Summary
Høyhastighets videomikroskopianalyse er en relativt enkel å utføre, rask, kostnadseffektiv, og i erfarne hender et betydelig pålitelig verktøy for førstelinjediagnostikk av primær ciliary dyskinesi, som skal være tilgjengelig i alle sentre som er involvert i diagnostikk og behandling av alvorlige lungesykdommer.
Abstract
Primær ciliary dyskinesi (PCD) er en medfødt lidelse overveiende arvet i et autosomalt resessivt trekk. Lidelsen forårsaker forstyrrelser i bevegelsen av cilia, noe som fører til alvorlig svekkelse av mucociliary clearance (MCC). Hvis udiagnostisert eller diagnostisert for sent, fører tilstanden til utvikling av bronkiektase og alvorlig skade på lungene i senere liv. De fleste metodene for å diagnostisere PCD er tidkrevende og krever omfattende økonomiske ressurser for å etablere dem. Høyhastighets videomikroskopianalyse (HSVMA) er det eneste diagnostiske verktøyet for å visualisere og analysere levende luftveisceller med å slå cilia in vitro. Det er raskt, kostnadseffektivt, og i erfarne hender, veldig pålitelig som et diagnostisk verktøy for PCD. I tillegg er klassiske diagnostiske tiltak som transmisjonselektronmikroskopi (TEM) ikke anvendelige for noen mutasjoner, da morfologiske endringer er fraværende.
Dette dokumentet beskriver prosessen med å samle respiratoriske epitelceller, videre forberedelse av prøven og prosessen med HSVMA. Vi beskriver også hvordan børstede celler med hell kan holdes uskadd og slå ved å holde dem i et nærende medium for lagring og transport til undersøkelsesstedet i tilfeller der en klinikk ikke har utstyr til å utføre HSVMA. Også vist er videoer med patologiske slagmønstre fra pasienter med en mutasjon i dynein arm tungt kjede 11 gen (DNAH11), som ikke kan diagnostiseres med TEM; resultatet av en inkonklusiv HSVMA på grunn av infeksjon i de øvre luftveiene, samt en mislykket børsting med overliggende røde blodlegemer. Med denne artikkelen vil vi oppfordre alle enheter som arbeider med lungepasienter og sjeldne lungesykdommer til å utføre HSVMA som en del av deres daglige rutinemessige diagnostikk for PCD eller sende prøvene over til et senter som spesialiserer seg på å utføre HSVMA.
Introduction
Primær ciliary dyskinesi (PCD) er en sjelden, arvelig genetisk lidelse, noe som forårsaker forstyrrelser i bevegelsen av å slå cilia. Hvis udiagnostisert, fører det til alvorlig lungeskade senere i livet på grunn av alvorlig svekkelse av MCC. Tidligere har utbredelsen blitt anslått å være i området 1:4,000 til 50,000. På grunn av stadig forbedring av diagnostikk og en økende bevissthet om tilstanden, tyder oppdateringer på utbredelsen av PCD på at det kan være mye mer vanlig og sannsynligvis i området 1:4,000 til 20,000 i stedet 1,2. Imidlertid er pasienter med PCD fortsatt underdiagnostisert eller diagnostisert for sent 1,3. Derfor bør spedbarn med enten medfødt situs inversus og / eller heterotaxy eller perinatal rhinorrhea, neonatal respiratorisk nød, en blokkert nese og fôringsvansker være mistenkte for PCD. I senere liv er kronisk otitis, tilbakevendende lungebetennelse, rhinosinusitt og en kronisk, typisk våt hoste på grunn av nedsatt MCC kjennetegnsymptomene til PCD, som i kombinasjon med bronkiektase og nedsatt lungefunksjon fortsetter inn i voksen alder2.
