Summary
Wild Caenorhabditis nematoder er forbundet med mange mikrober, ofte i tarmlumen eller smitter tarmen. Denne protokollen beskriver en metode for å berike ukulturable mikrober som koloniserer tarmen, og utnytter motstanden til dauer-kutiklet.
Abstract
Caenorhabditis elegans (C. elegans) har vist seg å være en utmerket modell for å studere vertsmikrobeinteraksjoner og mikrobiomet, spesielt i sammenheng med tarmene. Nylig har økologisk prøvetaking av vill Caenorhabditis nematoder oppdaget et mangfoldig utvalg av tilknyttede mikrober, inkludert bakterier, virus, sopp og mikrosporidia. Mange av disse mikrober har interessant kolonisering eller infeksjon fenotyper som garanterer videre studier, men de er ofte ukulturable. Denne protokollen presenterer en metode for å berike de ønskede tarmmikrober i C. elegans og relaterte nematoder og redusere tilstedeværelsen av de mange forurensende mikrober som holder seg til kutiklet. Denne protokollen innebærer å tvinge dyr inn i dauer stadium av utvikling og bruke en rekke antibiotika og vaskemiddel vasker for å fjerne ekstern forurensning. Ettersom dauer dyr har fysiologiske endringer som beskytter nematoder mot tøffe miljøforhold, vil eventuelle tarmmikrober bli beskyttet mot disse forholdene. Men for at berikelse skal fungere, må mikroben av interesse opprettholdes når dyr utvikler seg til dauers. Når dyrene forlater dauerstadiet, blir de enkelt forplantet til individuelle linjer. F1-populasjoner velges deretter for ønskede mikrober eller infeksjonsfenotyper og mot synlig forurensning. Disse metodene vil tillate forskere å berike ukulturelle mikrober i tarmlumen, som utgjør en del av det naturlige mikrobiomet til C. elegans og intracellulære tarmpatogener. Disse mikrober kan deretter studeres for kolonisering eller infeksjon fenotyper og deres effekter på verten fitness.
Introduction
Den genetiske modellorganismen C. elegans er et utmerket in vivo-system for å studere vertsmikrobeinteraksjoner1,2. De har relativt enkel fysiologi sammenlignet med andre dyr, men mye av cellebiologien deres er fundamentalt lik pattedyr, noe som gjør dem til en god modell for biologisk forskning1,3,4. I tillegg er de mikroskopiske, enkle å vedlikeholde og forblir gjennomsiktige gjennom hele sin korte levetid. Disse egenskapene muliggjør raske studier av mekanismene som styrer vert-mikrobe interaksjoner og visualisering av in vivo infeksjon og kolonisering av genetisk bøyelige verter5,6. Til slutt reagerer C. elegans raskt på bakterielle, sopp- og virusinfeksjoner, noe som gjør dem til en utmerket modell for å studere vertsmikrobeinteraksjoner og tarmmikrobiomet7,8,9.
En økning i prøvetakingen av ville C. elegans og andre nematoder har tillatt forskning på økologien til frittlevende nematoder og naturlig genetisk variasjon10,11. Samtidig har prøvetaking også økt oppdagelsen av naturlig forekommende biologiske patogener og mikrober som samhandler med C. elegans12,13,14,15, noe som fører til etablering av mange vertsmikrobemodellsystemer som studerer interaksjoner med virus, bakterier, mikrosporidia, oomycetes eller sopp16,17,18,19,20 . Vanligvis finnes ville C. elegans i råtnende stengler og frukt, ofte i mer tempererte klimaer, og for det meste er de selvreduserende21. Når disse prøvene bringes inn i laboratoriet, isoleres ville nematoder i kloniske populasjoner, som bærer en rekke assosierte mikrobiota. Når du oppdager nye mikrober av interesse for Caenorhabditis nematoder, blir dyr ofte direkte screenet for infeksjon eller kolonisering ved mikroskopi ved hjelp av lett visualiserte fenotyper. For eksempel kan virusinfeksjon visualiseres som en oppløsning av tarmstrukturer, og mikrosporidiske stadier kan ses inne i vertsceller som sporer eller meronts14,22. Når en mikrobe av interesse oppdages for fremtidig undersøkelse, må den skilles fra de andre forurensende mikrober som finnes i de ville nematodene slik at den kan studeres isolert. I mange tilfeller kan mikroben av interesse ikke dyrkes in vitro, noe som gjør det viktig å berike mikroben i verten nematode.
