Summary
L'analisi videomicroscopica ad alta velocità è uno strumento relativamente facile da eseguire, veloce, economico e, in mani esperte, uno strumento considerevolmente affidabile per la diagnostica di prima linea della discinesia ciliare primaria, che dovrebbe essere disponibile in ogni centro coinvolto nella diagnostica e nel trattamento di gravi malattie polmonari.
Abstract
La discinesia ciliare primaria (PCD) è una malattia congenita prevalentemente ereditata in un tratto autosomico recessivo. Il disturbo provoca disturbi nel movimento delle ciglia, portando a una grave compromissione della clearance mucociliare (MCC). Se non diagnosticata o diagnosticata troppo tardi, la condizione porta allo sviluppo di bronchiectasie e gravi danni ai polmoni in età avanzata. La maggior parte dei metodi per diagnosticare la PCD richiedono molto tempo e richiedono ampie risorse economiche per stabilirli. L'analisi videomicroscopica ad alta velocità (HSVMA) è l'unico strumento diagnostico per visualizzare e analizzare le cellule respiratorie viventi con ciglia battenti in vitro. È veloce, economico e, in mani esperte, molto affidabile come strumento diagnostico per PCD. Inoltre, le misure diagnostiche classiche come la microscopia elettronica a trasmissione (TEM) non sono applicabili per alcune mutazioni in quanto i cambiamenti morfologici sono assenti.
Questo documento descrive il processo di raccolta delle cellule epiteliali respiratorie, l'ulteriore preparazione del campione e il processo di HSVMA. Descriviamo anche come le cellule spazzolate possono essere mantenute con successo illese e picchiate tenendole in un mezzo nutriente per lo stoccaggio e il trasporto al sito di indagine nei casi in cui una clinica non possiede l'attrezzatura per eseguire HSVMA. Vengono mostrati anche video con modelli di battito patologico di pazienti con una mutazione nel gene della catena pesante del braccio di dineina 11 (DNAH11), che non può essere diagnosticato con TEM; il risultato di un HSVMA inconcludente a causa dell'infezione delle vie aeree superiori, nonché di una spazzolatura infruttuosa con sovrapposizione di globuli rossi. Con questo articolo, vorremmo incoraggiare ogni unità che si occupa di pazienti pneumologici e malattie polmonari rare a eseguire HSVMA come parte della loro diagnostica di routine quotidiana per PCD o inviare i campioni a un centro specializzato nell'esecuzione di HSVMA.
Introduction
La discinesia ciliare primaria (PCD) è una rara malattia genetica ereditaria, che causa disturbi nel movimento delle ciglia che battono. Se non diagnosticato, porta a gravi danni polmonari in età avanzata a causa di una grave compromissione del MCC. In passato, la sua prevalenza è stata stimata nell'intervallo da 1:4.000 a 50.000. A causa del costante miglioramento della diagnostica e di una crescente consapevolezza della condizione, gli aggiornamenti sulla prevalenza della PCD suggeriscono che potrebbe essere molto più comune e probabilmente nell'intervallo da 1: 4.000 a 20.000 invecedi 1,2. Tuttavia, i pazienti con PCD sono ancora sottodiagnosticati o diagnosticati troppo tardi 1,3. Pertanto, i neonati con situs inversus congenito e/o eterotassia o rinorrea perinatale, distress respiratorio neonatale, naso chiuso e difficoltà di alimentazione dovrebbero essere sospetti per la PCD. In età avanzata, otite cronica, polmonite ricorrente, rinosinusite e una tosse umida cronica e tipica a causa di MCC compromesso sono i sintomi caratteristici della PCD, che in combinazione con bronchiectasie e compromissione della funzione polmonare, continuano nell'età adulta2.
I pazienti sospettati di avere PCD possono essere diagnosticati utilizzando diversi strumenti diagnostici. TEM è stato considerato il gold standard per la diagnostica di prima linea in passato. Tuttavia, fino al 30% dei casi di PCD non mostra un'ultrastruttura anormale 1,3,4,5,6, richiedendo un approccio diagnostico diverso. Pertanto, un numero crescente di centri e le linee guida della European Respiratory Society (ERS) suggeriscono una combinazione di ossido nitrico nasale (nNO) e HSVMA come diagnostica di prima linea 1,7,9,10. HSVMA e nNO sono anche le opzioni più convenienti nell'identificazione di un paziente con PCD11. Tuttavia, anche se i test genetici fossero inclusi nella diagnostica, si deve tenere presente che attualmente non esiste un test autonomo o una combinazione di test che possa escludere la PCD con certezza al 100% 8,9,10.
