Analyse par microscopie vidéo à grande vitesse pour le diagnostic de première ligne de la dyskinésie ciliaire primaire

La dyskinésie ciliaire primitive (DCP) est une maladie génétique héréditaire rare qui provoque des perturbations dans le mouvement des cils battants. S’il n’est pas diagnostiqué, il entraîne de graves lésions pulmonaires plus tard dans la vie en raison d’une altération grave du MCC. Dans le passé, sa prévalence a été estimée entre 1:4 000 et 50 000. En raison de l’amélioration constante des diagnostics et d’une prise de conscience croissante de la maladie, les mises à jour sur la prévalence de la PCD suggèrent qu’elle pourrait être beaucoup plus courante et probablement comprise entre 1: 4 000 et 20 000 au lieu de ^1,2. Cependant, les patients atteints de PCD sont encore sous-diagnostiqués ou diagnostiqués trop tard ^1,3. Par conséquent, les nourrissons atteints de situs inversus congénital et/ou d’hétérotaxie ou de rhinorrhée périnatale, de détresse respiratoire néonatale, de nez bouché et de difficultés d’alimentation devraient être suspects de PCD. Plus tard dans la vie, l’otite chronique, la pneumonie récurrente, la rhinosinusite et une toux grasse chronique typique due à une altération du MCC sont les symptômes caractéristiques de la PCD, qui, en combinaison avec la bronchectasie et une altération de la fonction pulmonaire, se poursuivent à l’âge adulte².

Les patients soupçonnés d’avoir une PCD peuvent être diagnostiqués à l’aide de différents outils de diagnostic. La GDT a été considérée comme la référence en matière de diagnostic de première ligne dans le passé. Cependant, jusqu’à 30% des cas de PCD ne présentent pas d’ultrastructure anormale ^1,3,4,5,6, ce qui nécessite une approche diagnostique différente. Par conséquent, un nombre croissant de centres et les directives de l’European Respiratory Society (ERS) suggèrent une combinaison d’oxyde nitrique nasal (nNO) et de HSVMA comme diagnostic de première ligne 1,7,9,10. HSVMA et nNO sont également les options les plus rentables pour identifier un patient atteint de PCD¹¹. Cependant, même si les tests génétiques ont été inclus dans les diagnostics, il faut garder à l’esprit qu’il n’existe actuellement aucun test autonome ou combinaison de tests pouvant exclure la PCD avec une certitude de 100% ^8,9,10.

Parmi les options de diagnostic disponibles, HSVMA est le seul test qui se concentre sur les cellules respiratoires vivantes enrobées de cils et évalue le modèle de battement ciliaire (CBP) et la fréquence de battement ciliaire (CBF). Contrairement à la TEM, les résultats de la HSVMA sont disponibles rapidement, généralement le jour du test, alors que les résultats de la TEM peuvent arriver des mois après le prélèvement de l’échantillon. La HSVMA peut être appliquée pour tous les groupes d’âge, tandis que nNO exige un degré élevé de conformité; les tentatives de l’utiliser avant l’âge de 5 ans sont généralement infructueuses¹⁰. Dans les mains expérimentées, HSVMA a une excellente sensibilité et spécificité pour diagnostiquer pcD à 100% et 96%, respectivement¹².

Cet article décrit la procédure étape par étape pour effectuer la HSVMA, y compris la récolte de cellules respiratoires enrobées de cils à partir du cornet inférieur du nez, la préservation des cellules récoltées dans un milieu nourrissant les cellules pour le transport vers le site d’investigation, et le processus d’analyse vidéo microscopique pour déterminer le CBF et le CBP. De plus, certains clips vidéo de patients sont montrés, comparant les CBP et les CBF normaux avec une fonction cileuse anormale (Vidéo 3, Vidéo 4, Vidéo 5, Vidéo 6, Vidéo 7 et Vidéo 8).

Énoncé d’éthique :

Cette étude a été approuvée par le comité d’éthique local (69/2017) et a été menée conformément à la déclaration d’Helsinki.