Pasienter som mistenkes for å ha PCD kan diagnostiseres ved hjelp av ulike diagnostiske verktøy. TEM har tidligere vært ansett som gullstandarden for førstelinjediagnostikk. Opptil 30% av PCD-tilfeller viser imidlertid ikke unormal ultrastruktur 1,3,4,5,6, og krever en annen diagnostisk tilnærming. Derfor antyder et økende antall sentre og retningslinjene til European Respiratory Society (ERS) en kombinasjon av nese nitrogenoksid (nNO) og HSVMA som førstelinjediagnostikk 1,7,9,10. HSVMA og nNO er også de mest kostnadseffektive alternativene for å identifisere en pasient med PCD11. Men selv om genetisk testing var inkludert i diagnostikken, må det huskes at det for øyeblikket ikke er noen frittstående test eller kombinasjon av tester som kan utelukke PCD med 100% sikkerhet 8,9,10.
Av de tilgjengelige diagnostiske alternativene er HSVMA den eneste testen som fokuserer på levende, cilia-belagte luftveisceller og evaluerer ciliary beat mønster (CBP) og ciliary beat frequency (CBF). I motsetning til TEM er resultatene av HSVMA tilgjengelige raskt, vanligvis på testdagen, mens resultatene av TEM kan komme måneder etter at prøven er tatt. HSVMA kan søkes for alle aldersgrupper, mens nNO krever høy grad av etterlevelse; forsøk på å bruke den under 5 år er vanligvis mislykket10. I erfarne hender har HSVMA utmerket følsomhet og spesifisitet for å diagnostisere PCD på henholdsvis 100% og 96%, henholdsvis12.
Dette dokumentet beskriver den trinnvise prosedyren for å utføre HSVMA, inkludert høsting av cilia-belagte respiratoriske celler fra nesens dårligere turbinat, bevaring av høstede celler i et celle-nærende medium for transport til undersøkelsesstedet, og prosessen med mikroskopisk videoanalyse for å bestemme CBF og CBP. I tillegg vises noen videoklipp fra pasienter, og sammenligner normale CBPer og CBFer med unormal cilia-funksjon (Video 3, Video 4, Video 5, Video 6, Video 7 og Video 8).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Etikkerklæring:
Denne studien ble godkjent av den lokale etikkkomiteen (69/2017) og ble gjennomført i samsvar med Helsinkideklarasjonen.
1. Innsamling og transport av respiratoriske epitelceller
- Børsting
- Før børsting, administrer et to ukers kurs av oral amoksicillin-clavulanic acid til pasienten for å utrydde biofilmer som forstyrrer cilia-funksjonen. Forsikre deg om at antibiotikaen avsluttes 2 dager før prosedyren.
- For å redusere et overlegg av slimete materiale på de børstede epitelcellestrimlene, be pasienten om å blåse nesen grundig. Be foreldre hjelpe sine små barn med å blåse nesen.
- For børsting, bruk en interdental børste på 0,6 mm størrelse (se materialtabellen). Hold pasientens hode festet med den ene hånden, og med den andre hånden, pensle det dårligere turbinatet til begge neseborene for å samle tilstrekkelige epitelcellestrimler.
MERK: En liten motstand oppleves vanligvis når du setter inn interdentalbørsten dypt under det dårligere turbinatet. Nesebørste utføres ved rask sving og plukking i ca. 2 s. Lengre og intens børsting kan ellers føre til alvorlig epitelskade og påfølgende epistaxis. - Hvis bronkoskopi er planlagt av andre grunner enn mistenkt PCD, samle prøver under bronkoskopi ved å pusse carina eller bronkial epitel eller ved biopsi13.
- Slipp de høstede cellestrimlene i et 1,5 ml mikrosenterrør som inneholder det celle-nærende Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM).
MERK: Epitelcellestrimler slipper vanligvis børsten lettere ved å kaste og vri børsten mot rørveggen. - Lukk lokket på mikrosenterrøret og hold røret mot en lyskilde. Rist røret for å oppdage høstede cellestrimler og konglomerater.
