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Neuroscience

Administration de médicaments par pompe osmotique pour la recherche sur la remyélinisation in vivo sur le système nerveux central

Published: December 17, 2021 doi: 10.3791/63343
Automatic Translation
1, 1,2, 1,3, 1
1Department of Histology and Embryology, Chongqing Key Laboratory of Neurobiology, Brain, and Intelligence Research Key Laboratory of Chongqing Education Commission, Third Military Medical University, 2Research Centre, The Seventh Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 3School of Medicine, Chongqing University

Summary

La démyélinisation a lieu dans de multiples maladies du système nerveux central. Une technique fiable d’administration de médicaments in vivo est nécessaire pour remyéliniser les tests de dépistage de médicaments. Ce protocole décrit une méthode osmotique à base de pompe qui permet l’administration de médicaments à long terme directement dans le parenchyme cérébral et améliore la biodisponibilité du médicament, avec une large application dans la recherche sur la remyélinisation.

Abstract

La démyélinisation a été identifiée non seulement dans la sclérose en plaques (SEP), mais aussi dans d’autres maladies du système nerveux central telles que la maladie d’Alzheimer et l’autisme. Comme les preuves suggèrent que la remyélinisation peut améliorer efficacement les symptômes de la maladie, l’accent est de plus en plus mis sur le développement de médicaments pour promouvoir le processus de régénération de la myéline. Ainsi, une technique d’administration de médicaments sélectionnable par région et fiable est nécessaire pour tester l’efficacité et la spécificité de ces médicaments in vivo. Ce protocole introduit l’implant de pompe osmotique comme nouvelle approche d’administration de médicaments dans le modèle murin de démyélinisation induite par la lysolécithine. La pompe osmotique est un petit dispositif implantable qui peut contourner la barrière hémato-encéphalique (BHE) et administrer des médicaments régulièrement et directement à des zones spécifiques du cerveau de la souris. Il peut également améliorer efficacement la biodisponibilité de médicaments tels que les peptides et les protéines avec une courte demi-vie. Par conséquent, cette méthode est d’une grande valeur pour le domaine de la recherche sur la régénération de la myéline du système nerveux central.

Introduction

La pompe osmotique est un petit dispositif implantable libérant des solutions. Il peut être utilisé pour l’administration systémique lorsqu’il est implanté par voie sous-cutanée ou dans la cavité abdominale. La surface de la pompe osmotique est une membrane semi-perméable et sa face interne est une couche perméable. La pompe osmotique fonctionne en utilisant la différence de pression osmotique entre la couche osmotique et l’environnement tissulaire où la pompe est implantée. L’osmolalité élevée de la couche osmotique fait que l’eau dans le tissu s’écoule dans la couche osmotique à travers la membrane semi-perméable à la surface de la pompe. La couche osmotique dilate et comprime le réservoir flexible à l’intérieur de la pompe, déplaçant ainsi la solution du réservoir flexible à un certain rythme pendant une longue durée1. La pompe a trois volumes de réservoir différents, 100 μL, 200 μL et 2 mL, avec des débits variant de 0,11 μL / h à 10 μL / h. Selon le type de pompe sélectionné, l’appareil peut fonctionner de 1 jour à 6 semaines2. Dans ce protocole, une pompe osmotique de 100 μL avec un taux de transfert de 0,25 μL/h pouvant fonctionner pendant 14 jours est utilisée.

Dans les années 1970, la pompe osmotique avait été utilisée dans la recherche en neurosciences 3,4. Par exemple, Wei et al. ont adopté l’approche de la pompe osmotique pour injecter des peptides opioïdes dans le ventricule dans une étude sur la toxicomanie3. Après une amélioration continue, la pompe osmotique a maintenant été utilisée dans l’étude de l’administration contrôlée de milliers de médicaments, y compris les peptides, les facteurs de croissance, les médicaments addictifs, les hormones, les stéroïdes, les anticorps, etc. En outre, avec des cathéters spéciaux (kits de perfusion cérébrale) attachés, il peut être utilisé pour une perfusion ciblée à des tissus ou organes spécifiques, y compris la moelle épinière, le cerveau, la rate et le foie 5,6,7.