Tra le opzioni diagnostiche disponibili, HSVMA è l'unico test che si concentra sulle cellule respiratorie viventi rivestite di ciglia e valuta il modello di battito ciliare (CBP) e la frequenza del battito ciliare (CBF). A differenza di TEM, i risultati di HSVMA sono disponibili rapidamente, di solito il giorno del test, mentre i risultati di TEM potrebbero arrivare mesi dopo che il campione è stato prelevato. HSVMA può essere applicato a tutte le fasce d'età, mentre nNO richiede un alto grado di conformità; i tentativi di usarlo sotto i 5 anni di solito non hanno successo10. In mani esperte, HSVMA ha un'eccellente sensibilità e specificità per diagnosticare la PCD al 100% e al 96%, rispettivamente12.
Questo documento descrive la procedura passo-passo per eseguire HSVMA, compresa la raccolta di cellule respiratorie rivestite di ciglia dal turbinato inferiore del naso, la conservazione delle cellule raccolte in un mezzo nutritivo cellulare per il trasporto al sito di indagine e il processo di analisi video microscopica per determinare CBF e CBP. Inoltre, vengono mostrati alcuni video clip dei pazienti, confrontando CBP e CFF normali con funzione ciglia anormale (Video 3, Video 4, Video 5, Video 6, Video 7 e Video 8).
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Protocol
Dichiarazione etica:
Questo studio è stato approvato dal comitato etico locale (69/2017) ed è stato condotto in conformità con la dichiarazione di Helsinki.
1. Raccolta e trasporto di cellule epiteliali respiratorie
- Spazzolatura
- Prima di spazzolare, somministrare un ciclo di due settimane di acido amoxicillina-clavulanico orale al paziente per sradicare i biofilm che interferiscono con la funzione delle ciglia. Assicurarsi che l'antibiotico venga interrotto 2 giorni prima della procedura.
- Per diminuire una sovrapposizione di materiale mucoso sulle strisce cellulari epiteliali spazzolate, chiedere al paziente di soffiarsi accuratamente il naso. Chiedi ai genitori di aiutare i loro bambini piccoli a soffiarsi il naso.
- Per la spazzolatura, utilizzare una spazzola interdentale di dimensioni 0,6 mm (vedere la Tabella dei materiali). Tenere la testa del paziente fissata con una mano e, con l'altra mano, spazzolare il turbinato inferiore di entrambe le narici per raccogliere sufficienti strisce di cellule epiteliali.
NOTA: di solito si verifica una leggera resistenza quando si inserisce la spazzola interdentale in profondità sotto il turbinato inferiore. La spazzolatura nasale viene effettuata mediante rapida rotazione e prelievo per circa 2 s. Una spazzolatura più lunga e intensa potrebbe altrimenti causare gravi lesioni epiteliali ed epistassi consecutiva. - Se la broncoscopia è pianificata per motivi diversi dalla sospetta PCD, raccogliere campioni durante la broncoscopia spazzolando la carina o l'epitelio bronchiale o mediante biopsia13.
- Far cadere le strisce cellulari raccolte in un tubo microcentrifuga da 1,5 mL contenente il Modified Eagle Medium (DMEM) di Dulbecco che nutre le cellule.
NOTA: le strisce di cellule epiteliali di solito cadono dalla spazzola più facilmente lanciando e ruotando la spazzola contro la parete del tubo. - Chiudere il coperchio del tubo microcentrifuga e tenere il tubo contro una fonte di luce. Agitare il tubo per scoprire strisce e conglomerati di cellule raccolte.
- Trasporto dell'esemplare
- Posizionare i tubi microcentrifuga in una scatola di polistirolo ben chiusa e assicurarsi che il coperchio dei tubi sia correttamente chiuso e che i tubi siano fissati all'interno della scatola.
- Aggiungere un impacco freddo; tuttavia, evitare di congelare il campione.
NOTA: la temperatura ottimale per conservare il campione prima dell'indagine è di circa 4-8 °C (39,2-46,4 °F). - Assicurarsi che i campioni conservati vengano analizzati durante le successive 24 ore.
NOTA: In questi esperimenti, il tempo medio tra le spazzolature e hSVMA è stato di 3 ore.
