Normothermique arrêt cardiaque et la réanimation cardiorespiratoire: un modèle murin de l'ischémie-reperfusion

Un modèle puissant pour les soins de blessures liées périopératoires et critiques rénale aiguë est présenté. En utilisant une hypoperfusion corps induites par arrêt cardiaque, il est possible à près de répliquer les modifications histologiques et fonctionnelles des cliniques AKI.

L’objectif général de cette procédure est de modéliser la reperfusion globale de l’ischémie afin d’évaluer l’effet des interventions sur cet état pathologique important et courant. Tout d’abord, une souris instrumentée anesthésiée est préparée pour l’arrêt cardiaque et la réanimation ou la RCP. Ensuite, un arrêt cardiaque est provoqué.

Ensuite, la souris est réanimée d’un arrêt cardiaque à l’aide de compressions thoraciques et d’épinéphrine. En fin de compte, des tests fonctionnels tels que l’urée sanguine, l’azote, la créatinine sérique, les Alan Transferases, l’aspartate aux transférases mineures et l’histologie peuvent être effectués pour évaluer les dommages organiques importants. La présence de biomarqueurs précoces tels que la gélatine neutrophile associée à la lipocalline peut également être mesurée.

Enfin, le résultat de la réanimation est évalué ici, démontré comme une transcardio-cardio, une perfusion et un prélèvement rénal de 24 heures. Le principal avantage de ce modèle par rapport à nos autres méthodes, telles que les modèles animaux plus grands d’arrêt cardiaque et de réanimation cardiorespiratoire, est que les souris de laboratoire sont peu coûteuses, omniprésentes et disponibles dans de nombreuses souches transgéniques. Pour commencer, lubrifiez les yeux d’une souris anesthésiée et placez l’animal en position couchée sur un coussin chauffant.

Ensuite, immobilisez les extrémités de l’animal à l’aide de ruban adhésif, en plaçant les pores postérieurs dans une position neutre, mais en fixant les quatre pores aussi près que possible de la paroi thoracique pour permettre une excursion complète de la paroi thoracique pendant les compressions thoraciques. Ensuite, lubrifiez et placez une sonde de température rectale. Intubez la trachée à l’aide d’un cathéter en téflon de calibre 22 et d’un introducteur coudé.

Le positionnement endotrachéal de la sonde peut être confirmé à l’aide d’une pression positive ou négative. En utilisant la pression positive, un petit volume d’air est forcé dans le tube. Si le tube est traché plutôt que placé dans l’œsophage, la poitrine se soulève symétriquement en utilisant une pression négative.

Une petite quantité de liquide est placée dans un tube transparent, qui est fixé à la sonde endotrachéale. L’effort respiratoire spontané de la souris déplace le liquide à l’intérieur de la tubulure. Fixez le cathéter endotrachéal avec une boucle de fil à l’incisive, en maintenant une légère tension sur l’incisive pour maintenir la tête immobilisée pendant les compressions thoraciques.

Aérez mécaniquement la souris avec le ventilateur pour rongeurs réglé à 140 microlitres 150 respirations par minute. À l’aide d’une technique stérile et d’un microscope opératoire, placez un cathéter PE 10 pré-rincé dans la veine jugulaire. Fixez le cathéter PE 10 dans la fermeture de la peau avec un adhésif chirurgical cyanoacrylate.

Placez trois électrodes d’ECG sous-cutanées, une près de chaque axi et une dans le quadrant inférieur gauche de l’abdomen. Assurez-vous que tous les fils sont fixés à la surface de travail. Minimisez les croisements de signaux et minimisez les isolateurs dans le chemin du signal.

Une fois connecté, optimisez le signal ECG sur le moniteur. Assurez-vous que la souris a un thème standard. Administrez 40 microlitres de chlorure de potassium à température ambiante, 0,5 molaire par voie intraveineuse, et observez le tracé isoélectrique sur l’ECG.

Démarrez le chronomètre d’arrestation. Ensuite, débranchez le ventilateur et arrêtez la vapeur anesthésique. Éteignez le coussin chauffant et tout autre équipement qui produit du bruit électronique et pourrait interférer avec la surveillance de l’ECG.

Placez une couverture isolante sur la souris. Enregistrez la température toutes les minutes pendant l’arrêt cardiaque. Si nécessaire, utilisez une lampe chauffante pour amener la température à cœur à la plage thématique normale.

Après sept minutes et 30 secondes d’arrêt cardiaque, rebranchez le ventilateur et augmentez le débit à 180 respirations par minute. Effectuer des compressions thoraciques pour rétablir la circulation spontanée est la partie la plus délicate de ce modèle. La souris est assez petite, le positionnement et la pression sont donc essentiels.

