Name: Utilisation à haute résolution tomodensitométrie pour visualiser la structure tridimensionnelle et la fonction des vaisseaux sanguins des végétaux (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-04-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 49 s
Description: Découvrez la tomographie à rayons X haute résolution pour explorer la structure tridimensionnelle et la fonction du système vasculaire des plantes. Cette méthode non destructive révèle les réseaux de xylème avec une précision inégalée.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Les auteurs tiennent à remercier S Castorani, AJ Eustis, GA Gambetta, CM Manuck, Z Nasafi, et A Zedan. Ce travail a été financé par: le ministère américain de l&#39;Agriculture-Agricultural Research Service recherche sur le système de financement actuel d&#39;information (projet de recherche ne 5306-21220-004-00; La source de lumière avancée est prise en charge par le directeur, Bureau de la science, Bureau de la base. sciences de l&#39;énergie, de l&#39;US Department of Energy en vertu du contrat n ° DE-AC02-05CH11231);. NIFA et des cultures spéciales initiative de recherche de subvention à AJM.

Détails du protocole décrit ci-dessous ont été écrits spécifiquement pour le travail à l&#39;Advanced Light Source 8.3.2 ligne de lumière. Des adaptations peuvent être nécessaires pour le travail dans les installations de rayonnement synchrotron autres. De sécurité et une formation appropriée rayonnement est nécessaire pour l&#39;utilisation de ces installations. 1. Préparation des échantillons des plantes vivantes <ol><li> Pousser des plantes dans des pots de 10 ~ cm de diamètre, et de veiller à ce que la tige principale (ou une partie de la plante à numériser) est aussi centré que possible et orienté verticalement dans le pot. Les dimensions physiques de l&#39;instrument HRCT huche aux limites avancée Source de Lumière plantes vivantes à ~ 1 m de hauteur. En conséquence, l&#39;imagerie de plantes vivantes est préférable d&#39;effectuer le semis / plants cultivés dans des petits pots. Selon l&#39;expérience, différents types de sols peuvent être utilisées pour contrôler l&#39;humidité du sol (par exemple, dans les expériences de la sécheresse) et pour certaines plantes avec des pousses flexibles (par exemple vignes) pousses plus longues peuvent être soigneusement tutoyercked dans le tube acrylique décrit ci-dessous (voir les figures 1 et 2). </li><li> Monter les plantes vivantes en pot dans un support sur mesure en aluminium rigide pot. La hauteur de la plaque supérieure peut être ajustée pour tenir compte d&#39;une gamme de hauteurs pot. La partie supérieure de la plaque est conçue pour s&#39;aligner sur le haut de la surface du sol et les plantes en saillie du centre de la plaque en deux parties. Le but de la manique est d&#39;assurer la tige de la plante est maintenu fermement en place pour minimiser les vibrations ou le mouvement de l&#39;échantillon. Minimiser les mouvements échantillon lors d&#39;une analyse est essentielle. </li><li> Une fois monté dans le support, mesurer le potentiel hydrique de tige ou de la transpiration foliaire à l&#39;aide d&#39;une chambre de pression Scholander style ou une pince poromètre feuille, respectivement, pour déterminer l&#39;état physiologique de la plante avant la numérisation. </li><li> Placer un cylindre à paroi mince acrylique sur l&#39;usine et sur le dessus du support de l&#39;usine d&#39;aluminium et fixez-le en place avec de l&#39;argile à mastic pour stabiliser leéchantillon (figure 2). Toute vibration ou déplacement du feuillage supérieur sont transmis sur la tige et provoquer le tissu végétal à l&#39;intérieur de la zone balayée pour déplacer, conduisant finalement à la distorsion d&#39;image. Le cylindre est utilisé pour contenir le feuillage des plantes et empêcher les feuilles des plantes de se frotter contre d&#39;autres pièces d&#39;équipement dans le clapier qui aboutiraient à des vibrations pendant un balayage. Une pellicule de plastique supplémentaires, des serviettes en papier et le ruban doit être utilisé pour réduire encore les vibrations et le mouvement des parties de la plante (voir les problèmes associés au mouvement exemple de la figure 4). Afin de réduire son absorption des rayons X (qui peut diminuer la qualité d&#39;image à une durée d&#39;exposition donnée), le cylindre contenant doit avoir des parois minces que possible tout en conservant une rigidité suffisante pour remplir sa fonction. </li><li> Fixer le support de pot personnalisé à l&#39;étape de coussin d&#39;air et le verrouiller (vis) en place entre la source de rayons X et le détecteur d&#39;imagerie et matériel photographique. Positisur la tige aussi vertical que possible et au centre de mandrin de base magnétique de sorte que l&#39;échantillon reste dans le champ de vision lors de la rotation. </li></ol> 2. Préparation de l&#39;échantillon pour Fresh, tissus végétaux excisés <ol><li> Matériel végétal frais, généralement des tiges ou des pétioles, peuvent être scannées après le retrait immédiat d&#39;une plante vivante. Si l&#39;objectif de l&#39;expérience est de visualiser l&#39;ensemble du réseau du xylème, eau dans les récipients doivent être entièrement évacué et remplacé par de l&#39;air. Pour ce faire, monter l&#39;échantillon dans une chambre de pression Scholander style et pousser l&#39;air comprimé ou de l&#39;azote à travers l&#39;échantillon à basse pression (&lt;0,05 MPa) pendant environ 5 min. Espèces diffèrent dans le temps nécessaire pour évacuer le réseau vasculaire. Si l&#39;intention est d&#39;évaluer le degré de formation embolie dans le tissu végétal frais, puis des échantillons d&#39;accise de l&#39;usine à l&#39;aide d&#39;une lame de rasoir propre et faire les coupes sous l&#39;eau. </li><li> Envelopper l&#39;échantillon dans une couche de Parafilm à prdessiccation cas lors de l&#39;analyse. </li><li> Monter l&#39;échantillon dans un forage de mandrin fixé à une plaque de métal qui est vissée dans l&#39;étape de coussin d&#39;air. Centre et orienter l&#39;échantillon verticalement comme décrit ci-dessus pour assurer