Dans l’étude de la remyélinisation, il a été démontré que de nombreux médicaments favorisent la régénération de la myéline in vitro, mais la plupart d’entre eux n’ont pas obtenu d’effets significatifs in vivo, peut-être en raison de l’absence d’une méthode d’administration appropriée. Les méthodes d’administration traditionnelles telles que l’injection intrapéritonéale, l’injection sous-cutanée et l’administration intragastrique ont des limites dans la biodisponibilité des médicaments. En outre, certains médicaments ont une faible perméabilité de la barrière hémato-encéphalique, ce qui compromet leur accès au parenchyme cérébral. Ensemble, ces limitations exigent une nouvelle méthode de livraison efficace. En combinaison avec les kits de perfusion cérébrale, les pompes osmotiques peuvent contourner la barrière hémato-encéphalique et administrer des médicaments directement au corps calleux, ce qui améliore efficacement la biodisponibilité des médicaments, en particulier pour certains médicaments polypeptidiques et protéiques à courte demi-vie. Par conséquent, la pompe osmotique en tant que nouvelle technique d’administration de médicaments est d’une grande valeur pour le domaine de la recherche sur la régénération de la myéline du système nerveux central. L’application de cette technique sera présentée en détail ci-dessous.

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Protocol

Toutes les procédures animales ont été menées selon des directives et des protocoles institutionnels approuvés par le comité de bien-être animal et d’éthique de la troisième université médicale militaire.