- Transport av prøven
- Plasser mikrocentrifugerørene i en tett lukket polystyrenboks og sørg for at lokket på rørene er ordentlig lukket og rørene er festet inne i esken.
- Legg til en kald pakke; Unngå imidlertid å fryse prøven.
MERK: Den optimale temperaturen for å bevare prøven før undersøkelse er ca. 4-8 °C. - Kontroller at de bevarte prøvene analyseres i løpet av de neste 24 timer.
MERK: I disse eksperimentene var gjennomsnittstiden mellom børsting og HSVMA 3 timer.
2. Høyhastighets videomikroskopianalyse (HSVMA)
- Videomikroskopi av prøvene
- Etter å ha mottatt mikrocentrifugerørene som inneholder prøvene, varm dem opp til 37 °C for å etterligne et optimalt, in vivo-lignende miljø.
- Hvis mikroskopet er utstyrt med en varmeenhet, plasser rørene under hetten og varm dem opp der. Alternativt kan du bruke en inkubator for å varme opp prøvene.
- Start kameraet og programvaren til videoenheten på PCen.
- Bruk en pipette, ta en liten mengde av prøven og legg to dråper i en cuvette eller glassbunnsfat (se materialbordet). Dekk cuvette eller tallerken med et lokk og legg det under mikroskopet.
- For evaluering av prøvene, bruk et differensialinterferensmikroskop utstyrt med en kaldlyskilde og et videokamera som kan ta opp med høy hastighet (minst 200 bilder / s). Bruk en olje nedsenkningslinse med en 100x forstørrelse og legg en dråpe nedsenkningsolje på overflaten av optikken.
MERK: Mikroskoper med en linse som nærmer seg nedenfra anbefales. - Nærmer deg bunnen av parabolen med mikroskoplinsen og søk etter celleklynger uten røde blodlegemer og med lavt sliminnhold. Etter å ha funnet en representativ interesseregion (ROI), fokuser på en bestemt gruppe å slå cilia med de største cilia-bevegelsene og spille inn en videosekvens. Registrer celler med slående cilia sidelengs og ovenfra. Deretter søker du etter en annen representativ klynge av celler og gjentar innspillingen.
MERK: Cilia-belagte celler må undersøkes under en 1000x forstørrelse, og slå cilia bør tas opp med et digitalt høyhastighetsvideokamera (DHSV) satt på en bildefrekvens på 200 /s eller mer (256/s i denne protokollen). Fordi dataene hentet fra de innspilte videoklippene krever mye plass på harddisken, anbefales en ekstern SSD-harddisk.
- Analyse av videosekvenser
- For å bestemme CBF og CBP, spill videoklippene tilbake ramme for ramme.
- For å bestemme CBF, sett bildefrekvensen i sakte film med 15 bilder/s og tell 10 påfølgende slag.
- Registrer antall rammer som passerer i løpet av en enkelt syklus på 10 slag, og sett inn resultatet i Eq (1). Bestem frekvensen ved å beregne gjennomsnittet av alle registrerte cilia beat sykluser og sammenligne resultatet med referanseverdiene for alder (se tabell 1)14.
(1)
Der X er antall rammer som passerer i løpet av en syklus på 10 slag. - For å evaluere CBP, se om bevegelsen av den bankende cilia er i full rekkevidde (se figur 1) og synkronisert. Be to uavhengige operatører evaluere CBP for å forhindre utvalgsbias.
- Rapporter resultatene av HSVMA-analysen slik at den enten er kompatibel, usannsynlig eller inkonklusiv med PCD.
(1)Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Video 1 og Video 2 viser en normal kontroll der CBF og CBP er i normalområdet (se figur 1). Video 3, Video 4, Video 5 og Video 6 representerer to tilfeller av PCD-pasienter med homozygot mutasjon i DNAH11-genet (ca. 2341G > A; s. Glu781Lys)3. Disse representative videoene ble valgt fordi fenotyper av mutasjoner i DNAH11-genet er bemerkelsesverdige fordi de ikke kan diagnostiseres av TEM på grunn av fraværet av morfologiske endringer 3,4,5.