l&#39;échantillon reste dans le champ de vision. </li></ol> 3. Préparation de l&#39;échantillon pour les tissus ligneux séchés <ol><li> Pour la visualisation des tissus optimale de l&#39;échantillon et de contraste de l&#39;image, il est nécessaire de déshydrater lentement l&#39;échantillon boisé ensemble des tissus. Couper les échantillons d&#39;environ 6 cm de longueur. Sélectionner des échantillons qui sont aussi rectiligne que possible dans la région de balayage cible et ont un diamètre ≤ 1 cm. </li><li> Placer l&#39;échantillon de tissu ligneux dans un four de séchage à basse température pour sécher lentement l&#39;échantillon sans provoquer de fissuration ou de séparation du tissu. Ce processus est susceptible de varier entre les espèces et les tissus. Pour les tiges ligneuses, de 12 h dans un four à 40 ° C est généralement suffisante pour fournir un excellent contraste sans causer d&#39;importantes changes dans la structure physique de la tige (voir les problèmes avec un séchage rapide démontré dans la figure 3). </li><li> Dans certaines situations, il est souhaitable d&#39;avoir un marqueur de fiduciaire au sein de l&#39;échantillon tel que la dissection ultérieure et la visualisation microscopie électronique à balayage peut être orienté vers des points spécifiques de l&#39;image HRCT. Pour ce faire, apposer un métal ou de verre ou de fil à l&#39;extérieur de la tige à l&#39;aide Parafilm. Une autre méthode consiste à utiliser une résine de silicone (RTV-141 par exemple, Bluestar Silicones, East Brunswick, NJ) qui peut être injecté dans une conduite xylème unique (voir les exemples dans Brodersen et al 2010). Une fois durcie, la résine de silicone est clairement visible dans l&#39;échantillon et les distingue facilement des autres bateaux remplis d&#39;air. Utilisez ce marqueur pour localiser précisément les régions spécifiques de l&#39;échantillon. </li><li> Monter l&#39;échantillon dans le mandrin de perçage et de centre comme décrit ci-dessus. </li></ol> 4. Préparation de l&#39;échantillon pour Leaf Tissue pour les deux dimensions (2D) Radiographies <ol><li> Pour visualiser le contenu des navires dans les feuilles en quasi-temps réel, les feuilles peuvent être scannées pour produire un radiogramme 2D, semblable à une radiographie dentaire. Monter la feuille entre deux feuilles de plastique acrylique mince, et fixer les bords avec des pinces. Fixez ensuite l&#39;échantillon monté sur un système de post-porte et la position de la carte de test optique à côté du système d&#39;imagerie et de radiologie source. </li></ol> 5. Numérisation de l&#39;échantillon dans la Hutch 8.3.2 <ol><li> Décidez le grossissement qui fonctionnera le mieux pour votre application. SLA Beamline 8.3.2 a la capacité de numériser des lentilles avec un grossissement de 2x, 5x, et 10x. Il en résulte des tailles de pixel d&#39;image de 4,5, 2,25 et 0,9 um, respectivement. Selon l&#39;agrandissement, l&#39;échantillon doit être de taille appropriée, comme le champ de vision diminue avec l&#39;augmentation de grossissement. Voir les détails pour le choix de la caméra et de l&#39;objectif et les paramètres d&#39;image résultante dans le tableau 1.</li></ol><table border="1"><tbody><tr><td></td><td colspan="2"> PCO.4000 (4008x2672) </td><td colspan="2"> PCO.Edge (2560x2160) (Optique Peter) </td></tr><tr><td> Lentille </td><td> pixel (pm) </td><td> champ de vision (mm) </td><td> pixel (pm) </td><td> champ de vision (mm) </td></tr><tr><td> 10x </td><td> 0,9 </td><td> 3,6 </td><td> 0.65 (0.69) </td><td> 1.7 (1.7) </td></tr><tr><td> 5x (4x) </td><td> 1,8 </td><td> 7,2 </td><td> 1.3 (1.72) </td><td> 3.3 (4.4) </td></tr><tr><td> 2x </td><td> 4,5 </td><td> 18 </td><td> 3.25 (3.44) </td><td> 8.3 (8.8) </td></tr><tr><td> 1x </td><td> 9 </td><td> 36 </td><td> 6,5 (-) </td><td> 16,6 (-) </td></tr></tbody></table> Détails Tableau 1. Concernant disponiblecaméras et objectifs de la SLA 8.3.2. <ol start="2"><li> Réglez l&#39;énergie des rayons X à 15 keV. Ceci a été montré pour offrir un contraste d&#39;image excellente pour la plupart des applications végétales (voir Brodersen et al. 2010, 2011, 2012a, b). Les temps d&#39;exposition sont généralement fonction de l&#39;épaisseur et de la densité de l&#39;échantillon (et donc le grossissement utilisé) compris entre 100 et 1.000 ms. Temps d&#39;exposition plus longs (tant que pixels détecteurs ne sont pas saturés) entraînera généralement plus le rapport signal sur bruit, mais au prix d&#39;une augmentation des temps de scan. </li><li> Choisissez un incrément angulaire qui est approprié pour votre application. Les échantillons sont tournées de 180 ° lors d&#39;une analyse, et le nombre d&#39;images prises lors de la rotation peut avoir un impact significatif sur la taille du jeu de données, la longueur de l&#39;intervalle de balayage, et la qualité de l&#39;image finale, mais il ya généralement des rendements décroissants de la qualité. Balayages typiques sont effectués à incréments de 0,25 °, ce qui donne 721 images par balayage. Diminuer les incrét à 0,125 ° les résultats dans de meilleures images pour visualiser les détails fins, mais les rendements 1440 des images et donc un ensemble de données beaucoup plus grande (pour une région typique de l&#39;intérêt, cela signifie ~ 10-30 Go de données par rapport à 5 Go). Toutefois, le rapport signal sur bruit est souvent améliorée et la valeur à la fois le temps de cycle a augmenté et la taille des données. Tiges sèches qui sont peu susceptibles de se déformer / rétrécir lors d&#39;une analyse peut être soumise à des intervalles plus longs (plus petit incrément angulaire) sans porter préjudice. Lorsque les plantes d&#39;imagerie en direct, où les processus biologiques (réparation embolie, par exemple) se déroulent sur ​​des échelles de temps courtes, en optant pour les courts intervalles de balayage est préférable de limiter les effets potentiellement néfastes de rayons X sur ce tissu-bien que cela arrive à un risque de perte de qualité de l&#39;image. Plus courts intervalles de balayage peut être obtenu en utilisant le paramètre de tomographie en continu au cours de laquelle