1. Établissement du modèle murin de démyélinisation induite par la lysolécithine

  1. Préparer une solution de lysolécithine à 1 % (également appelée L-α-Lysophosphatidylcholine) avec du PBS stérile.
  2. Stériliser les ciseaux, les pinces, l’hémostat incurvé et d’autres instruments chirurgicaux par stérilisation autoclave. Stériliser la zone chirurgicale et déposer des feuilles stériles. Tous les matériaux et réactifs utilisés pour la chirurgie doivent être préparés de manière aseptique. Il est important de garder la zone chirurgicale stérile tout au long de la procédure.
  3. Anesthésiez une souris C57BL6 postnatale jour 56 (P56) comme suit.
    1. Placez la souris dans la chambre d’isoflurane de l’appareil d’anesthésie pour petits animaux. Ajuster le débitd’O2 à 300-500 mL/min et l’isoflurane à 3%-4%. Après une anesthésie suffisante, lorsque la souris devient immobile avec une respiration lente et stable, transférez la souris à l’appareil stéréotaxique avec un coussin chauffant.
    2. Basculez la sortie de gaz de la chambre vers le masque d’anesthésie et ajustez l’isoflurane à 1% - 1,5% pour maintenir la souris dans l’état d’anesthésie. Attendez que la souris soit complètement anesthésiée, injectez du kétoprofène (3 à 5 mg / kg) par voie intrapéritonéale pour soulager la douleur. Avant l’opération, pincez les orteils de la souris et vérifiez sa réaction pour confirmer la réussite de l’anesthésie8.
    3. Lorsque la souris est anesthésiée, elle ne peut pas réguler sa température corporelle. Par conséquent, surveillez et régulez la température corporelle de la souris pendant la chirurgie. Pour garder les globes oculaires de la souris humides sous anesthésie, couvrez la surface des globes oculaires avec une pommade pour les yeux à l’érythromycine.
  4. Fixez la tête de la souris dans l’appareil stéréotaxique avec une barre dentaire et des barres d’oreille. (Figure 1A).
  5. Utilisez un rasoir pour enlever les poils du haut de la tête. Désinfectez la peau de la tête avec trois cycles de bétadine et 75% d’éthanol. Pour des raisons éthiques, couvrez le corps de l’animal à l’exception du site de la chirurgie. À l’aide d’un scalpel, faites une incision mi-sagittale de 1 cm de long de la peau de la base du cou jusqu’entre les yeux pour exposer le crâne (Figure 1B).
  6. Essuyez doucement la surface du crâne avec un coton-tige stérile contenant 30 % de peroxyde d’hydrogène pour visualiser les sutures crâniennes (Figure 1C). Ajustez la hauteur de la barre dentaire et des barres auriculaires pour placer le point lambda et le point bregma à la même hauteur (c.-à-d. avec les mêmes coordonnées de l’axe Z lorsque la pointe de l’aiguille touche les points), de sorte que la suture sagittale soit horizontale.
  7. Placez doucement l’extrémité de l’aiguille de la seringue en microlitre (10 μL, 33 G) au point bregma et réinitialisez les coordonnées x, y et z à 0 (Figure 1D). Déplacez la seringue vers le site d’injection (x : 1,04 ; y : 1,0, c’est-à-dire 1,04 mm latéralement vers la ligne médiane et 1,0 mm postérieure vers le point bregma) en fonction de l’invite de la lecture numérique (Figure 1E).
  8. Percer lentement un petit trou de bavure à travers le crâne au site d’injection sans pénétrer dans la dure-mère à l’aide d’une aiguille de seringue de 1 mL (26 G, 0,45 mm) (figure 1F). Insérez lentement l’aiguille de la seringue microlitre dans le tissu cérébral à travers le trou jusqu’à ce qu’une certaine profondeur soit atteinte (z = -1,62 mm pour la plupart des souris P56) (Figure 1G).
    REMARQUE: Empiriquement, la profondeur d’insertion de -1,62 mm permet à la pointe de l’aiguille d’atteindre le milieu du corps calleux de la plupart des souris P56 afin que la lysolécithine puisse être directement délivrée dans le corps calleux pour induire la démyélinisation.
  9. Injecter 1,5 μL de lysolécithine à 1 % à une vitesse de 0,3 μL/min. Après l’injection, attendez 5 minutes avant de retirer lentement la seringue en microlitre pour éviter la fuite de liquide le long du chemin de l’aiguille d’injection.
  10. Coudre la peau avec 5-0 sutures chirurgicales (Figure 1H).
  11. Placez la souris sur un coussin chauffant pour éviter une chute de la température corporelle. Administrer une injection sous-cutanée de 5 mg/kg de carprofène toutes les 24 h pour soulager la douleur. Appliquez une pommade à l’érythromycine sur l’incision tous les jours pour vous assurer que la plaie guérit correctement. Placez la souris qui a subi une intervention chirurgicale dans une cage seule et nourrissez-la avec de la nourriture humide jusqu’à ce qu’elle soit complètement rétablie. Surveillez la souris quotidiennement après l’opération.

Figure 1
Figure 1: Établissement du modèle murin de démyélinisation induite par la lysolécithine. (A) Fixer la souris dans l’appareil stéréotaxique. (B) Ouvrez une incision mi-sagittale de 1 cm pour exposer le crâne. (C) Visualiser les sutures crâniennes. (D) Réinitialisez les coordonnées x, y et z à 0 sur le point de Bregma. (E) Déplacer la seringue vers le site d’injection. (F) Percer un trou dans le crâne au site d’injection. (G) Insérez lentement l’aiguille dans le tissu cérébral et injectez de la lysolécithine. (H) Coudre la peau. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Préparation de la pompe osmotique

REMARQUE : Les principaux composants de la pompe sont illustrés à la figure 2A.