1. Collecte et transport des cellules épithéliales respiratoires

1. Brossage
   1. Avant le brossage, administrer un traitement de deux semaines d’acide amoxicilline-clavulanique par voie orale au patient pour éradiquer les biofilms interférant avec la fonction des cils. Assurez-vous que l’antibiotique est arrêté 2 jours avant la procédure.
   2. Pour diminuer une superposition de matière muqueuse sur les bandelettes de cellules épithéliales brossées, demandez au patient de bien se moucher. Demandez aux parents d’aider leurs jeunes enfants à se moucher.
   3. Pour le brossage, utilisez une brosse interdentaire de 0,6 mm (voir le tableau des matériaux). Gardez la tête du patient fixée d’une main et, d’autre part, brossez le cornet inférieur des deux narines pour recueillir suffisamment de bandelettes de cellules épithéliales.
      REMARQUE: Une légère résistance est généralement ressentie lors de l’insertion de la brosse interdentaire profondément sous le cornet inférieur. Le brossage nasal est effectué en tournant et en cueillant rapidement pendant environ 2 s. Un brossage plus long et intense pourrait autrement causer des lésions épithéliales graves et une épistaxis consécutive.
   4. Si une bronchoscopie est prévue pour des raisons autres que la suspicion de PCD, prélever des échantillons pendant la bronchoscopie en brossant la carène ou l’épithélium bronchique ou par biopsie¹³.
   5. Déposer les bandes cellulaires récoltées dans un tube de microcentrifugation de 1,5 mL contenant le milieu d’aigle modifié (DMEM) de Dulbecco, qui nourrit les cellules.
      REMARQUE: Les bandes de cellules épithéliales déposent généralement la brosse plus facilement en lançant et en tournant la brosse contre la paroi du tube.
   6. Fermez le couvercle du tube de microcentrifugation et maintenez le tube contre une source de lumière. Secouez le tube pour découvrir les bandes cellulaires et les conglomérats récoltés.
2. Transport de l’échantillon
   1. Placez les tubes de microcentrifugation dans une boîte en polystyrène bien fermée et assurez-vous que le couvercle des tubes est correctement fermé et que les tubes sont fixés à l’intérieur de la boîte.
   2. Ajouter un pack froid; cependant, évitez de congeler le spécimen.
      REMARQUE : La température optimale pour conserver l’échantillon avant l’enquête est d’environ 4 à 8 °C (39,2 à 46,4 °F).
   3. S’assurer que les échantillons conservés sont analysés au cours des prochaines 24 heures.
      NOTE: Dans ces expériences, le temps moyen entre les brossages et HSVMA était de 3 h.

2. Analyse par microscopie vidéo à grande vitesse (HSVMA)

1. Microscopie vidéo des échantillons
   1. Après avoir reçu les tubes de microcentrifugation contenant les échantillons, réchauffez-les jusqu’à 37 °C (98,6 °F) pour imiter un environnement optimal de type in vivo.
   2. Si le microscope est équipé d’une unité de chauffage, placez les tubes sous le capot et réchauffez-les là. Vous pouvez également utiliser un incubateur pour réchauffer les échantillons.
   3. Démarrez la caméra et le logiciel de l’unité vidéo sur le PC.
   4. À l’aide d’une pipette, prélever une petite quantité de l’échantillon et placer deux gouttes dans une cuvette ou un plat à fond de verre (voir le Tableau des matériaux). Couvrez la cuvette ou le plat avec un couvercle et placez-le sous le microscope.
   5. Pour l’évaluation des échantillons, utilisez un microscope à interférence différentielle équipé d’une source de lumière froide et d’une caméra vidéo capable d’enregistrer à grande vitesse (au moins 200 images/s). Utilisez une lentille d’immersion dans l’huile avec un grossissement de 100x et placez une goutte d’huile d’immersion sur la surface de l’optique.
      REMARQUE: Les microscopes avec une lentille s’approchant par le bas sont recommandés.
   6. Approchez-vous du fond de la boîte avec la lentille du microscope et recherchez des amas de cellules sans globules rouges et à faible teneur en mucus. Après avoir trouvé une région d’intérêt représentative (ROI), concentrez-vous sur un groupe spécifique de cils battants avec les plus grands mouvements de cils et enregistrez une séquence vidéo. Enregistrez les cellules avec des cils battants latéralement et d’en haut. Après cela, recherchez un autre groupe représentatif de cellules et répétez l’enregistrement.
      REMARQUE: Les cellules revêtues de cils doivent être étudiées sous un grossissement de 1 000x, et les cils battants doivent être enregistrés avec une caméra vidéo numérique haute vitesse (DHSV) réglée sur une fréquence d’images de 200 / s ou plus (256 / s dans ce protocole). Étant donné que les données obtenues à partir des clips vidéo enregistrés nécessitent beaucoup d’espace sur le disque dur, un disque dur SSD externe est recommandé.
2. Analyse de séquences vidéo
   1. Pour déterminer CBF et CBP, lisez les clips vidéo image par image.
   2. Pour déterminer le CBF, réglez la fréquence d’images au ralenti avec 15 images/s et comptez 10 battements consécutifs.
   3. Enregistrez le nombre d’images qui passent au cours d’un seul cycle de 10 battements et insérez le résultat dans Eq (1). Déterminer la fréquence en calculant la moyenne de tous les cycles de battement des cils enregistrés et comparer le résultat avec les valeurs de référence pour l’âge (voir le tableau 1)¹⁴.
      (1)
      Où X est le nombre d’images passant au cours d’un cycle de 10 battements.
   4. Pour évaluer le CBP, surveillez si le mouvement des cils battants est dans toute la plage (voir Figure 1) et synchronisé. Demandez à deux opérateurs indépendants d’évaluer le CBP pour éviter tout biais de sélection.
   5. Déclarez que les résultats de l’analyse HSVMA sont compatibles, peu probables ou non concluants avec la PCD.