2. Analisi video al microscopio ad alta velocità (HSVMA)
- Videomicroscopia dei campioni
- Dopo aver ricevuto i tubi di microcentrifuga contenenti i campioni, riscaldarli fino a 37 °C (98,6 °F) per imitare un ambiente ottimale, simile a quello in vivo.
- Se il microscopio è dotato di un'unità di riscaldamento, posizionare i tubi sotto il cofano e riscaldarli lassù. In alternativa, utilizzare un'incubatrice per riscaldare i campioni.
- Avviare la fotocamera e il software dell'unità video sul PC.
- Usando una pipetta, prendi una piccola quantità del campione e metti due gocce in una cuvetta o in un piatto con fondo di vetro (vedi la Tabella dei materiali). Coprire la cuvetta o il piatto con un coperchio e metterlo sotto il microscopio.
- Per la valutazione dei campioni, utilizzare un microscopio a interferenza differenziale dotato di sorgente a luce fredda e di una videocamera in grado di registrare ad alta velocità (almeno 200 fotogrammi/s). Utilizzare una lente ad immersione in olio con un ingrandimento di 100x e mettere una goccia di olio ad immersione sulla superficie dell'ottica.
NOTA: si consigliano microscopi con una lente che si avvicina dal basso. - Avvicinati al fondo del piatto con la lente del microscopio e cerca cluster di cellule senza globuli rossi e con basso contenuto di muco. Dopo aver trovato una regione rappresentativa di interesse (ROI), concentrati su un gruppo specifico di ciglia battenti con i più grandi movimenti di ciglia e registra una sequenza video. Registra le cellule con le ciglia che battono lateralmente e dall'alto. Successivamente, cerca un altro gruppo rappresentativo di celle e ripeti la registrazione.
NOTA: le cellule rivestite di ciglia devono essere studiate con un ingrandimento di 1.000x e le ciglia battenti devono essere registrate con una telecamera video digitale ad alta velocità (DHSV) impostata su un frame rate di 200 / s o più (256 / s in questo protocollo). Poiché i dati ottenuti dai video clip registrati richiedono molto spazio sul disco rigido, si consiglia un disco rigido SSD esterno.
- Analisi di sequenze video
- Per determinare CBF e CBP, riproducete i clip video fotogramma per fotogramma.
- Per determinare il CBF, imposta la frequenza dei fotogrammi al rallentatore con 15 fotogrammi/s e conta 10 battiti consecutivi.
- Registrare il numero di fotogrammi che passano durante un singolo ciclo di 10 battiti e inserire il risultato in Eq (1). Determinare la frequenza calcolando la media di tutti i cicli di battito delle ciglia registrati e confrontare il risultato con i valori di riferimento per l'età (vedere Tabella 1)14.
(1)
Dove X è il numero di fotogrammi che passano durante un ciclo di 10 battiti. - Per valutare il CBP, controllare se il movimento delle ciglia che battono è in gamma completa (vedere Figura 1) e sincronizzato. Chiedi a due operatori indipendenti di valutare il CBP per prevenire la distorsione della selezione.
- Segnalare che i risultati dell'analisi HSVMA sono compatibili, improbabili o inconcludenti con la PCD.
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Representative Results
I video 1 e 2 mostrano un controllo normale in cui CBF e CBP si trovano nell'intervallo normale (vedere la Figura 1). Video 3, Video 4, Video 5 e Video 6 rappresentano due casi di pazienti con PCD con una mutazione omozigote nel gene DNAH11 (c.2341G > A; p. Glu781Lys)3. Questi video rappresentativi sono stati scelti perché i fenotipi delle mutazioni nel gene DNAH11 sono degni di nota perché non possono essere diagnosticati da TEM a causa dell'assenza di cambiamenti morfologici 3,4,5.
Il video 3 mostra il classico modello rigido e minimamente in movimento del battito ciliare compatibile con PCD. Il modello normale a gamma completa mostrato nel Video 1 e nel Video 2 è assente (vedere la Figura 1). Il Video 4 mostra una sequenza dello stesso paziente (Video 3) ma registrata dall'alto. Il Video 5 e il Video 6 mostrano un fenotipo ipercinetico e inefficace delle ciglia battenti compatibile anche con la PCD in pazienti portatori di una mutazione nel gene DNAH11 . La CBF era così alta che non poteva essere determinata. Il video 6 è dello stesso paziente (Video 5) ma registrato dall'alto. Il CBP è anormale e non mostra il movimento completo delle ciglia sane (vedere Figura 1, Video 1 e Video 2).