  1. Déterminer la profondeur d’insertion de la canule de perfusion cérébrale dans le cerveau. Assurez-vous que l’aiguille de la canule de perfusion cérébrale utilisée mesure 3 mm de long et que chaque espaceur de réglage de la profondeur mesure 0,5 mm. Pour obtenir une profondeur d’injection de 1,5 mm (près du callosum), fixez trois entretoises de réglage de la profondeur à l’aiguille de la canule de perfusion cérébrale avec un adhésif tissulaire (Figure 2B, C).
  2. Pour remplir la pompe osmotique, fixez l’aiguille de la seringue fournie avec l’emballage de la pompe à une seringue de 1 mL et aspirez le médicament. Tenez la pompe à la verticale, insérez la seringue dans l’ouverture en haut de la pompe et injectez lentement le médicament, en prenant soin de ne pas créer de bulles9 (voir la figure 2D). Lorsque le liquide s’écoule hors de l’ouverture, retirez lentement la seringue.
  3. Retirez la bride blanche du régulateur de débit avec des ciseaux ou des pinces en veillant à ne pas plier ou écraser le modérateur de débit. Insérez ensuite le modérateur de débit dans la pompe (Figure 2E). Pour déterminer s’il y a des bulles dans la pompe osmotique, pesez la pompe osmotique séparément avant et après le remplissage.
  4. Coupez le cathéter à une certaine longueur en fonction de la taille de l’animal (cathéters de 20-25 mm pour les souris P56 pesant environ 25 g). Fixez le cathéter à la canule de perfusion cérébrale.
  5. Remplissez le cathéter avec des médicaments à l’aide de la seringue sans introduire d’air (Figure 2F).
  6. Connectez le cathéter au modérateur de débit. Après la fixation, assurez-vous que le cathéter recouvre environ 4 mm du modérateur de débit exposé (Figure 2G).
  7. Pour s’assurer que la pompe osmotique peut fonctionner instantanément après l’implantation, immergez les pompes remplies dans une solution saline stérile à 0,9 % ou PBS à 37 °C pendant au moins 4 à 6 h (de préférence jusqu’à la nuit) pour pré-mouiller la membrane semi-perméable à la surface de la pompe avec des solutions ayant la même pression osmotique que l’environnement tissulaire (Figure 2H).
  8. Toutes les solutions chargées dans les pompes doivent être stériles. Les pompes ALZET sont fournies stériles, après avoir été exposées à une dose stérilisante de 60Co. Cependant, en cas de contamination extérieure, la surface de la pompe peut être nettoyée en l’essuyant avec de l’alcool isopropylique (70% dans l’eau).

Figure 2
Figure 2: Préparation de la pompe osmotique. (A) Composants clés de la pompe osmotique. (B,C) Fixez des entretoises de réglage de la profondeur à l’aiguille de la canule de perfusion cérébrale. (D) Remplissez la pompe osmotique à l’aide d’une seringue de 1 mL. (E) Insérez le modérateur de débit dans la pompe. (F) Remplissez le cathéter à l’aide de la seringue. (G) Connectez le cathéter au modérateur de débit. (H) Immerger les pompes remplies dans une solution saline stérile à 0,9 % ou PBS à 37 °C. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

