 459-465 (2009).
- Faez, T., Skachkov, I., Versluis, M., Kooiman, K., de Jong, N. In vivo characterization of ultrasound contrast agents: microbubble spectroscopy in a chicken embryo. Ultrasound in Medicine and Biology. 38 (9), 1608-1617 (2012).
- Yamamoto, F. Y., Neto, F. F., Freitas, P. F., Ribeiro, C. A. O., Ortolani-Machado, C. F. Cadmium effects on early development of chick embryos. Environmental Toxicology and Pharmacology. 34 (2), 548-555 (2012).
- Li, X. D., et al. Caffeine interferes embryonic development through over-stimulating serotonergic system in chicken embryo. Food and Chemical Toxicology. 50 (6), 1848-1853 (2012).
- Lokman, N. A., Elder, A. S. F., Ricciardelli, C., Oehler, M. K. Chick Chorioallantoic Membrane (CAM) Assay as an In Vivo Model to Study the Effect of Newly Identified Molecules on Ovarian Cancer Invasion and Metastasis. International Journal of Molecular Sciences. 13 (8), 9959-9970 (2012).
- Burns, E. E., Boxall, A. B. A. Microplastics in the aquatic environment: Evidence for or against adverse impacts and major knowledge gaps. Environmental Toxicology and Chemistry. 37 (11), 2776-2796 (2018).
- Alejo-Plata, M. D., Herrera-Galindo, E., Cruz-Gonzalez, D. G. Description of buoyant fibers adhering to Argonauta nouryi (Cephalopoda: Argonautidae) collected from the stomach contents of three top predators in the Mexican South Pacific. Marine Pollution Bulletin. 142, 504-509 (2019).