For eksempel beskriver denne protokollen en vill isolering av C. tropicalis som inneholder en bakterie som koloniserer i tarmlumen av nematoder, og holder seg til tarmepiteringscellene på en retningsbestemt måte. Fenotypisk vokser bakterien vinkelrett langs tarmlumenens indre sider, noe som gir den et børstelignende utseende, visualisert på et standard Normarski-mikroskop i alle stadier av dyret, inkludert dauer-scenen. Nematode vekst medium (NGM) platen som denne ville C. tropicalis stammen ble dyrket inneholdt synlig forurensning med andre mikrober. Denne protokollen ble utviklet for å redusere ytterligere forurensende mikrobiell vekst på platene for å studere denne ukjente etterlevende bakterien. Nematodene ble tvunget inn i dauerstadiet for å beskytte bakteriene i lumen, og deretter rengjort ved hjelp av en rekke vasker. Etterpå ble den ukjente bakteriearten identifisert ved disseksjon av tarmene og PCR-forsterkning av 16S ribosomalt DNA for sekvensering.
Totalt sett kan denne protokollen potensielt berike enhver mikrobe av interesse forbundet med en villfanget nematode. Etterpå vil forskere identifisere målmikroben, visualisere in vivo-infeksjon eller koloniseringsfenotyper via mikroskopi, og studere effekter på vertstrening eller andre aspekter ved vertsmikrobeinteraksjoner. Isolering og undersøkelse av nye mikrobielle arter som samhandler med Caenorhabditis nematoder kan avdekke de genetiske mekanismene for vertsimmunitet og nye paradigmer av vertsmikrobeinteraksjoner som er relevante for mikrobiell patogenese og mikrobiomestudier.
Protocol
1. Indusere dauerformasjon for ville nematoder på NGM-plater
- Dyrk den ville Caenorhabditis-belastningen på standard NGM-plater med OP50-1 E. coli som matkilde etter å ha fått ormene med en ukulturabel mikrobe av interesse. Inkuber nematodene ved 20 °C.
MERK: Standardtemperaturen for å vokse Caenorhabditis nematoder er mellom 15-25 °C, men bør bestemmes empirisk for å forhindre tap av mikroben av interesse. - Sulte tallerkenen av dyr ved 20 °C i 4-5 dager til all OP50-1 forbrukes og flertallet har nådd dauer-scenen.
MERK: Dauers er langlivede larver som utvikler seg på grunn av fravær av ernæring og har beskyttende neglebånd.
2. Vasking av nematodene
- Tilsett 5 ml M9 minimale saltmedier (42 mM Na2HPO4, 22 mM KH2PO4, 8,6 mM NaCl, 19 mM NH4Cl) til en 6 cm plate med sultne ormer.
- Bruk en steril glasspipette og pære, pipette opp M9 og ormer fra platen og overfør dem til et sterilt 15 ml sentrifugerør.
- Bruk en klinisk sentrifuge, spinn ned ormene i røret ved 1000 x g i 30 s ved romtemperatur.
- Bruk en steril 15 ml pipette, fjern og kast M9 supernatant over ormens pellets. Ikke forstyrr de levende ormene nederst på røret ved å la ca. 50 μL M9 over ormene.
- Tilsett 10 ml M9 + 0,05% av Triton X-100 til samme sentrifugerør og stram rørdekselet tilstrekkelig.
- Inkuber røret på en mutter i 20 minutter ved romtemperatur for å fjerne de eksterne mikrobene. Fjern røret fra mutteren og spinn ned ormene ved 1000 x g i 30 s.
- Bruk en steril pipette, fjern og kast M9 supernatanten over ormens pellets. Ikke forstyrr de levende ormene nederst på røret ved å la ca. 50 μL M9 over ormene.
- Følg og gjenta trinn 2.5-2.8 tre ganger til.
3. Desinfisering av nematodene
- Forbered en antibiotika- og SDS-løsning i 10 ml M9-buffer ved å tilsette 0,25% SDS (250 μL 10% SDS), 50 μg / ml carbenicillin, 25 μg/ml kanamycin, 12,5 μg/ml tetracyklin, 100 μg/ml gentamycin, 50 μg/ml streptomycin, 37,5 μg/ml kloramfenikol og 200 μg/ml cefotim (se tabell).