3. Implantation de la pompe osmotique

  1. Attendez 3 jours après l’établissement du modèle de démyélinisation du corps calleux. Allumez le système d’anesthésie pour petits animaux. Désinfectez les ciseaux, les pinces à épiler et les pinces hémostatiques et faites-les tremper dans une solution d’alcool à 75%. Posez des feuilles stériles dans la zone chirurgicale.
  2. Anesthésiez et fixez à nouveau les souris sur l’appareil stéréotaxique. Couvrez la surface des globes oculaires avec une pommade pour les yeux pour prévenir la sécheresse.
  3. Désinfectez la plaie d’origine avec 75% d’alcool. Ouvrez l’incision chirurgicale qui a été cousue précédemment (Figure 3A) et étendez l’incision aux omoplates (Figure 3B).
  4. Séparez la peau du tissu conjonctif sous-cutané à l’aide d’une pince hémostatique ou d’une pince à épiler au niveau de l’omoplate pour ouvrir une cavité (figure 3C). Placez la pompe osmotique dans la cavité (Figure 3D,E).
  5. À l’aide d’un coton-tige, essuyez doucement et exposez le sténopé à la surface du crâne créé lors de l’établissement du modèle de démyélinisation (voir étape 1.8). Insérez la canule de perfusion cérébrale à travers ce sténopé perpendiculairement et fixez-la rapidement sur le crâne avec de l’adhésif tissulaire (Figure 3F).
  6. Retirez la languette amovible au-dessus de la canule de perfusion cérébrale avec une paire de ciseaux (Figure 3G, H). Alternativement, retirez d’abord la languette avant d’insérer la canule pour éviter de secouer dans ce processus.
  7. Coudre l’incision ou la fixer avec de l’adhésif tissulaire (Figure 3I).
  8. Après la chirurgie, placez la souris sur un coussin chauffant pour éviter une chute de la température corporelle. Administrer une injection sous-cutanée de 5 mg/kg de carprofène toutes les 24 h pour soulager la douleur. Appliquez une pommade à l’érythromycine sur l’incision tous les jours pour vous assurer que la plaie guérit correctement. Placez l’animal seul dans une cage et nourrissez-le avec de la nourriture humide jusqu’à ce qu’il soit complètement rétabli. Surveillez les souris tous les jours et vérifiez si la canule de perfusion cérébrale était fermement attachée.
  9. Euthanasier la souris 11 jours après la chirurgie en injectant 150-200 mg/kg de Pentobarbital sodique par voie intrapéritonéale suivie d’une perfusion transcardique avec 4% de formaldéhyde.
  10. Pour vérifier que la solution est administrée normalement, retirez soigneusement la pompe osmotique et mesurez le volume résiduel dans le réservoir de la pompe avant la dissection cérébrale.
    1. Pour mesurer le volume résiduel, retirez la canule de perfusion cérébrale, fixez une seringue de 1 mL au cathéter, puis aspirez la solution restante pour déterminer son volume. Comparez le volume résiduel réel au volume résiduel théorique (volume initial - débit de pompage moyen * durée de perfusion).
      REMARQUE: Un volume résiduel excessif indique une perfusion infructueuse, ce qui peut être dû à une occlusion du cathéter ou à un dysfonctionnement de la pompe.

Figure 3
Figure 3 : Implantation de la pompe osmotique. (A) Ouvrez l’incision chirurgicale. (B) Étendez l’incision aux omoplates. (C) Séparer la peau du tissu conjonctif sous-cutané pour former une cavité. (D,E) Placez la pompe osmotique dans la cavité. (F) Insérez la canule de perfusion cérébrale dans le sténopé à la surface du crâne et fixez-la fermement sur le crâne. (G,H) Retirez la languette amovible de la canule. (I) Coudre l’incision. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Representative Results

Pour vérifier l’effet de la pompe osmotique dans la recherche sur la régénération de la myéline, un modèle de démyélinisation induite par la lysolécithine a été créé chez des souris P56, suivi de l’implantation de pompes osmotiques contenant UM206 (1 mg dans une solution saline à 1,5 mL 0,9%), un peptide avec une demi-vie courte et une faible perméabilité à la BHE qui a récemment été signalé pour favoriser la remyélinisation10 . Une solution saline à 0,9 % a été utilisée comme témoin. Quatorze jours après l’établissement du modèle, des souris ont été perfusées par voie transcardique avec 4% de formaldéhyde pour isoler les cerveaux en vue d’une sectionnement, suivie d’une hybridation in situ et d’une microscopie électronique à transmission pour évaluer le niveau de remyélinisation.