l&#39;échantillon tourne de façon continue pendant que les images sont capturées. </li><li> Pour chaque analyse, &quot;champ clair&quot; et &quot;foncé&quot; sur le terrain les images doivent être Corrected. Images de champ lumineux sont des images sans l&#39;échantillon dans le faisceau. Ceux-ci sont souvent collectées avant et après l&#39;analyse de l&#39;échantillon par translation horizontale de l&#39;échantillon. Champs sombres sont collectées par la fermeture de la radiographie obturateur cette mesure la quantité de signal de la caméra montre avec aucun des radiographies. </li></ol> 6. Traitement de l&#39;information <ol><li> Transférez les &quot;premières&quot; images 2D. TIF, qui ont été exportés à partir de l&#39;ordinateur d&#39;acquisition d&#39;un serveur de fichiers, d&#39;un ordinateur de traitement de données. Si l&#39;ordinateur dispose de suffisamment de RAM, les données peuvent être copiées sur un soi-disant «Disque RAM&quot; (une partie de la RAM apparaît comme un disque dur sur l&#39;ordinateur). De cette façon, le logiciel n&#39;a pas besoin d&#39;accéder à un lecteur de filature dur, ce qui est relativement lent par rapport à un lecteur à état solide ou mémoire flash. Cette étape permet de réduire considérablement la quantité de temps nécessaire pour traiter des données. </li><li> Les images doivent être convertis en une échelle de transmission pour cent. Beamline 8.3.2 a une ba personnaliséenormalisation ckground plug-in qui peut être téléchargé et utilisé avec les logiciels librement disponibles ou ImageJ Fidji ( <a href="http://fiji.sc/" target="_blank">http://fiji.sc/</a> ). Il soustrait les chiffres de sombres des images et normalise les images de l&#39;échantillon par les champs lumineux pour produire des images qui montrent la transmission pour cent. Charger les images normalisées dans le logiciel Octopus ( <a href="http://www.inct.be/en/software/octopus" target="_blank">http://www.inct.be/en/software/octopus</a> ) et «reconstruire» l&#39;ensemble de données 3D à partir des premières 2D. TIF fichiers en utilisant les étapes de traitement désignés (Normaliser images, la suppression anneau sinogramme création, la reconstruction faisceau parallèle). Ce procédé donne ensuite une série de. TIF transversale (transversale) des images composées de &quot;voxels&quot; (éléments de pixels volumétriques), chacune avec une des valeurs de x, y, z de coordonnées et l&#39;intensité représentant le coefficient de x-ray absorption linéaire. </li></ol> 7. Visualisation <ol><li> Visualisaze la pile d&#39;images de l&#39;une d&#39;une variété de progiciels. Freeware (par exemple Drishti, <a href="http://anusf.anu.edu.au/Vizlab/drishti/index.shtml" target="_blank">http://anusf.anu.edu.au/Vizlab/drishti/index.shtml</a> ) peut être utilisé pour visualiser les volumes ou individuels ou des piles d&#39;images (par exemple ImageJ ou FIDJI). Les autres logiciels peuvent être utilisés pour la visualisation 3D. Notre groupe de recherche utilise le logiciel Avizo ( <a href="http://www.vsg3d.com/avizo/overview" target="_blank">http://www.vsg3d.com/avizo/overview</a> ), mais d&#39;autres comme Amira ( <a href="http://www.amira.com/ " target="_blank">http://www.amira.com/</a> ) et VGStudioMax ( <a href="http://www.volumegraphics.com/" target="_blank">http://www. volumegraphics.com /</a> ) sont aussi couramment utilisés. </li><li> Chargez ensembles de données dans la mémoire système et afficher l&#39;échantillon virtuel transversal, longitudinal ou orientations tranches radiales. En raison des attributs du jeu de données 3D, coupes virtuelles à travers le sample peut être tourné dans n&#39;importe quel plan de s&#39;aligner sur les régions d&#39;intérêt, une amélioration significative par rapport microscopie optique traditionnelle de série (voir Films 1-3 pour des exemples détaillés). </li><li> À visualiser l&#39;échantillon en fonction des besoins en 3D, &quot;segment&quot; l&#39;échantillon en utilisant la série de routines semi-automatiques et manuelles à Avizo lumens pour séparer des navires ou d&#39;autres structures du tissu environnant. Se réfère à la segmentation définissant les limites entre des objets d&#39;intérêt, ou les séparant ainsi la segmentation en régions distinctes. Volumes de rendu en 3D est réalisée par le logiciel de visualisation. Une méthode pour le faire est rendu volumique direct, où chaque point dans un volume est supposé émettre et absorber la lumière, la quantité et la couleur d&#39;émission et d&#39;absorption peuvent être définies à l&#39;aide d&#39;une &quot;palette de couleurs&quot;, et la projection résultant dans une direction donnée est affiché sur l&#39;écran. Alternativement, un fil de fer ou de la surface maillage 3D représentant les limites segmentés est construit pour montrer un modèle 3D de til structure d&#39;intérêt. Le maillage 3D est composé d&#39;éléments polygonaux, et le nombre total d&#39;éléments affecte à la fois la structure de fidélité de la reproduction et de la taille du fichier de données associé (c&#39;est à dire des éléments plus conduit à une plus grande fidélité mais de plus grande taille de fichier). Une variété de modules de traitement d&#39;image sont disponibles dans le logiciel de visualisation pour contrôler les sorties de rendu de volume, ainsi que le contrôle de luminosité, le contraste, la transparence, la réduction du bruit, etc </li></ol> 8. Quantification <ol><li> Une fois la segmentation a été accompli, il est possible de quantifier les structures végétales cibles ou des changements fonctionnels dans le volume, la longueur, la largeur, la présence ou l&#39;absence d&#39;eau, d&#39;air, etc Par exemple, Brodersen et al. (2010) a utilisé le logiciel Avizo à quantifier le changement de volume de gouttelettes d&#39;eau à l&#39;intérieur de vaisseaux vigne remplissage. Les plantes ont été analysés toutes les 30 min pendant quatre à huit heures la création d&#39;un temps-laséquence pse du navire remplissage. Chaque scan a été reconstruit et chargé dans Avizo, où des gouttelettes individuelles ont été mesurées au cours du temps que leur volume augmente. </li></ol>