- Inkuber røret som inneholder nematoder i antibiotika og SDS-løsning på en mutter ved romtemperatur over natten.
MERK: Alle ikke-dauer ormer og embryoer vil dø, men mange av dauer ormene vil overleve denne rengjøringsprosessen.
4. Fjerning av antibiotika og SDS-løsning
- Snurr ned ormene i røret ved 1000 x g i 1 min ved romtemperatur. Bruk en steril pipette, fjern supernatanten fra sentrifugerøret uten å forstyrre ormene nederst på røret.
- Tilsett 10 ml M9 + 0,05% Triton X-100 og stram lokket på røret tilstrekkelig. Inkuber røret på en mutter i 20 minutter ved romtemperatur.
- Fjern røret fra mutteren og spinn ned ormene ved 1000 x g i 1 min. Følg og gjenta trinn 4.2-4.3 tre ganger.
- Etter den siste vasken, la ormepellets være uforstyrret i bunnen i 100 μL av løsningen og kast resten.
5. Forplant en ren nematodestamme
- Bruk en steril glasspipette, overfør 100 μL av supernatanten og pelletsen til midten av en 10 cm NGM-platefrø med OP50-1. La platen tørke uten å forstyrre væsken i midten.
- La dauers krype ut av midten og gjennom OP50-1 plenen i 5-10 min.
- Løft forsiktig opp en enkelt dauer og legg den på en 6 cm NGM frøplate. Totalt velger du minst 10 dauers og plater dem i individuelle 6 cm NGM-plater frøet med OP50-1 (totalt 10 plater).
- Inkuber platene i 4-5 dager ved 20 °C til dauers har vokst og følgende generasjon (F1) har nådd voksenstadiet. Kontroller visuelt for forurensning på alle platene, sett på som ikke-OP50-1 mikrobiell vekst.
- For hver ren plate, kontroller forplantningen av mikroben av interesse via Normarski eller fluorescerende mikroskopi, for eksempel fluorescerende in situ hybridisering (FISH)12, avhengig av fenotypen av interesse.
6. Intestinal disseksjon og PCR-identifisering av mikrobielle arter
- Dyr dyrkes ved 20 °C i 3-4 dager slik at de kan sulte og redusere mengden OP50-1 bakterier. Tilsett 5 ml M9-medier til platen av sultne ormer.
- Bruk en steril glasspipette og pære, pipette opp M9 + ormer fra platen og overfør dem til et sterilt 15 ml sentrifugerør.
- Bruk en klinisk sentrifuge, spinn ned ormene i røret ved 1000 x g i 30 s ved romtemperatur.
- Bruk en steril 15 ml pipette, fjern supernatanten fra sentrifugerøret uten å forstyrre de levende ormene nederst på røret.
- Tilsett 10 ml M9 + 0,05% Triton X-100 og inkuber røret på en mutterfører i 20 minutter for å fjerne eksterne mikrober. Gjenta fire ganger for å vaske ormene.
- Etter den siste vasken, ved hjelp av en steril pipettespiss, fjern supernatanten uten å forstyrre pelletsen nederst i 100 μL av løsningen.
- Bruk en steril pipettespiss, overfør M9 og ormene til en usett NGM-plate og la platen tørke mens ormene kryper rundt i 20 minutter for å fjerne OP50-1 fra kutiklene og tarmen.
- Tilsett 250 μL M9 på den tørkede platen og bruk en glasspipette til å overføre M9 + ormer til en ny usett NGM-plate. Igjen, la den platen tørke og la ormene krype rundt i 20 minutter.
- Tilsett 250 μL M9 til platen og overfør 100 μL av M9 + ormer til et rent klokkeglass.
- Ved hjelp av to sterile 26 G sprøytenåler, halshugge nematodene ved å holde ormen ned med en nål og bruke den andre nålen til å kutte ormen. Etter halshugging vil tarmen (granulær) og gonad (gjennomsiktig) fra kroppen naturlig komme ut av kroppen.
- Klipp av et stykke av den eksponerte tarmen ved å holde tarmen nede med den ene nålen og kutte den med den andre.
MERK: Kontroller om mulig at den aktuelle mikroben fortsatt er til stede i evig tarmene ved hjelp av Normarski-mikroskopi, FISK eller immunhiistokjemi23. - Overfør en enkelt dissekert tarm til et 0,5 ml PCR-rør som inneholder 10 μL sterilt vann. Gjenta for totalt minst 5 PCR-rør som inneholder tarmer fra forskjellige dyr.