Il Video 7 e il Video 8 mostrano un CBF e CBP patologico lateralmente (Video 7) e dall'alto (Video 8) da un paziente che ha sofferto di infezioni ricorrenti delle vie aeree superiori; tuttavia, non è stato possibile stabilire la PCD. A 10 Hz, il CBF rimane leggermente al di sotto dell'intervallo normale per età (vedere Tabella 1) e il CBP è anormale rispetto al normale CBP della sequenza video di controllo (Video 1, Video 2 e Figura 1), mostrando un movimento ciliare rotatorio. Il caso è inconcludente e devono essere prese in considerazione ulteriori misure diagnostiche, tra cui nNO, TEM e test genetici, sebbene il quadro clinico del paziente sia indicativo di PCD.
Se la procedura di spazzolatura viene eseguita rigorosamente, l'epitelio del naso potrebbe essere ferito e potrebbe verificarsi l'epistassi. Se nel campione sono presenti troppe cellule del sangue, l'analisi HSVMA non può essere eseguita perché le cellule epiteliali ciliate sono coperte da un rivestimento di globuli rossi, come si può vedere nel Video 9.
Figura 1: Ictus ciliare normale. Ictus ciliare di un individuo sano che mostra l'intera gamma di un normale ictus in avanti e di recupero. Il tratto efficace (blu scuro) si sposta da sinistra a destra in modo da colpo di frusta. Il colpo di recupero (azzurro) sposta le ciglia indietro da destra a sinistra nella posizione di partenza. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Video 1: Normale movimento delle ciglia di un paziente senza PCD, visto lateralmente. Abbreviazione: PCD = Discinesia ciliare primaria. Clicca qui per scaricare questo video.
Video 2: Normale movimento delle ciglia di un paziente senza PCD, dall'alto. Abbreviazione: PCD = Discinesia ciliare primaria. Clicca qui per scaricare questo video.
Video 3: Sequenza video laterale di un paziente con PCD con una mutazione nel gene DNAH11 (c.2341G > A p. Glu781Lys)3, che mostra ciglia rigide, quasi immotili. Abbreviazioni: PCD = Discinesia ciliare primaria; DNAH11 = gene 11 della catena pesante del braccio di dineina. Clicca qui per scaricare questo video.
Video 4: Sequenza video dello stesso paziente CON PCD (Video 3) registrata dall'alto. Abbreviazione: PCD = Discinesia ciliare primaria. Clicca qui per scaricare questo video.
Video 5: Sequenza video laterale di un paziente con PCD che mostra un modello totalmente diverso, ipercinetico ma inefficiente di battito delle ciglia. Il paziente era un membro della stessa famiglia e con la stessa mutazione del paziente nel Video 3 e nel Video 4. Abbreviazione: PCD = Discinesia ciliare primaria. Clicca qui per scaricare questo video.
Video 6: Sequenza video dello stesso paziente PCD (Video 5), registrata dall'alto. Abbreviazione: PCD = Discinesia ciliare primaria. Clicca qui per scaricare questo video.
Video 7: Sequenza video di movimento delle ciglia anormale, non coordinato e lento in un paziente con PCD affetto da infezione ricorrente delle vie aeree superiori. Abbreviazione: PCD = Discinesia ciliare primaria. Clicca qui per scaricare questo video.
Video 8: Sequenza video dello stesso paziente CON PCD (Video 7) dall'alto. Abbreviazione: PCD = Discinesia ciliare primaria. Clicca qui per scaricare questo video.
Video 9: Sequenza video di un campione, che non ha potuto essere analizzato a causa di spazzolatura incurante, che porta all'epistassi e alla sovrapposizione di globuli rossi. Clicca qui per scaricare questo video.
| Frequenza di battito ciliare (Hz)* | ||||
| Età (anni) | Significare | SD | 5°, 95° centiles | Bordi che battono discetenicamente (%) † |
| 0-6 | 12.9 | 2.3 | 10.0, 18.1 | 10.4 (0.0, 36.8) |
| 7-12 | 12.9 | 1.4 | 10.9, 15.0 | 9.1 (0.0, 40.3) |
| 13-18 | 12.6 | 1.7 | 10.9, 15.3 | 24.8 (0.0, 56.9) |
| ≥ 19 | 11.5 | 2.8 | 7.7, 15.5 | 5.8 (0.0, 24.3) |
| *Frequenza media del battito ciliare, deviazione standard (SD) e 5° e 95° percentile | ||||
| †Mio (5°, 95° percentile) percentuale di bordi che presentano aree di discinesia ciliare | ||||
Tabella 1: Frequenze di battitura normali. Frequenza di battito ciliare normale, correlata all'età. Questa tabella è stata modificata da Chilvers et al.14. * Frequenza media del battito ciliare, SD e 5° e 95° percentile. †Mean (5°, 95° percentile) percentuale di bordi che presentano aree di discinesia ciliare. Abbreviazione: SD = deviazione standard.