La vidéo 1 et la vidéo 2 montrent un contrôle normal où le CBF et le CBP se situent dans la plage normale (voir la figure 1). La vidéo 3, la vidéo 4, la vidéo 5 et la vidéo 6 représentent deux cas de patients atteints de PCD présentant une mutation homozygote du gène DNAH11 (c.2341G > A; p. Glu781Lys)3. Ces vidéos représentatives ont été choisies parce que les phénotypes de mutations du gène DNAH11 sont remarquables car ils ne peuvent pas être diagnostiqués par TEM en raison de l’absence de changements morphologiques 3,4,5.

La vidéo 3 montre le motif classique rigide et peu mobile du rythme ciliaire compatible avec pcD. Le modèle normal de gamme complète illustré dans les vidéos 1 et 2 est absent (voir la figure 1). La vidéo 4 montre une séquence du même patient (vidéo 3) mais enregistrée d’en haut. La vidéo 5 et la vidéo 6 montrent un phénotype hyperkinétique et inefficace de cils battants également compatible avec la PCD chez les patients porteurs d’une mutation du gène DNAH11 . Le CBF était si élevé qu’il n’a pas pu être déterminé. La vidéo 6 provient du même patient (vidéo 5) mais enregistrée d’en haut. Le CBP est anormal et ne montre pas le mouvement complet des cils sains (voir La figure 1, vidéo 1 et vidéo 2).

La vidéo 7 et la vidéo 8 montrent un CBF pathologique et un CBP latéralement (vidéo 7) et d’en haut (vidéo 8) d’un patient souffrant d’infections récurrentes des voies respiratoires supérieures; toutefois, la CPD n’a pas pu être établie. À 10 Hz, le CBF reste légèrement en dessous de la plage normale pour l’âge (voir tableau 1), et le CBP est anormal par rapport au CBP normal de la séquence vidéo témoin (vidéo 1, vidéo 2 et figure 1), montrant un mouvement ciliaire rotatif. Le cas n’est pas concluant et d’autres mesures diagnostiques, y compris nNO, TEM et tests génétiques, doivent être envisagées, bien que le tableau clinique du patient suggère une PCD.

Si la procédure de brossage est effectuée rigoureusement, l’épithélium du nez pourrait être blessé et une épistaxis pourrait survenir. Si trop de cellules sanguines se trouvent dans l’échantillon, l’analyse HSVMA ne peut pas être effectuée car les cellules épithéliales ciliées sont recouvertes d’un revêtement de globules rouges, comme on peut le voir dans la vidéo 9.

Figure 1 : AVC ciliaire normal. AVC ciliaire d’un individu en bonne santé montrant toute la gamme d’un AVC normal en avant et en convalescence. Le trait efficace (bleu foncé) se déplace de gauche à droite de manière coup de fouet cervical. Le coup de récupération (bleu clair) déplace les cils de droite à gauche dans la position de départ. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Vidéo 1: Mouvement normal des cils d’un patient sans PCD, vu latéralement. Abréviation : PCD = Dyskinésie ciliaire primaire. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.

Vidéo 2: Mouvement normal des cils d’un patient sans PCD, vu d’en haut. Abréviation : PCD = Dyskinésie ciliaire primaire. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.

Vidéo 3 : Séquence vidéo latérale d’un patient atteint de PCD présentant une mutation du gène DNAH11 (c.2341G > A p. Glu781Lys)3, montrant des cils raides, presque immobiles. Abréviations : PCD = Dyskinésie ciliaire primaire; DNAH11 = gène de la chaîne lourde 11 du bras de dynéine. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.

Vidéo 4 : Séquence vidéo du même patient atteint de PCD (vidéo 3) enregistrée d’en haut. Abréviation : PCD = Dyskinésie ciliaire primaire. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.

Vidéo 5: Séquence vidéo latérale d’un patient PCD montrant un modèle totalement différent, hyperkinétique mais inefficace de battre les cils. Le patient était membre de la même famille et présentait la même mutation que le patient de la vidéo 3 et de la vidéo 4. Abréviation : PCD = Dyskinésie ciliaire primaire. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.

Vidéo 6 : Séquence vidéo du même patient atteint de PCD (vidéo 5), enregistrée d’en haut. Abréviation : PCD = Dyskinésie ciliaire primaire. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.

Vidéo 7 : Séquence vidéo de mouvements anormaux, non coordonnés et lents des cils chez un patient atteint de PCD souffrant d’une infection récurrente des voies respiratoires supérieures. Abréviation : PCD = Dyskinésie ciliaire primaire. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.

Vidéo 8 : Séquence vidéo du même patient PCD (Vidéo 7) vue d’en haut. Abréviation : PCD = Dyskinésie ciliaire primaire.  Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.

Vidéo 9: Séquence vidéo d’un échantillon, qui n’a pas pu être analysé en raison d’un brossage négligent, entraînant une épistaxis et une superposition de globules rouges. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.

Tableau 1 : Fréquences de battement normales. Fréquence normale, liée à l’âge, de battement ciliaire. Ce tableau a été modifié à partir de Chilvers et al.14. *Fréquence moyenne des battements ciliaires, SD, et5e et95e centiles. †Mean (5e,95e centiles) pourcentage d’arêtes présentant des zones de dyskinésie ciliaire. Abréviation : SD = écart-type.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.