- Frys PCR-rørene ved -80 °C i minst 5 minutter. Fjern PCR-rørene fra fryseren og tine ut prøvene.
- Pipette væsken opp og ned et par ganger for å skille bakteriene fra tarmen.
- Utfør PCR ved hjelp av universelle primerpar mot DNA-sekvensen til den lille ribosomale underenheten av bakterier, gjær eller mikrosporidia, avhengig av den mistenkte typen mikrobe.
MERK: For eksempel presenteres en prøveprotokoll ved hjelp av universalbakterielle 16S-primere i tabell 1. - Rense amplikonen ved hjelp av et filterbasert DNA-rengjørings- og konsentrasjonssett (se Materialfortegnelsen) og utfør Sanger-sekvensering.
Representative Results
En vill C. tropicalis-stamme (JU1848) ble isolert fra råtne palmefrukter i Nouragues Forest of French Guiana (figur 1A)24. Denne stammen ble funnet å ha tynne mikrober som koloniserer tarmens lumen på en retningsmessig måte (figur 1B). Denne mikroben ble lett overført til C. elegans stamme N2 via samkultur med stamme JU1848, hvor den koloniserte tarmens lumen på samme måte.
Forplantning av JU1848 på standard NGM-plater sådd med E. coli OP50-1 over flere generasjoner resulterte kontinuerlig i synlig forurensning, sett på som ulike mørke, mucoidkolonier på og utenfor OP50-1 plenen (figur 2A). En tallerken vill JU1848 ble sultet for å tvinge dyr inn i dauer og rengjort som beskrevet. Single dauer dyr som overlevde rengjøring ble belagt på individuelle 6 cm NGM-plater frøet med OP50-1 og fikk lov til å vokse i 4 dager ved 20 °C. Flere plater med F1 avkom ble observert uten synlig mikrobiell kontaminering (figur 2B). F1-avkommet ble verifisert til fortsatt å inneholde holdende bakterier i tarmens lumen (se nedenfor).
Rene JU1848 dyr ble vasket og halshugget for å isolere tarmstykker som beskrevet i protokollen (trinn 6.1-6.12). Ved hjelp av bakterier i lumen i dissekert tarm ble verifisert via Nomarski-mikroskopi (figur 3). Mikroben i lumen av JU1848 ble mistenkt for å være en bakterie, så de dissekerte tarmene ble brukt som mal for PCR ved hjelp av universelle bakterielle 16S primere, 27F og 1492R. Fra totalt seks individuelle dissekerte tarmer ble PCR-produktene sekvensert via Sanger, og rene kromatografier viste at alle de seks sekvensene var identiske. Basert på disse sekvensene ble denne bakterien identifisert som en ny art i klassen Alphaproteobacteria, men kunne ikke klassifiseres i en kjent rekkefølge eller slekt (Tilleggsfil 1).
Figur 1: Ved å følge bakterier som koloniserer lumen av en vill C. tropicalis. (A) Feltprøvebilde av råtten Euterpe sp. (Familie: Arecaceae) palmefrukter i Nouragues-skogen i fransk Guyana. (B) Nomarski bilde av stamme JU1848 sett med tusenvis av lange, tynne bakterier som danner et børstelignende utseende i lumen (lu) av vertstarmen (i). De bakterielle (ba) lagene som bebelegger tarmen er indikert med braketter ([). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Forurensende mikrobiell vekst går tapt etter nematoderengjøring. (A) Villstamme JU1848 forplanter merkbar mikrobiell vekst på standard 6 cm NGM-plater frøet med E. coli OP50-1 bakterier. (B) Etter rengjøring viser en plate med F1 avkom fra en enkelt dauer ingen synlig mikrobiell forurensning etter 4 dager med inkubasjon ved 20 °C. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Festebakterier ses i lumen i dissekert tarm. Nomarski bilde av et rent JU1848 dyr som ble halshugget slik at tarmene søler ut. De koloniserende bakteriene (ba) er indikert med en brakett ([) og ses i lumen (lu) av et stykke tarmen (i) som er utenfor nematodekroppen (nb). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
| Reagent | Konsentrasjon | Beløp |
| 27F primer (5'-AGAGTTTGATCMTGGCTCAG-3') | 20 mM | 2,5 μL |
| 1492R primer (5'-GGTTACCTTGTTACGACTT-3') | 20 mM | 2,5 μL |
| Dissekert tarm i vann | N/A | 3 μL |
| 10x PCR-buffer | 10x | 5 μL |
| dNTP | 10 mM | 1 μL |
| Taq Polymerase | 5 U/μL | 0,5 μL |
| Vann | N/A | 35,5 μL |
Tabell 1: Prøve PCR-protokoll ved hjelp av universelle bakterieprimere og dissekert tarm.