<ol><li>Brodersen, C. R., McElrone, A. J., Choat, B., Matthews, M. A., Shackel, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dynamics+of+embolism+repair+in+xylem%3A+in+vivo+visualizations+using+high+resolution+computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">The dynamics of embolism repair in xylem: in vivo visualizations using high resolution computed tomography.</a> Plant Physiology. 154, 1088-1095 (2010).</li>
<li>Brodersen, C. R., Lee, E., Choat, B., Jansen, S., Phillips, R. J., Shackel, K. A., McElrone, A. J., Matthews, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+analysis+of+3D+xylem+networks+using+high+resolution+computed+tomography+%28HRCT%29%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist%22%5BJournal%5D)">Automated analysis of 3D xylem networks using high resolution computed tomography (HRCT).</a> New Phytologist. 191 (4), 1168-1179 (2011).</li>
<li>Brodersen, C., Roark, L., Pittermann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physiological+implications+of+primary+xylem+organization+in+two+ferns%5BTitle%5D)+AND+%22Plant%2C+Cell+%26+Environment%22%5BJournal%5D)">The physiological implications of primary xylem organization in two ferns.</a> Plant, Cell & Environment. , (2012).</li>
<li>Brodersen, C., Choat, B., Chatelet, D., Shackel, K. A., Matthews, M. A., McElrone, A. J. Conductive xylem bridges contribute differentially to radial connectivity in grapevine stems (Vitis vinifera and V. arizonica). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBrodersen%2C+C+%22American+Journal+of+Botany%22">American Journal of Botany</a>. , In Press (2012).</li>
<li>McElrone, A. J., Jackson, S., Habdas, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydraulic+disruption+and+passive+migration+by+a+bacterial+pathogen+in+oak+tree+xylem%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Botany%22%5BJournal%5D)">Hydraulic disruption and passive migration by a bacterial pathogen in oak tree xylem.</a> Journal of Experimental Botany. 59, 2649-2657 (2008).</li>
<li>McElrone, A. J., Grant, J., Kluepfel, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+ethylene-induced+tyloses+in+canopy+hydraulic+failure+of+mature+walnut+trees+afflicted+with+apoplexy+disorder%5BTitle%5D)+AND+%22Tree+Physiology%22%5BJournal%5D)">The role of ethylene-induced tyloses in canopy hydraulic failure of mature walnut trees afflicted with apoplexy disorder.</a> Tree Physiology. 30, 761-772 (2010).</li>
<li>Tyree, M., Sperry, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vulnerability+of+xylem+to+cavitation+and+embolism%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Plant+Biology%22%5BJournal%5D)">Vulnerability of xylem to cavitation and embolism.</a> Annual Review of Plant Biology. 40 (1), 19-36 (1989).</li>
<li>Tyree, M., Zimmermann, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTyree%2C+M+%22Xylem+structure+and+the+ascent+of+sap%22">Xylem structure and the ascent of sap</a>. , Springer Verlag. Berlin. (2002).</li>
<li>Holbrook, N. M., Zwienieck, M. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHolbrook%2C+NM+%22Vascular+Transport+in+Plants%22">Vascular Transport in Plants</a>. , Elsevier. Amsterdam. (2005).</li>
<li>Mayo, S. C., Chen, F., Evans, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micron-scale+3D+imaging+of+wood+and+plant+microstructure+using+high-resolution+x-ray+phase-contrast+microtomography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Micron-scale 3D imaging of wood and plant microstructure using high-resolution x-ray phase-contrast microtomography.</a> Journal of Structural Biology. 171, 182-188 (2010).</li>
<li>Mannes, D., Marone, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+areas+of+synchrotron+radiation+tomographic+microscopy+for+wood+research%5BTitle%5D)+AND+%22Wood+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Application areas of synchrotron radiation tomographic microscopy for wood research.</a> Wood Science and Technology. 44, 67-84 (2010).</li>
<li>Maeda, E., Miyake, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+non-destructive+tracing+with+an+x-ray+micro+ct+scanner+of+vascular+bundles+in+the+ear+axes+at+the+base+of+the+lower+level+rachis-branches+in+japonica+type+rice+%28oryza+sativa%5BTitle%5D)+AND+%22Japanese+Journal+of+Crop+Science%22%5BJournal%5D)">A non-destructive tracing with an x-ray micro ct scanner of vascular bundles in the ear axes at the base of the lower level rachis-branches in japonica type rice (oryza sativa.</a> Japanese Journal of Crop Science. 78 (3), 382-386 (2009).</li>
<li>Steppe, K., Cnudde, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+x-ray+computed+microtomography+for+non-invasive+determination+of+wood+anatomical+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Use of x-ray computed microtomography for non-invasive determination of wood anatomical characteristics.</a> Journal of Structural Biology. 148 (1), 11-21 (2004).</li>
<li>Zimmermann, M. Dicotyledonous wood structure (made apparent by sequential sections). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZimmermann%2C+M+%22Encyclopaedia+Cinematographica%22">Encyclopaedia Cinematographica</a>. , Institut für den Wissenschaftlichen Film. Gottingen, Germany. (1971).</li>
<li>Lee, E. F., Brodersen, C. R., McElrone, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+HRCT-derived+xylem+network+reveals+reverse+flow+in+some+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Analysis of HRCT-derived xylem network reveals reverse flow in some vessels.</a> , In review (2013).</li>
<li>McDowell, N. G., Pockman, W. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+plant+survival+and+mortality+during+drought%3A+why+do+some+plants+survive+while+others+succumb%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of plant survival and mortality during drought: why do some plants survive while others succumb.</a> New Phytologist. 178, 719-739 (2008).</li>
<li>McElrone, A. J., Brodersen, C. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Centrifuge+technique+consistently+overestimates+vulnerability+to+water-stress+induced+cavitation+in+grapevines+as+confirmed+with+high+resolution+computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist%22%5BJournal%5D)">Centrifuge technique consistently overestimates vulnerability to water-stress induced cavitation in grapevines as confirmed with high resolution computed tomography.</a> New Phytologist. , (2012).</li>
<li>Lee, K., Avondo, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+plant+development+and+gene+expression+in+three+dimensions+using+optical+projection+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">Visualizing plant development and gene expression in three dimensions using optical projection tomography.</a> Plant Cell. 18, 2145-2156 (2006).</li>
<li>Truernit, E., Bauby, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+whole-mount+imaging+of+three-dimensional+tissue+organization+and+gene+expression+enables+the+study+of+phloem+development+and+structure+in+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">High-resolution whole-mount imaging of three-dimensional tissue organization and gene expression enables the study of phloem development and structure in Arabidopsis.</a> Plant Cell. 20, 1494-1503 (2008).</li>
<li>Jahnke, S., Menzel, M. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+MRI-PET+dissects+dynamic+changes+in+plant+structures+and+functions%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+Journal%22%5BJournal%5D)">Combined MRI-PET dissects dynamic changes in plant structures and functions.</a> The Plant Journal. 59, 634-644 (2009).</li>
<li>Iyer-Pascuzzi, A. S., Symonova, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+and+analysis+platform+for+automatic+phenotyping+and+trait+ranking+of+plant+root+systems%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Imaging and analysis platform for automatic phenotyping and trait ranking of plant root systems.</a> , (2010).</li>
</ol>