Video 3 viser det klassiske stive, minimalt bevegelige mønsteret av ciliary beat kompatibel med PCD. Det normale mønsteret for hele spekteret som vises i Video 1 og Video 2 , er fraværende (se figur 1). Video 4 viser en sekvens av samme pasient (video 3), men innspilt ovenfra. Video 5 og Video 6 viser en hyperkinetisk, ineffektiv fenotype av å slå cilia også kompatibel med PCD hos pasienter som bærer en mutasjon i DNAH11-genet . CBF var så høy at det ikke kunne bestemmes. Video 6 er fra samme pasient (video 5), men innspilt ovenfra. CBP er unormal og viser ikke full rekkevidde bevegelse av sunn cilia (se figur 1, video 1 og video 2).
Video 7 og Video 8 viser en patologisk CBF og CBP sidelengs (Video 7) og ovenfra (Video 8) fra en pasient som har lidd av tilbakevendende infeksjoner i øvre luftveier; PCD kan imidlertid ikke opprettes. Ved 10 Hz forblir CBF litt under det normale området for alder (se tabell 1), og CBP er unormal sammenlignet med den normale CBP for kontrollvideosekvensen (Video 1, Video 2 og Figur 1), som viser en roterende ciliary bevegelse. Saken er inkonklusiv, og ytterligere diagnostiske tiltak, inkludert nNO, TEM og genetisk testing, må vurderes, selv om det kliniske bildet av pasienten er antydende for PCD.
Hvis pusseprosedyren utføres grundig, kan neseepitelet bli skadet, og epistaxis kan oppstå. Hvis for mange blodceller er i prøven, kan HSVMA-analyse ikke utføres fordi ciliated epitelceller er dekket med et belegg av røde blodlegemer, som det fremgår av video 9.
Figur 1: Normalt ciliary slag. Ciliary slag av et sunt individ som viser hele spekteret av en normal fremover- og utvinning slag. Det effektive slaget (mørkeblå) beveger seg fra venstre til høyre på en whiplash måte. Restitusjonsslaget (lyseblå) flytter ciliaen tilbake fra høyre til venstre inn i startposisjonen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Video 1: Normal cilia bevegelse av en pasient uten PCD, sett sidelengs. Forkortelse: PCD = Primær Ciliary Dyskinesia. Klikk her for å laste ned denne videoen.
Video 2: Normal cilia bevegelse av en pasient uten PCD, ovenfra. Forkortelse: PCD = Primær Ciliary Dyskinesia. Klikk her for å laste ned denne videoen.
Video 3: Videosekvens sidelengs av en PCD-pasient med en mutasjon i DNAH11-genet (ca. 2341G > A s. Glu781Lys)3, som viser stiv, nesten umotimilert cilia. Forkortelser: PCD = Primær Ciliary Dyskinesia; DNAH11 = dyneinarm tungt kjede 11 gen. Klikk her for å laste ned denne videoen.
Video 4: Videosekvens fra samme PCD-pasient (video 3) som er tatt opp ovenfra. Forkortelse: PCD = Primær Ciliary Dyskinesia. Klikk her for å laste ned denne videoen.
Video 5: Videosekvens sidelengs av en PCD-pasient som viser et helt annet, hyperkinetisk, men ineffektivt mønster for å slå cilia. Pasienten var medlem av samme familie og med samme mutasjon som pasienten i video 3 og video 4. Forkortelse: PCD = Primær Ciliary Dyskinesia. Klikk her for å laste ned denne videoen.
Video 6: Videosekvens fra samme PCD-pasient (video 5), tatt opp ovenfra. Forkortelse: PCD = Primær Ciliary Dyskinesia. Klikk her for å laste ned denne videoen.