Tilleggsfil 1: MUSKELjustering av bakterielle 16S rDNA-sekvenser avledet fra PCR av seks dissekerte JU1848-tarmer. Klikk her for å laste ned denne filen.
Discussion
Denne protokollen beskriver isolering og identifisering av mikrober fra villisolerte Caenorhabditis nematoder ved hjelp av en rekke rengjøringsprosedyrer. Tallrike mikrober er forbundet med villisolerte nematoder, og noen av dem har spennende fenotyper som kan brukes til fremtidige studier i vertsmikrobeinteraksjoner og medfødt immunitet. Mange dyrkbare mikrobiomer og patogene bakterier har blitt isolert fra ville Caenorhabditis nematoder ved hjelp av standardteknikker for in vitro bakterievekst25,26. Imidlertid kan ikke alle mikrober dyrkes in vitro, og det blir nødvendig å berike dem i ville nematoder. Noen mikrober har et motstandsdyktig sporestadium, for eksempel mikrosporidia, og høye konsentrasjoner av SDS kan brukes til å drepe de fleste bakterier og sopp, noe som gir spesifikk berikelse av sporer12. Denne protokollen presenterer en metode for å berike ukulturable tarmmikrober som ikke er resistente mot SDS og antibiotikabehandling.
Teknikken som presenteres her utnytter miljømotstanden sett hos dauer dyr på grunn av fysiologiske endringer som styrking av kutiklet, undertrykker farynngeal pumping og dekker munnen med en bukkal plugg27. Et kritisk skritt i denne protokollen er overnattingsinkubasjonen med ulike antibiotika og 0,25% SDS. Dette trinnet brukes til å drepe alle eksterne mikrober mens du lar interne mikrober være intakte. Mens C. elegans dauers har blitt demonstrert for å overleve SDS-konsentrasjoner så høye på 10% i 30 min27, bruker denne protokollen en moderat, men langvarig inkubasjon for ikke bare å drepe mikrober, men ytterligere utsette bakterier for antibiotika. Videre kan en moderat konsentrasjon av SDS bidra til å sikre at dauers fra andre Caenorhabditis-arter overlever, da eksponering av C. tropicalis til 1% SDS over natten resulterte i død av alle dauer dyr. Hvis alle dauers dør, bør konsentrasjonen av SDS og / eller lengden på eksponeringen for SDS reduseres. Motsatt, hvis F1-generasjonsplatene fortsatt har synlig forurensning etter rengjøring, bør SDS-konsentrasjonen og inkubasjonstiden økes.
Et annet kritisk skritt er isolering av single dauer dyr etter rengjøring. Dette trinnet er avgjørende da ikke alle dyr er rene etter SDS og antibiotikabehandling. Derfor er dyrene plassert i midten av en 10 cm NGM-plate med OP50-1 og får lov til å krype radialt utover. Ofte er det best å plukke flere distale dyr, da utvidet kryping gjennom OP50-1 ser ut til å bidra til å fjerne potensielle overlevende mikrober festet til kutiklen. Dette fører imidlertid til en begrensning av protokollen, da det vil være mer utfordrende å berike for en mikrobe av interesse hvis den ikke er til stede i befolkningen med høy frekvens. Her var den overholdende Alphaproteobacteria til stede i 90% -95% av befolkningen; Derfor hadde de fleste rene plater mikrobiomebakterien. Men hvis en mikrobe av interesse er til stede med en mye lavere frekvens i befolkningen, kan det være nødvendig å screene mange flere F1-plater .