Nous n&#39;avons rien à déclarer.

Synchotron HRCT fournit phytobiologistes avec une puissante non destructive outil pour explorer les rouages ​​du système vasculaire des plantes en détail incroyable. Cette technologie a été utilisée récemment pour identifier auparavant non décrite structures anatomiques dans le xylème vigne qui modifient de façon différentielle la connectivité réseau du xylème chez les espèces de vigne diverses (Brodersen et al 2012b, sous presse.) - Cette connectivité peut considérablement altérer la capacité des path...

L&#39;eau est transportée des racines des plantes aux feuilles dans un tissu vasculaire appelé xylème - un réseau de conduits interconnectés, de fibres et de vie, les cellules métaboliquement actives. Fonction de transport du xylème des plantes doit être maintenue pour fournir des éléments nutritifs et de l&#39;eau sur les feuilles pour la photosynthèse, la croissance et la survie en fin de compte. Transport de l&#39;eau dans les conduits du xylème peut être perturbé lorsque le réseau du xylème est compromise par des organismes pathogènes. En réponse à ces plantes produisent souvent des infections des gels, des gencives et thylles comme un moyen d&#39;isoler la propagation des agents pathogènes (par exemple McElrone et al 2008; 2010). Le stress hydrique peut également limiter le transport de l&#39;eau dans le xylème. Comme les plantes perdent de l&#39;eau en période de sécheresse prolongée, la tension monte dans la sève du xylème. Eau sous tension est métastable (c&#39;est à dire à un certain seuil la tension devient suffisamment grande pour cavitation colonnes d&#39;eau contenues dans les conduits du xylème). Après cavitation, une bulle de gaz (embolie) peuvent se former et remplir les conduit, le mouvement de l&#39;eau bloquant (Tyree et Sperry 1989), un phénomène analogue à la maladie de décompression (c.-à-«bends») chez les plongeurs en eaux profondes. En dépit de l&#39;importance du transport hydrique du xylème pour la fonction optimale de l&#39;installation tel que démontré par un vaste corpus de littérature historique et contemporain sur ce sujet (Tyree et Zimmermann, 2002;. Holbrook et al, 2005), il ya encore des aspects de réseaux xylème qui restent insaisissables . Plusieurs groupes de recherche ont récemment commencé à utiliser à haute résolution des rayons X micro-tomographie informatisée (TDM-HR) pour évaluer les moindres détails de l&#39;anatomie du bois et des tissus vasculaires (par exemple, Mayo et al; 2010, 2008; Mannes et al 2010;. Brodersen et al 2010. , 2011, 2012a, b; Maeda et Miyake, 2009; Steppe et al 2004).. HRCT est une technique non destructive utilisée pour visualiser les caractéristiques de l&#39;intérieur de corps solides et à obtenir des informations numériques sur les 3-D des propriétés structurelles. HRCTdiffère de classiques CAT-imagerie médicale dans sa capacité à résoudre des détails aussi petits qu&#39;un micron, même pour des objets à haute densité. Les progrès récents dans la technologie synchrotron HRCT ont amélioré la résolution d&#39;image et de rapport signal sur bruit suffisamment pour que les réseaux et les connexions des navires de plantes intervasculaires peuvent être visualisés, attribué des coordonnées 3D, et exportées pour des simulations de modèles hydrauliques. Brodersen et al. (2011) a récemment avancé cette technique en combinant des reconstructions 3D générés par synchrotron HRCT avec un modèle Fortran qui extrait automatiquement les données du réseau xylème à une résolution beaucoup plus élevée que ne l&#39;était jamais possible avec les méthodes traditionnelles anatomiques (ie coupe de série avec un microtome capture d&#39;image et en microscopie optique, par exemple, Zimmermann, 1971). Ce travail a également été utilisé pour optimiser les modèles hydrauliques du système de xylème et identifié des caractéristiques uniques de transport (flux inverse c&#39;est à dire dans une certaine vexelles pendant les périodes de pointe de la transpiration) (Lee et al., en révision). Synchrotron HRCT peut maintenant être utilisé pour visualiser les fonctionnalités du xylème, la sensibilité à la cavitation et la capacité d&#39;une des plantes pour réparer