Video 7: Videosekvens av unormal, ukoordinert og langsom cilia-bevegelse hos en PCD-pasient som lider av tilbakevendende infeksjon i øvre luftveier. Forkortelse: PCD = Primær Ciliary Dyskinesia. Klikk her for å laste ned denne videoen.
Video 8: Videosekvens fra samme PCD-pasient (video 7) ovenfra. Forkortelse: PCD = Primær Ciliary Dyskinesia. Klikk her for å laste ned denne videoen.
Video 9: Videosekvens av et eksemplar, som ikke kunne analyseres på grunn av uforsiktig børsting, noe som førte til epistaxis og overliggende røde blodlegemer. Klikk her for å laste ned denne videoen.
| Ciliary beat-frekvens (Hz)* | ||||
| Alder (år) | Bety | SD | 5., 95. | Dyskinetisk slående kanter (%) † |
| 0-6 | 12.9 | 2.3 | 10.0, 18.1 | 10.4 (0.0, 36.8) |
| 7-12 | 12.9 | 1.4 | 10.9, 15.0 | 9.1 (0.0, 40.3) |
| 13-18 | 12.6 | 1.7 | 10.9, 15.3 | 24.8 (0.0, 56.9) |
| ≥19 | 11.5 | 2.8 | 7.7, 15.5 | 5.8 (0.0, 24.3) |
| *Gjennomsnittlig ciliary beat-frekvens, standardavvik (SD) og 5. og 95. | ||||
| †Mean (5., 95. persentiler) prosentandel av kanter som viser områder med ciliary dyskinesi | ||||
Tabell 1: Normale rytmefrekvenser. Normal, aldersrelatert, ciliary beat frekvens. Denne tabellen ble endret fra Chilvers et al.14. *Gjennomsnittlig ciliary beat frekvens, SD, og 5og 95th persentiler. †Mean (5., 95. persentiler) prosentandel av kanter som viser områder med ciliary dyskinesi. Forkortelse: SD = standardavvik.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Her beskrives og diskuteres diagnostisk prosess for PCD ved hjelp av HSVMA i lys av førstelinjediagnostikk. Til tross for at det er relativt enkelt å etablere, kostnadseffektiv11 og en pålitelig metode i erfarne hender12, er HSVMA ikke et diagnostisk tiltak uten fallgruver. Unormal CBF og CBP kan skyldes sekundær infeksjon, noe som fører til betennelse i bronko-respiratorisk epithelia15, og av samme grunn kan røyking individer ha unormale beatfrekvenser 16,17. I tillegg bør cystisk fibrose utelukkes før diagnosen PCD etableres. Før analysen av en pasientprøve anses å være kompatibel med PCD, bør unormale resultater bekreftes med to uavhengig innsamlede prøver, som krever nye børstinger og en reanalysering av CBF og CBP. Dette kan være utfordrende, spesielt med barn. Derfor anbefaler noen etterforskere å dyrke epitelceller hentet fra den første pusseøkten for å unngå gjentatte børstinger 9,15.
Selv om bronkoskopi ikke er det foretrukne valget for diagnostisering av PCD, hvis det utføres av andre grunner enn PCD, kan prøver alternativt oppnås under anestesi ved å pusse bronkial epitelet eller ta en biopsi13. Sekundær infeksjon kan endre ciliary bevegelse og beat frekvens. For å redusere disse uønskede effektene, anbefales det å administrere et to-ukers kurs med et bredspektret oralt antibiotika som amoksicillin pluss clavulanic acid eller en cephalosporin for å målrette vanlige respiratoriske patogener. Til tross for å ha betydelige fordeler i behandlingen av PCD18, bør makrolider sannsynligvis unngås for dette formålet fordi de kan endre CBF på grunn av en prokinetisk effekt på å slå cilia19. Videre, uavhengig av mangel på bevis i litteraturen, bør antibiotika stoppes minst 48 timer før børsting og analyse for å unngå innvirkning på CBF. Ingen vesentlig innvirkning av antibiotika kunne observeres på CBF eller CBP i eksperimenter der prøver oppnådd ved børsting eller biopsi ble dyrket i væsker som inneholder antibiotika 20,21,22.