La coloration de DAPI a révélé le sténopé dans le tissu cérébral juste au-dessus de la substance blanche, indiquant une implantation réussie de la canule de perfusion cérébrale de la pompe osmotique (Figure 4A). Dans l’expérience d’hybridation in situ, la sonde MAG marqueur oligodendrocyte mature a été utilisée pour marquer les oligodendrocytes nouvellement différenciés, comme le montrent les études précédentes 10,11,12. Les résultats ont montré que le traitement UM206 a donné plus de cellules MAG positives dans la région démyélinisée que le groupe témoin (Figure 4B). La microscopie électronique à transmission de la région démyélinisée a également montré que le nombre d’axones myélinisés était augmenté dans le groupe de traitement UM206 par rapport au groupe témoin (Figure 4C), suggérant que UM206 induisait un niveau plus élevé de remyélinisation. Ces résultats montrent que la pompe osmotique peut délivrer efficacement des médicaments au corps calleux dans la recherche sur la remyélinisation.

Figure 4
Figure 4 : Résultats représentatifs. (A) Image représentative d’une tranche colorée en DAPI montrant le sténopé dans le tissu cérébral. Barre d’échelle : 1 000 μm. (B) Images représentatives montrant l’hybridation in situ du MAG dans la région démyélinisée comme le montre la coloration DAPI. Le traitement par UM206 a augmenté le nombre d’oligodendrocytes marqués MAG. Barre d’échelle: 100 μm. (C) Images représentatives de microscopie électronique à transmission de la région démyélinisée. Le traitement par UM206 a augmenté le nombre d’axones myélinisés. Barre d’échelle : 10 μm. Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.

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Discussion

Ce protocole décrit la pompe osmotique comme une nouvelle technique d’administration de médicaments pour la recherche sur la régénération de la myéline, qui peut administrer des médicaments directement au site de traitement et permettre une administration constante de médicaments pendant une période prolongée, créant une concentration de médicament stable dans le micro-environnement du système nerveux central pendant toute la durée expérimentale. Par rapport à d’autres méthodes d’administration de médicaments, la pompe osmotique est plus propice au maintien de la concentration de médicament dans la lésion de démyélinisation13. Par exemple, pour certains facteurs neurotrophiques, les médicaments systémiques ne peuvent obtenir aucun effet en raison de la faible concentration du médicament au site de la lésion. Mais si la posologie est augmentée, les effets secondaires seront plus importants14. Dans de tels cas, l’administration à un site spécifique par une pompe osmotique peut réduire efficacement les effets secondaires périphériques15. En outre, de nombreux médicaments liés à la régénération de la myéline ont une faible perméabilité de la barrière hémato-encéphalique (BHE) ou présentent une courte demi-vie in vivo en raison de la susceptibilité à la dégradation protéolytique. Ces problèmes pourraient être bien résolus par des pompes osmotiques.

Cependant, la méthode de la pompe osmotique n’est pas sans mises en garde et limitations. Tout d’abord, étant un système d’administration de médicaments invasif, il provoque inévitablement des lésions des tissus cérébraux et une neuroinflammation au site d’insertion de la canule de perfusion cérébrale, ce qui pourrait masquer l’effet des médicaments. Ainsi, un groupe témoin approprié contenant uniquement des solvants doit être mis en place. Deuxièmement, certains médicaments nécessitent des solvants comme le diméthylsulfoxyde (DMSO), la N-méthyl-2-pyrrolidone (NMP) pour se dissoudre, mais ces solvants sont incompatibles avec le matériau du réservoir et peuvent provoquer une défaillance importante des pompes. Par exemple, il a été démontré que des concentrations élevées de diméthylsulfoxyde (DMSO) et de PEG400 nuisent à la libération de la pompe et peuvent ne pas convenir à une utilisation dans les pompes osmotiques 16,17,18. Troisièmement, les médicaments instables à 37 °C pourraient ne pas convenir à une perfusion à long terme à l’aide de la pompe osmotique. Toutes ces questions méritent l’attention si vous envisagez d’appliquer la pompe osmotique.