les conduits embolisés. Le défaut de rétablir la circulation dans les conduits embolisés réduit la capacité hydraulique, photosynthèse limites, et entraîne la mort des plantes dans des cas extrêmes (McDowell et al. 2008). Les plantes peuvent faire face à une embolie en détournant l&#39;eau autour des blocages via connexion fosses adjacentes conduits fonctionnels, et par la croissance du xylème pour remplacer la perte de capacité hydraulique. Certaines plantes possèdent la capacité de réparer les ruptures dans les colonnes d&#39;eau, mais les détails de ce processus dans le xylème sous tension sont restés clair depuis des décennies. Brodersen et al. (2010) a récemment visualisés et quantifiés dans le processus de remplissage vignes en direct en utilisant HRCT. Navire succès remplissage dépend de l&#39;apport d&#39;eau à partir de cellules vivantes entourant le xyllui conduits, où des gouttelettes d&#39;eau individuelles développées au fil du temps, des navires remplis, et forcé la dissolution du gaz piégé. La capacité des usines différentes pour réparer les vaisseaux du xylème compromis et les mécanismes de contrôle de ces réparations sont actuellement à l&#39;étude. Description de l&#39;installation de la SLA Beamline 8.3.2 Notre travail à ce jour a été effectuée sur le Hard X-ray micro-tomographie Beamline 8.3.2 à la source de lumière avancée à Lawrence Berkeley National Lab (Berkeley CA USA). Des échantillons de plantes sont placées dans une cage plombée situé à 20 m de la source de rayons X, généré par un aimant 6 Tesla courbure dipôle supraconducteur à l&#39;intérieur de la Source de Lumière exploitation avancée anneau d&#39;électrons de stockage à une énergie critique de 11,5 keV. Un schéma de la station terminale est illustré à la figure 1. Les radiographies entrer dans la huche avec une taille de faisceau de 40x ~ 4,6 mm et de passer à travers l&#39;échantillon qui est monté sur une platine motorisée en rotation. Latransmis les rayons X empiètent sur ​​un cristal scintillateur (deux matériaux couramment utilisés sont LuAG ou CdWO 4) qui convertit les rayons X en lumière visible qui est transmise par l&#39;intermédiaire de lentilles sur un capteur CCD de collecte d&#39;image. L&#39;appareil photo, et l&#39;optique de scintillateur sont contenus dans une boîte étanche à la lumière qui est sur des rails qui permettent la distance échantillon-à-scintillateur à être optimisé pour l&#39;imagerie à contraste de phase. Tous les échantillons sont montés sur l&#39;étage 10 cm de diamètre tournant à son tour est monté sur des platines de translation horizontale et verticale pour le positionnement de l&#39;échantillon. Un échantillon de plante vivante, avec le système racinaire monté dans un support adapté usine construite pot et le feuillage contenue dans un tube acrylique, on peut le voir dans la figure 2. Temps d&#39;exposition typiques peuvent aller de 0,1 à 1 sec utilisant 10-18 keV, et les durées de balayage iront de 5 à 40 min en fonction des paramètres optimisés pour un échantillon particulier. Pour les échantillons de grande taille (typiquement des réseaux xylème des plantes), des analyses de données peuvent êtrecarrelage en répétant la mesure de l&#39;échantillon à des hauteurs différentes, qui est commandé automatiquement, sans soudure, en permettant des coupes en série le long d&#39;une hauteur maximale de l&#39;échantillon de ~ 10 cm. Largeur maximale de l&#39;échantillon lorsque l&#39;imagerie à 4,5 um résolution est de ~ 1 cm pour des échantillons qui sont presque parfait en position verticale. Génération et traitement des données est réalisée en utilisant le protocole ci-dessous. En raison de la différence de x-ray atténuation entre l&#39;air et l&#39;eau, excellent contraste d&#39;image peut être obtenue de plantes sans l&#39;utilisation de solutions de contraste typique des systèmes CT médicaux. La lumière du vaisseau rempli d&#39;air se distingue aisément de la rempli d&#39;eau entourant les tissus des plantes hydratées.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Voir les spécificités énumérées ci-dessus concernant l’équipement à la ligne de faisceau de la source lumineuse avancée 8.3.2</td></tr></tbody></table>