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Discussion
Qui, il processo diagnostico per PCD utilizzando HSVMA è descritto e discusso alla luce della diagnostica di prima linea. Nonostante sia relativamente facile da stabilire, conveniente11 e un metodo affidabile in maniesperte 12, HSVMA non è una misura diagnostica senza insidie. CBF e CBP anormali possono essere dovuti a infezioni secondarie, che portano all'infiammazione dell'epitelio bronco-respiratorio15 e, per lo stesso motivo, gli individui che fumano possono avere frequenze di battito anormali 16,17. Inoltre, la fibrosi cistica dovrebbe essere esclusa prima di stabilire la diagnosi di PCD. Prima che l'analisi di un campione di paziente sia giudicata compatibile con la PCD, i risultati anomali devono essere confermati con due campioni raccolti in modo indipendente, che richiedono nuove spazzolature e una rianalisi di CBF e CBP. Questo potrebbe essere impegnativo, specialmente con i bambini. Pertanto, alcuni ricercatori raccomandano di coltivare cellule epiteliali ottenute dalla prima sessione di spazzolatura per evitare ripetute spazzolature 9,15.
Sebbene la broncoscopia non sia la scelta preferita per la diagnosi di PCD, se viene eseguita per motivi diversi dalla PCD, i campioni possono essere ottenuti in alternativa in anestesia spazzolando l'epitelio bronchiale o facendo una biopsia13. L'infezione secondaria può alterare il movimento ciliare e la frequenza del battito. Per diminuire questi effetti indesiderati, si raccomanda di somministrare un corso di due settimane con un antibiotico orale ad ampio spettro come l'amoxicillina più acido clavulanico o una cefalosporina per colpire i comuni agenti patogeni respiratori. Pur avendo benefici sostanziali nel trattamento della PCD18, i macrolidi probabilmente dovrebbero essere evitati a questo scopo perché potrebbero alterare il CBF a causa di un effetto procinetico sul battere le ciglia19. Inoltre, indipendentemente dalla mancanza di prove in letteratura, gli antibiotici devono essere interrotti almeno 48 ore prima della spazzolatura e dell'analisi per evitare qualsiasi impatto sul CBF. Nessun impatto sostanziale degli antibiotici è stato osservato su CBF o CBP in esperimenti in cui campioni ottenuti mediante spazzolatura o biopsia sono stati coltivati in liquidi contenenti antibiotici 20,21,22.
Sebbene HSVMA sia considerata la tecnica più accurata e riproducibile in Europa, comporta il rischio di errore dell'operatore a causa della distorsione della selezione e dei problemi sopra menzionati15. Pertanto, diversi gruppi hanno recentemente sviluppato soluzioni software per automatizzare l'analisi da immagini digitali per superare questo problema 23,24,25. Poiché questa automazione è ancora in fase di sviluppo, gli autori utilizzano due operatori indipendenti ed esperti per analizzare manualmente CBF e CBP, ottenendo risultati eccellenti e affidabili.
I risultati rappresentativi di questo documento mostrano video clip di pazienti con una mutazione nel gene DNAH11. Le mutazioni in questo gene mostrano un'ultrastruttura normale e i pazienti con questa mutazione non possono quindi essere diagnosticati da TEM. La normale ultrastruttura delle ciglia dimostrata da TEM può essere osservata fino al 30% di tutti i casi di PCD6. Inoltre, nNO potrebbe essere normale con il fenotipo ipercinetico di questa mutazione (Video 5 e Video 6), rendendo HSVMA, insieme ai test genetici, l'unico strumento diagnostico affidabile 3,8. Inoltre, i pazienti pediatrici costituiscono l'obiettivo primario per la diagnostica PCD. In molti casi, i sintomi indicativi di PCD possono essere osservati nel periodo neonatale26, rendendo HSVMA una misura diagnostica rapida di prima linea preferibile ad altre alternative.