Plusieurs étapes de ce protocole nécessitent une attention particulière au cours des expériences. Pour le fonctionnement normal des pompes osmotiques, les chercheurs doivent s’assurer que la pompe osmotique est assemblée correctement et qu’aucune bulle n’est introduite dans la pompe, ce qui autrement nuira considérablement à l’efficacité de la perfusion. En outre, l’occlusion du cathéter ou le dysfonctionnement de la pompe osmotique peut entraîner une défaillance de la perfusion19, qui pourrait être déterminée par la mesure du volume résiduel dans le réservoir de la pompe après l’expérience. Pour l’application de la pompe osmotique chez des souris plus jeunes avec des tailles de cerveau plus petites, une expérience d’essai est recommandée pour assurer une profondeur d’insertion appropriée. De plus, la canule de perfusion cérébrale doit être fermement fixée sur le crâne pour minimiser ses mouvements pendant la perfusion.

À l’heure actuelle, de nombreuses études in vitro ont trouvé une variété de médicaments qui peuvent favoriser la régénération de la myéline, mais en raison d’une faible perméabilité à la BHE, d’une demi-vie courte et d’autres problèmes, ces médicaments sont difficiles à valider avec succès in vivo. Par conséquent, la pompe osmotique est d’une grande valeur pour le domaine de la recherche sur la régénération de la myéline du système nerveux central, particulièrement pertinente pour les médicaments ayant une demi-vie courte, une faible perméabilité à la BHE et des effets secondaires périphériques évidents.

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Disclosures

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Acknowledgments

Ce travail a été soutenu par des subventions de la National Nature Science Foundation of China (NSFC 32070964, 31871045) à J.N. et de la Shenzhen Basic Research Foundation (JCYJ20210324121214039) à Y.S.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Anesthesia Air Pump RWD R510-29 E05818-006
Brain Infusion kit 3 ALZET 0008851 1-3 mm
Carprofen Macklin C830557-1g 5 mg/kg every 24 h
Erythromycin eye ointment Along technology YCKJ-RJ-024780 Cover the surface of the eyeballs during anesthesia
Erythromycin ointment pythonbio RG180
Gas Evacuation Apparatus RWD R546W E05518-002
L-α-Lysophosphatidylcholine Sigma L0906 Dissolve at 1% with sterile PBS
Microliter Syringe Hamilton 65460-05 Syringe Series:1700, 10 µL, 33 gauge
Micro-smotic pump model 1002 ALZET 0004317 0.25 µL per hour, 14 days
PBS (pH = 7.3) ORIGENE ZLI-9061
Pentobarbital sodium Shanghai Civi CAS NO: 57-33-0 150-200 mg/kg intraperitoneal injection for euthanasia
Small Animal Anesthesia Machine RWD R520IE E05807-006 M
Stereotaxic Equipment RWD E06382
STERI 250 sterilizer Keller 31101 Rapid sterilization of surgical instruments
Surgical sutures Shanghai jinhuan F504 5-0
Syringe needle (1 mL) Shanghai KDL 6930197811018 26 gauge (0.45 mm x 16 mm)
Testing drug and solvent Experiment dependent N/A
ThermoStar Homeothermic Monitoring System RWD 69026 Maintain body temperature during anesthesia
Vetbond Tissue adhesive 3M 1469SB Secure the brain infusion cannula , Adhere the skin incision

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Neurosciences numéro 178
Administration de médicaments par pompe osmotique pour <em>la</em> recherche sur la remyélinisation in vivo sur le système nerveux central
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Wang, X., Su, Y., Hu, X., Niu, J.… More

Wang, X., Su, Y., Hu, X., Niu, J. Osmotic Pump-based Drug-delivery for In Vivo Remyelination Research on the Central Nervous System. J. Vis. Exp. (178), e63343, doi:10.3791/63343 (2021).

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