utilisation à haute résolution tomodensitométrie pour visualiser la structure tridimensionnelle et la fonction des vaisseaux sanguins des végétaux

Using High Resolution Computed Tomography to Visualize the Three Dimensional Structure and Function of Plant Vasculature

Haute résolution x-ray tomodensitométrie (TDM-HR) est une technique non destructive d&#39;imagerie diagnostique avec capacité de résolution inférieure au micron qui est maintenant utilisé pour évaluer la structure et la fonction de réseau du xylème des plantes en trois dimensions (3D) (par exemple Brodersen et al . 2010; 2011; 2012a, b). HRCT imagerie est basée sur les mêmes principes que les systèmes médicaux CT, mais une forte intensité de résultats synchrotron source de rayons X à haute résolution spatiale et une diminution du temps d&#39;acquisition d&#39;images. Ici, nous démontrons en détail comment synchrotron à base HRCT (effectué à l&#39;avancée Source lumineuse LBNL-Berkeley, CA, USA) en combinaison avec le logiciel Avizo (VSG Inc, Burlington, MA, USA) est utilisé pour explorer le xylème des plantes dans tissu excisé et plantes vivantes. Ce nouvel outil d&#39;imagerie permet aux utilisateurs de se déplacer au-delà statique traditionnelle, la lumière 2D ou micrographies électroniques et des échantillons d&#39;étude en utilisant des coupes en série virtuels dans n&#39;importe quel plan. Un nombre infini de coupes de tous les c orientationun être effectuées sur le même échantillon, une caractéristique qui est physiquement impossible à l&#39;aide des méthodes de microscopie traditionnels. Les résultats démontrent que HRCT peut être appliqué à la fois les espèces herbacées et ligneuses, et une gamme des organes végétaux (feuilles, pétioles, c.-à-tiges, troncs, racines). Les chiffres présentés ici aider à démontrer à la fois une gamme d&#39;anatomie des plantes vasculaires représentant et le type de détail extraites de bases de données, y compris les analyses HRCT de séquoia (Sequoia sempervirens), noyer (Juglans spp.), Le chêne (Quercus spp.) Et l&#39;érable ( jeunes arbres Acer spp.) aux tournesols (Helianthus annuus), la vigne (Vitis spp.), et les fougères (Pteridium aquilinum et Woodwardia fimbriata). Échantillons excisés et séché à partir des espèces ligneuses sont plus faciles à analyser et généralement d&#39;obtenir les meilleures images. Cependant, des améliorations récentes (c.-à-scans plus rapides et la stabilisation de l&#39;échantillon) ont rendu possble d&#39;utiliser cette technique de visualisation des tissus écologiques (p. ex pétioles) et en plantes vivantes. À l&#39;occasion de rétrécissement des tissus hydratés plantes vertes fera images de flou et les méthodes pour éviter ces problèmes sont décrits. Ces avancées récentes avec HRCT offrir de nouvelles perspectives prometteuses dans la fonction vasculaire des plantes.

Rayonnement synchrotron scans HRCT ont été mis en œuvre avec succès sur une grande variété de tissus végétaux et des espèces en utilisant ligne de lumière 8.3.2 (figure 5), et ont fourni de nouveaux aperçus sur la structure et la fonction du xylème des plantes à une résolution sans précédent en 3D. Les capacités de visualisation et d&#39;exploration prévus par les reconstructions 3D (comme illustré dans les figures 6-8; 1-3) et films permettent de déterminer avec précision l&#39;emplace...