In uno studio nordamericano, nNO è stato esaminato e proposto come test di screening diagnostico di prima linea per PCD27. Sebbene la specificità e la sensibilità siano state segnalate come vicine a quelle di HSVMA (0,98/0,79), va notato che il paziente più giovane aveva 5,1 anni e l'età media era ancora molto più alta. Va anche detto che diversi sperimentatori hanno riportato valori normali di nNO associati a PCD15. Pertanto, mentre è ancora in corso un miglioramento delle attrezzature tecniche per eseguire nNO nei soggetti in età prescolare, HSVMA rimane l'unica diagnostica di prima linea affidabile per PCD e risultati normali escludono PCD con certezza quasi al 100% in tutte le fasce d'età.
Tuttavia, per diventare un esperto per la diagnosi di PCD utilizzando HSVMA, è necessaria un'elevata produttività di campioni normali e patologici, che richiede una formazione adeguata e attrezzature specialistiche. Questo dovrebbe essere obbligatorio e sarà gratificante per una clinica che si occupa di diagnostica e trattamento delle malattie polmonari rare. Per qualsiasi motivo, se l'elaborazione dei campioni costituisce un ostacolo, è possibile utilizzare invece un centro con personale specializzato nella diagnostica PCD utilizzando HSVMA. In questi casi, il medico curante può eseguire la spazzolatura e il campione può essere inviato al centro di diagnosi. In generale, i campioni devono essere analizzati il prima possibile dopo la spazzolatura. Tuttavia, nella nostra esperienza, se i campioni vengono elaborati correttamente (vedi fase di protocollo 1.2), le cellule epiteliali rimangono vitali e pronte per l'analisi per almeno 24 ore dopo la spazzolatura20,22. La maggior parte dei centri che eseguono HSVMA stessi di solito eseguono l'analisi entro 4 ore dal campionamento15. In ogni caso, e prima dell'analisi finale, i campioni devono essere riscaldati fino alla temperatura corporea per imitare le condizioni ottimali in vivo.
Come descritto in precedenza in questo documento, ci sono insidie nel processo diagnostico della PCD utilizzando HSVMA, specialmente con casi inconcludenti come quelli che sono stati descritti nella sezione dei risultati rappresentativi (Video 7 e Video 8). Per la diagnosi finale di PCD, sono disponibili linee guida che mostrano che a volte è necessaria una batteria di diverse misure diagnostiche 9,10,15 e, soprattutto, che non esiste un singolo test o una combinazione di test che diagnosticano la PCD con certezza al 100%. Tuttavia, ogni unità coinvolta nella diagnosi e nel trattamento della PCD dovrebbe essere incoraggiata a utilizzare HSVMA come strumento nella diagnostica di prima linea.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Desideriamo esprimere un ringraziamento speciale all'infermiera pediatrica Johanna Juvankoski per il suo eccellente aiuto con le spazzolature. Vorremmo anche esprimere una speciale gratitudine al professor Heymut Omran (University Clinic Münster, UKM) per aver concesso il permesso di utilizzare la figura schematica del normale movimento ciliare dal loro sito web. Infine, vorremmo ringraziare il signor Alan Brown BA (Hons), PGCE, per la correzione di bozze del manoscritto.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Amoxiciline-clavulanic acid | Orion Oyj | 40 mg/kg divided in 2 doses/day, for adults 875/125 mg 1 tablet x2/day | |
| Camera Software | Hamamatsu | HCI Image | |
| Cold pack | any | for preservation and transport | |
| Differential interference microscope | Carl Zeiss | Inverted, cell observer microscope | |
| Digitial High Speed Video Camera | Hamamatsu | Orca Flash 4.0, digital camera type C11440 | |
| Dulbecco´s Modified Eagle Medium | Thermo Fisher | 10565018 | basal cell culture medium |
| Eppendorf tube | Eppendorf | 30120086 | 1.5 mL tube |
| Glass-bottom microwell dish | MatTek | P35G-1.5-14-C | cuvette for microscopy |
| Heating Unit | Carl Zeiss/PeCon | 810-450001 | Carl Zeiss incubation elements with PeCon TempModule S1 temperature control |
| Interdental brush 0.6 mm | Doft | 872267 | Interdental brush on a long wire with a reusable handle and cap in zipbag |
| Objective | Carl Zeiss | 100x/1.46, α Plan-Apochromat DIC objective | |
| Small polystyrene box with lid | any | for transport |
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