Denne protokollen kan sannsynligvis brukes til å isolere et hvilket som helst antall ikke-dyrkbare mikrober av interesse som finnes i ville nematoder. Mikroben må imidlertid være i et vev beskyttet av dauer kutikol, som er i stand til å overleve hos dauer dyr, og har en observerbar fenotype i verten. Som sådan kan denne teknikken brukes til å berike andre mikrobiomebakterier i tarmlumenene i tillegg til Alphaproteobacteria-arten som er beskrevet her, inkludert bakterier som ikke fester seg. Også protokollen ble brukt til å berike for en fakultets intracellulær bakterie, Bordetella atropi, som infiserer nematoden Oscheius tipulae28. Etter berikelse ble B. atropi funnet å danne kolonier på NGM-plater, noe som viste at en mikrobe av interesse kan oppdages å være dyrkbar in vitro når raskere voksende forurensninger fjernes. Denne teknikken vil sannsynligvis fungere for mikrosproidere og virus, inkludert Orsay-viruset, gitt denne kapasiteten til å berike en intracellulær bakterie. Imidlertid må disse mikrober være i stand til å overleve overgangen til og ut av dauer.
Det er viktig å huske at selv om denne protokollen kan utføres i et Biosafety Level 1-laboratorium, må en steril teknikk opprettholdes gjennom hele for å forhindre ytterligere mikrobiell forurensning. Protokollen kan endres i henhold til forskerens behov, inkludert typer/konsentrasjoner av antibiotika, prosentandelen SDS og/eller tilsetning av antifungaler som nystatin. Ofte kan antall forurensende mikrober som finnes i en villisolert nematode variere dramatisk. Her ble det tilsynelatende tapet av ikke-OP50-1 E. coli-vekst på NGM-plater brukt som en avlesning for en ren nematodestamme. Men det kan være ikke-dyrkbare populasjoner av forurensende mikrober til stede, så det er viktig å gjennomføre en metagenomisk metode som 16S rRNA amplicon sekvensering for å se omfanget av forurensning26. Når ormstammen er rengjort, kan den fryses og lagres bort for fremtidige studier. Totalt sett tillater denne protokollen forskere å berike ukulturelle mikrober i ville nematoder, slik at de kan studere effekter på vertstrening, karakterisere fenotyper av kolonisering eller infeksjon, og dra nytte av genetiske verktøy for å forstå mekanismene som ligger til grunn for vertsmikrobeinteraksjoner.
Disclosures
Forfatterne erklærer ingen interessekonflikter.
Acknowledgments
Takk til Dr. Christian Braendle og Centre Nationale de la Recherche Scientifique (CNRS) Nouragues Field Station.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Agarose | Fisher Scientific | BP1356 | |
| 10% SDS | Invitrogen | AM9822 | |
| BD PrecisionGlide Needle - 26 G | Fisher Scientific | 305115 | |
| Carbenicillin | Millipore-Sigma | C1389-1G | |
| Cefotaxime | Millipore-Sigma | C7039-500mg | |
| Chloramphenicol | Millipore-Sigma | C0378-25G | |
| DNA Clean and Concentrator Kit | Zymo Research | 11-303C | |
| DreamTaq Polymerase | Fisher Scientific | EP0711 | |
| Gentamycin | Millipore-Sigma | G1264-250mg | |
| Kanamycin | Millipore-Sigma | K1876-1G | |
| KH2PO4 | Fisher Scientific | P-286 | |
| NaCl | Fisher Scientific | S-671 | |
| NH4Cl | Fisher Scientific | A-661 | |
| Streptomycin | Millipore-Sigma | S6501-50G | |
| Tetracyclin | Millipore-Sigma | T7660-5G | |
| Triton X-100 | Fisher Scientific | BP-151 | |
| Watch glasses | VWR | 470144-850 |
References
- Balla, K. M., Troemel, E. R. Caenorhabditis elegans as a model for intracellular pathogen infection. Cellular Microbiology. 15, 1313-1322 (2013).
- Pukkila-Worley, R., Ausubel, F. M. Immune defense mechanisms in the Caenorhabditis elegans intestinal epithelium. Current Opinion in Immunology. 24, 3-9 (2012).
- Bossinger, O., Fukushige, T., Claeys, M., Borgonie, G., McGhee, J. D. The apical disposition of the Caenorhabditis elegans intestinal terminal web is maintained by LET-413. Developmental Biology. 268, 448-456 (2004).
- Dimov, I., Maduro, M. F. The C. elegans intestine: organogenesis, digestion, and physiology. Cell and Tissue Research. 377, 383-396 (2019).
- Zhang, F., et al. Caenorhabditis elegans as a model for microbiome research. Frontiers in Microbiology. 8, 485 (2017).