Selv om HSVMA regnes som den mest nøyaktige og reproduserbare teknikken i Europa, bærer den risikoen for operatørfeil på grunn av utvalgsbias og problemene nevnt ovenfor15. Derfor har flere grupper nylig utviklet programvareløsninger for å automatisere analyse fra digitale bilder for å overvinne dette problemet 23,24,25. Fordi denne automatiseringen fortsatt er under utvikling, bruker forfatterne to uavhengige, ekspertoperatører for å analysere CBF og CBP manuelt, og oppnå gode og pålitelige resultater.
De representative resultatene av dette dokumentet viser videoklipp fra pasienter med mutasjon i DNAH11-genet. Mutasjoner i dette genet viser en normal ultrastruktur, og pasienter med denne mutasjonen kan derfor ikke diagnostiseres av TEM. Den normale ultrastruktur av cilia demonstrert av TEM kan sees i opptil 30% av alle PCD tilfeller6. I tillegg kan nNO være normalt med den hyperkinetiske fenotypen til denne mutasjonen (Video 5 og Video 6), noe som gjør HSVMA, sammen med genetisk testing, det eneste pålitelige diagnostiske verktøyet 3,8. I tillegg utgjør pediatriske pasienter det primære målet for PCD-diagnostikk. I mange tilfeller kan symptomer som tyder på PCD observeres i nyfødtperioden26, noe som gjør HSVMA til et raskt, førstelinje diagnostisk tiltak som foretrekkes fremfor andre alternativer.
I en nordamerikansk studie har nNO blitt undersøkt og foreslått som en førstelinje diagnostisk screeningtest for PCD27. Selv om spesifisitet og sensitivitet ble rapportert å være nær HSVMA (0,98/0,79), må det bemerkes at den yngste pasienten var 5,1 år gammel, og gjennomsnittsalderen var enda mye høyere. Det må også nevnes at flere etterforskere har rapportert normale nNO-verdier knyttet til PCD15. Derfor, mens en forbedring i det tekniske utstyret for å utføre nNO i førskolealderspersoner fortsatt pågår, er HSVMA fortsatt den eneste pålitelige førstelinjediagnosen for PCD, og normale resultater utelukker PCD med nesten 100% sikkerhet i alle aldersgrupper.
For å bli ekspert på diagnostisering av PCD ved hjelp av HSVMA, er det imidlertid nødvendig med høy gjennomstrømning av normale og patologiske prøver, noe som krever riktig opplæring og spesialutstyr. Dette bør være obligatorisk og vil være givende for en klinikk som arbeider med diagnostikk og behandling av sjeldne lungesykdommer. Av en eller annen grunn, hvis behandlingen av prøvene utgjør et hinder, kan et senter med spesialisert personell i PCD-diagnostikk ved hjelp av HSVMA brukes i stedet. I slike tilfeller kan behandlende lege utføre børstingen, og prøven kan sendes over til diagnostiseringssenteret. Generelt bør prøvene analyseres så snart som mulig etter børsting. Men etter vår erfaring, hvis prøvene behandles riktig (se protokolltrinn 1.2), forblir epitelceller vitale og klare for analyse i minst 24 timer etter børsting20,22. De fleste sentre som utfører HSVMA selv utfører vanligvis analysen innen 4 timer etter prøvetaking15. I alle fall, og før endelig analyse, bør prøvene varmes opp til kroppstemperatur for å etterligne optimale, in vivo forhold.