Une pression trop élevée entraînera des lésions pulmonaires et hépatiques et réduira la survie. Une pression trop faible réduira la probabilité de retour de la circulation spontanée. La poitrine doit être comprimée d’un tiers à la moitié de la rangée ANA.

Une distance postérieure et un recul complet doivent être autorisés entre les compressions. L’échec de la survie dans ce modèle est presque toujours dû à une RCP sous-optimale à huit minutes. Amorcez les compressions thoraciques à 300 battements par minute.

La compression thoracique doit être délivrée avec l’index. Cinq millimètres au-dessus de l’apophyse xiphoïde et légèrement à gauche de la perfusion médiane. 0,5 millilitre d’épinéphrine diluée à 15 microgrammes par millilitre.

Au cours des 30 premières secondes de la RCP, observez attentivement l’ECG pour le retour de la circulation spontanée ou ROSC, des contractions ventriculaires prématurées fréquentes et des changements dans l’axe de l’ECG sont observés dans les deux premières minutes. ROSC et se résolvent presque toujours en tachycardie sinusale stable. Au bout de deux minutes, notez la durée totale de la réanimation et la dose d’épinéphrine.

Notez la température toutes les minutes pendant 10 minutes. Après que les sondes R-O-S-C-E-K-G peuvent être retirées Lorsque la respiration spontanée commence, généralement dans les 12 à 50 minutes suivant le ROSC, retirez le cathéter jugulaire et utilisez la pression directe pour obtenir l’hémostase, extrapez la trachée lorsque la fréquence respiratoire spontanée est supérieure à 60 par minute. Enfin, placez la souris dans une cage de récupération sur une surface à température contrôlée réglée à 37 degrés Celsius pendant les deux premières heures après la procédure ou plus longtemps si nécessaire pour une récupération complète de l’anesthésie, la cage peut être déplacée dans des conditions de logement postopératoires standard 24 heures après C-A-C-P-R anesthésier la souris et effectuer une perfusion cardio trans d’abord avec une solution saline puis avec du formol Après la fixation, Une laparotomie est pratiquée pour vérifier l’adéquation de la fixation rénale.

Les reins correctement perfusés et fixés sont bien blanchis. L’arrêt cardiaque induit une perte de perfusion instantanée. Pression représentée ici par la pression artérielle moyenne ou la carte.

Cette perte de pression de perfusion entraîne l’arrêt presque complet du débit sanguin cortical rénal régional ou RR CBF pendant toute la période d’arrêt cardiaque dans la zone ombragée. Comme on le voit ici, la réanimation avec compressions thoraciques et les retours d’épinéphrine sont normaux et le RR CBF augmente régulièrement dans la période post-réanimation. Dans cette figure, on peut voir comment, 24 heures après l’intervention, la créatinine sérique de l’azote uréique du sang ou de l’urée et l’étendue de la mort cellulaire tubulaire sont toutes significativement élevées chez les animaux ayant subi une RCP par rapport aux animaux traités avec une procédure fictive la RCP induit une agression ischémique pan-organismale ici, mise en évidence par une élévation massive des enzymes de la fonction hépatique, Alan Transferases ou une LT et de l’aspartate à la minoro transferase ou à une ST chez les souris CA, CPR par rapport aux animaux traités fictivement.

Ici, un western blot effectué à l’aide d’un anticorps polyclonal contre les neutrophiles gélatineux associés lipo callin ou end gal. Un indicateur sensible de lésion ischémique rénale est présenté. Des échantillons d’urine ont été prélevés immédiatement avant le pré et 24 heures après C-A-C-P-R chez quatre animaux représentés par A, B, C et D. Cette figure montre que N gal est massivement régulé à la hausse dans l’urine de souris après C-A-C-P-R.

Cette figure montre une coloration de l’hémat, de l’orteil et de l’éoïne d’une section hilaire à axe court du tissu rénal 24 heures après une RCP inégale, mais des dommages clairs aux tubules médullaires médullaires et cortico avec obstruction tubulaire peuvent être observés une coloration au jade fluoré B de la même région chez le même animal. 24 heures après C-A-C-P-R peut être vu sur cette figure, le jade fluoré B colore les cellules nécrotiques en vert vif, montrant une nécrose de la tubuline médullaire cortico-médullaire. Ces résultats sont essentiellement similaires aux résultats de la biopsie rénale d’humains qui développent une lésion rénale aiguë ou un KI et, contrairement à ceux produits par d’autres modèles animaux d’un KI, lors de la tentative de cette procédure, il est important de se rappeler de positionner soigneusement la souris avant un repos pour minimiser le bruit du signal ECG et d’effectuer des compressions thoraciques avec une pression optimale.