- Szumowski, S. C., Botts, M. R., Popovich, J. J., Smelkinson, M. G., Troemel, E. R. The small GTPase RAB-11 directs polarized exocytosis of the intracellular pathogen N. parisii for fecal-oral transmission from C. elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111, 8215-8220 (2014).
- Bakowski, M. A., et al. Ubiquitin-mediated response to microsporidia and virus infection in C. elegans. PLoS Pathogens. 10, 1004200 (2014).
- Sowa, J. N., et al. The Caenorhabditis elegans RIG-I Homolog DRH-1 Mediates the Intracellular Pathogen Response upon Viral Infection. Journal of Virology. 94, 01173 (2020).
- Zugasti, O., et al. Activation of a G protein-coupled receptor by its endogenous ligand triggers the innate immune response of Caenorhabditis elegans. Nature Immunology. 15, 833-838 (2014).
- Félix, M. -A., Duveau, F. Population dynamics and habitat sharing of natural populations of Caenorhabditis elegans and C. briggsae. BMC Biology. 10, 59 (2012).
- Lee, D., et al. Balancing selection maintains hyper-divergent haplotypes in Caenorhabditis elegans. Nature Ecology and Evolution. 5, 794-807 (2021).
- Luallen, R. J., et al. Discovery of a natural microsporidian pathogen with a broad tissue tropism in Caenorhabditis elegans. PLOS Pathogens. 12, 1005724 (2016).
- Osman, G. A., et al. Natural infection of C. elegans by an oomycete reveals a new pathogen-specific immune response. Current Biology. 28, 640-648 (2018).
- Felix, M. A., et al. Natural and experimental infection of Caenorhabditis nematodes by novel viruses related to nodaviruses. PLoS Biology. 9, 1000586 (2011).
- Zhang, G., et al. A large collection of novel nematode-infecting microsporidia and their diverse interactions with Caenorhabditis elegans and other related nematodes. PLoS Pathogens. 12, 1006093 (2016).
- Félix, M. -A., Wang, D.
- Grover, M., Barkoulas, M. C. elegans as a new tractable host to study infections by animal pathogenic oomycetes. PLoS Pathogens. 17, 1009316 (2021).
- Bakowski, M. A., Luallen, R. J., Troemel, E. R. Microsporidia Infections in Caenorhabditis Elegans and Other Nematodes. Microsporidia: Pathogens of Opportunity: First Edition. , (2014).
- Taffoni, C., Pujol, N. Mechanisms of innate immunity in C. elegans epidermis. Tissue Barriers. 3, 1078432 (2015).
- Dirksen, P., et al. CeMbio - The Caenorhabditis elegans microbiome resource. G3: Genes, Genomes, Genetics. 10, 3025-3039 (2020).
- Frézal, L., Félix, M. -A. C. elegans outside the Petri dish. eLife. 4, 05849 (2015).
- Troemel, E. R., Félix, M. -A., Whiteman, N. K., Barrière, A., Ausubel, F. M. Microsporidia are natural intracellular parasites of the nematode Caenorhabditis elegans. PLoS Biology. 6, 2736-2752 (2008).
- Luallen, R. J., Bakowski, M. A., Troemel, E. R. Characterization of microsporidia-induced developmental arrest and a transmembrane leucine-rich repeat protein in Caenorhabditis elegans. PLoS One. 10, 0124065 (2015).
- Félix, M. -A., et al. Species richness, distribution and genetic diversity of Caenorhabditis nematodes in a remote tropical rainforest. BMC Evolutionary Biology. 13, 10 (2013).
- Samuel, B. S., Rowedder, H., Braendle, C., Félix, M. -A., Ruvkun, G. Caenorhabditis elegans responses to bacteria from its natural habitats. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113, 3941-3949 (2016).
- Berg, M., et al. Assembly of the Caenorhabditis elegans gut microbiota from diverse soil microbial environments. ISME Journal. 10, 1998-2009 (2016).
- Androwski, R. J., Flatt, K. M., Schroeder, N. E. Phenotypic plasticity and remodeling in the stress-induced C. elegans dauer. Wiley Interdisciplinary Reviews: Developmental Biology. 6, 278 (2017).
- Tran, T. D., Ali, M. A., Lee, D., Félix, M. -A., Luallen, R. J. Bacterial filamentation is an in vivo mechanism for cell-to-cell spreading. bioRxiv. , (2021).