Som beskrevet tidligere i dette dokumentet, er det fallgruver i diagnostisk prosess for PCD ved hjelp av HSVMA, spesielt med inkonklusive tilfeller som de som er beskrevet i avsnittet om representative resultater (Video 7 og Video 8). For den endelige diagnosen PCD er det tilgjengelige retningslinjer som viser at noen ganger er et batteri med forskjellige diagnostiske tiltak nødvendig 9,10,15, og viktigst av alt, at det ikke er noen enkelt test eller kombinasjon av tester som diagnostiserer PCD med 100% sikkerhet. Likevel bør hver enhet som er involvert i diagnostisering og behandling av PCD oppfordres til å bruke HSVMA som et verktøy i førstelinjediagnostikk.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Vi ønsker å uttrykke spesiell takk til barnesykepleier mrs. Johanna Juvankoski for hennes utmerkede hjelp med børstingene. Vi vil også uttrykke spesiell takknemlighet til professor Heymut Omran (Universitetsklinikken Münster, UKM) for å gi tillatelse til å bruke den skjematiske figuren av normal ciliary bevegelse fra deres hjemmeside. Til slutt vil vi takke Mr. Alan Brown BA (Hons), PGCE, for korrekturlesing av manuskriptet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Amoxiciline-clavulanic acid | Orion Oyj | 40 mg/kg divided in 2 doses/day, for adults 875/125 mg 1 tablet x2/day | |
| Camera Software | Hamamatsu | HCI Image | |
| Cold pack | any | for preservation and transport | |
| Differential interference microscope | Carl Zeiss | Inverted, cell observer microscope | |
| Digitial High Speed Video Camera | Hamamatsu | Orca Flash 4.0, digital camera type C11440 | |
| Dulbecco´s Modified Eagle Medium | Thermo Fisher | 10565018 | basal cell culture medium |
| Eppendorf tube | Eppendorf | 30120086 | 1.5 mL tube |
| Glass-bottom microwell dish | MatTek | P35G-1.5-14-C | cuvette for microscopy |
| Heating Unit | Carl Zeiss/PeCon | 810-450001 | Carl Zeiss incubation elements with PeCon TempModule S1 temperature control |
| Interdental brush 0.6 mm | Doft | 872267 | Interdental brush on a long wire with a reusable handle and cap in zipbag |
| Objective | Carl Zeiss | 100x/1.46, α Plan-Apochromat DIC objective | |
| Small polystyrene box with lid | any | for transport |
References
- Werner, C., Onnebrink, J. G., Omran, H. Diagnosis and management of primary ciliary dyskinesia. Cilia. 4 (1), 2 (2015).
- Mirra, V., Werner, C., Santamaria, F. Primary ciliary dyskinesia: An update on clinical aspects, genetics, diagnosis and future treatment strategies. Frontiers in Pediatrics. 5, 135 (2017).
- Schultz, R., Elenius, V., Lukkarinen, H., Saarela, T. Two novel mutations in the DNAH11 gene in primary ciliary dyskinesia (CILD7) with considerable variety in the clinical and beating cilia phenotype. BMC Medical Genetics. 21 (1), 237 (2020).
- Knowles, M. R., et al. Mutations of DNAH11 in patients with primary ciliary dyskinesia with normal ciliary ultrastructure. Thorax. 67 (5), 433-441 (2012).
- Boon, M., et al. Primary ciliary dyskinesia: critical evaluation of clinical symptoms and diagnosis in patients with normal and abnormal ultrastructure. Orphanet Journal of Rare Diseases. 9, 11 (2014).
- Kouis, P., et al. Prevalence of primary ciliary dyskinesia in consecutive referrals of suspected cases and the transmission electron microscopy detection rate: a systematic review and meta-analysis. Pediatric Research. 81 (3), 398-405 (2017).
- Marthin, J. K., Nielsen, K. G. Choice of nasal nitric oxide technique as first-line test for primary ciliary dyskinesia. European Respiratory Journal. 37 (3), 559-565 (2011).
- Jackson, C. L., Behan, L., Collins, S. A. Accuracy of diagnostic testing in primary ciliary dyskinesia. European Respiratory Journal. 47 (3), 837-848 (2016).
- Lucas, J. S., et al. European Respiratory Society guidelines for the diagnosis of primary ciliary dyskinesia. European Respiratory Journal. 49 (1), 1601090 (2017).
- Shoemark, A., Dell, S., Shapiro, A., Lucas, J. S. ERS and ATS diagnostic guidelines for primary ciliary dyskinesia: similarities and differences in approach to diagnosis. European Respiratory Journal. 54 (3), 1901066 (2019).
- Kouis, P. Cost-effectiveness analysis of three algorithms for diagnosing primary ciliary dyskinesia: a simulation study. Orphanet Journal of Rare Diseases. 14 (1), 142 (2019).
- Rubbo, B., et al. Accuracy of high-speed video analysis to diagnose primary ciliary dyskinesia. Chest. 155 (5), 1008-1017 (2019).
- Friedman, N. R., Pachigolla, R., Deskin, R. W., Hawkins, H. K. Optimal technique to diagnose primary ciliary dyskinesia. The Laryngoscope. 110 (9), 1548-1551 (2000).
- Chilvers, M. A., Rutman, A., O´Callaghan, C. Functional analysis of cilia and ciliated epithelial ultrastructure in healthy children and young adults. Thorax. 58 (4), 333-338 (2003).
- Lucas, J. S., Paff, T., Goggin, P., Haarman, E. Diagnostic methods in primary ciliary dyskinesia. Paediatric Respiratory Reviews. 18, 8-17 (2016).
- Ballenger, J. J. Experimental effect of cigarette smoke on human respiratory cilia. New England Journal of Medicine. 263, 832-835 (1960).
- Stanley, P. J., Wilson, R., Greenstone, M. A., Mac William, L., Cole, P. J. Effect of cigarette smoking on nasal mucociliary clearance and ciliary beat frequency. Thorax. 41 (7), 519-523 (1986).
- Kobbernagel, H. E., et al. Efficacy and safety of azithromycin maintenance therapy in primary cilia dyskinesia (BESTCILIA): a multicentre, double-blind, randomised, placebo-controlled phase 3 trial. Lancet Respiratory Medicine. 8 (5), 493-505 (2020).
- Takeyama, K., Tamaoki, J., Chiyotani, A., Tagaya, E., Konno, K. Effect of macrolide antibiotics on ciliary motility in rabbit airway epithelium in-vitro. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 45 (8), 756-758 (1993).
- Toskala, E., Haataja, J., Shirasaki, H., Rautliainen, M. Culture of cells harvested with nasal brushing: a method for evaluating ciliary function. Rhinology. 43 (2), 121-124 (2005).
- Pifferi, M., et al. Simplified cell culture method for the diagnosis of atypical primary ciliary dyskinesia. Thorax. 64 (12), 1077-1081 (2009).
- Hirst, R. A., et al. Culture of primary ciliary dyskinesia epithelial cells at air liquid interface can alter ciliary phenotype but remains a robust and informative, diagnostic aid. PLoS One. 9 (2), 89675 (2014).
- Papon, J. F., et al. Quantitative analysis of ciliary beating in primary ciliary dyskinesia: a pilot study. Orphanet Journal of Rare Diseases. 7 (10), 78 (2012).
- Smith, C. M., et al. Cilia FA: a research tool for automated, high-throughput measurement of ciliary beat frequency using freely available software. Cilia. 1 (8), 14 (2012).
- Sampaio, P., et al. Ciliar Move: new software for evaluating ciliary beat frequency helps find novel mutations by a Portuguese multidisciplinary team on primary ciliary dyskinesia. European Respiratory Journal Open Research. 7 (1), 00792 (2021).
- Mullowney, T., et al. Primary ciliary dyskinesia and neonatal respiratory distress. Pediatrics. 134 (6), 1160-1166 (2014).
- Leigh, M. W., et al. Standardizing nasal nitric oxide measurement as a test for primary ciliary dyskinesia. Annals of the American Thoracic Society. 10 (6), 574-581 (2013).