Haute résolution x-ray tomodensitométrie (TDM-HR) est une technique non destructive d&#39;imagerie diagnostique qui peut être utilisée pour étudier la structure et la fonction des vaisseaux des plantes en 3D. Nous montrons comment HRCT facilite l&#39;exploration des réseaux du xylème dans un large éventail de tissus et espèces végétaux.

Utilisation à haute résolution tomodensitométrie pour visualiser la structure tridimensionnelle et la fonction des vaisseaux sanguins des végétaux

High resolution x-ray computed tomography (HRCT) is a non-destructive diagnostic imaging technique with sub-micron resolution capability that is now being ...

L’objectif global de cette procédure est d’utiliser la technologie de microtomographie à rayons X basée sur le synchrotron pour explorer la structure et la fonction du transport vasculaire chez les plantes. Pour ce faire, il faut d’abord préparer les échantillons à installer dans un support de mandrin ou dans le support de plante vivante, en s’assurant que la portion à balayer est aussi verticale que possible et en prenant les mesures physiologiques préliminaires nécessaires. La deuxième étape consiste à placer les échantillons préparés ou les plantes vivantes dans le clapier A LS Beamline 8.3 0.2 et à sécuriser le clapier pour le balayage. Prochain.Une fois l’échantillon correctement positionné, le balayage est lancé. La dernière étape consiste à utiliser les ordinateurs des stations de travail pour normaliser, reconstruire et évaluer la qualité du balayage avant de transmettre les données dans un VISO pour le processus de visualisation 3D. En fin de compte, la microtomographie à rayons X est utilisée pour révéler des détails fins sur les interconnexions et l’état fonctionnel du système vasculaire conducteur d’eau chez les plantes.Le principal avantage de cette technique par rappo

using-high-resolution-computed-tomography-to-visualize-three

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

Contraste amélioré imagerie du petit animal par des navires microCT est un rapide, rentable et à haut débit technique pour...

Imagerie navire Contraste rehaussé utilisant microCT

Visualisation des vaisseaux coronaires est essentielle pour faire progresser notre compréhension des maladies cardio-vasculaires. Nous décrivons ici une méthode pour perfuser murin vasculaire coronaire avec un caoutchouc de silicone radio-opaque (Microfil), en préparation pour les micro-tomographie par ordinateur (μCT) d'imagerie.

Perfusion rétrograde et remplissage de la vascularisation coronaire souris comme préparation à l&#39;imagerie par ordinateur Micro tomographie

Nous fournissons une méthode originale pour améliorer le contraste d’absorption des rayons x des tissus de maïs adapté pour la numérisation de la tomographie microcomputed ordinaire. Basée sur des images de CT, nous présentons un ensemble de flux de traitement d’image pour différents matériaux de maïs extraire efficacement des phénotypes microscopiques des faisceaux vasculaires du maïs.

Techniques de phénotypage micron-échelle de maïs faisceaux vasculaires issu de tomographie à rayons x Microcomputed

L'observation de la distribution d'eau dans le xylisme fournit des informations significatives sur la dynamique du débit d'eau dans les plantes ligneuses. Dans cette étude, nous démontrons l'approche pratique pour observer la distribution d'eau de xylée in situ en utilisant un cryostat et cryo-SEM, qui élimine les changements artifactual dans l'état de l'eau pendant la préparation de l'échantillon.

La distribution d'eau de Xylem dans les usines ligneuses visualisée avec un microscope électronique cryo-scanné

Le but de cette technique est la visualisation ex vivo des réseaux artériels pulmonaires des souris postnatales et adultes précoces par l’inflation pulmonaire et l’injection d’un composé à base de polymère radio-opaque par l’intermédiaire de l’artère pulmonaire. Les applications potentielles pour les tissus moulés sont également discutées.

Moulage vasculaire des poumons de souris postnatales adultes et précoces pour l’imagerie micro-CT

Nous décrivons ici une méthode de visualisation et de quantification des vaisseaux murins des membres postérieurs à l’aide de la tomodensitométrie par micro-rayons X.

Préparation d’échantillons pour la visualisation tridimensionnelle basée sur la tomodensitométrie des vaisseaux murins des membres postérieurs

La micro-tomodensitométrie est un outil non destructif qui permet d’analyser les structures végétales en trois dimensions. Le présent protocole décrit la préparation de l’échantillon pour tirer parti de la micro-CT afin d’analyser la structure et la fonction parasitaires des plantes. Différentes espèces sont utilisées pour mettre en évidence les avantages de cette méthode lorsqu’elle est associée à des préparations spécifiques.

Tirer parti de la micro-tomodensitométrie pour analyser les interactions parasites-plantes et hôtes

Ce protocole présente un pipeline complet pour analyser des échantillons obtenus à partir de cœurs humains qui couvrent les échelles microscopique et macroscopique.

Pipeline pour l’étude anatomique tridimensionnelle multi-échelle du cœur humain

Ici, nous présentons des protocoles optimisés de nettoyage des tissus pour imager l’aorte murine en trois dimensions (3D). Nous décrivons des procédures de pointe pour l’immunomarquage, la clairance optique et l’imagerie dans le but de définir la proximité anatomique du système nerveux périphérique avec les plaques d’athérosclérose et l’adventice dans l’athérosclérose.

Imagerie tridimensionnelle des tissus de l’aorte dans l’athérosclérose

Ce protocole introduit une méthode rapide pour l’imagerie vasculaire tridimensionnelle quantitative à montage entier à l’aide de la microscopie à fluorescence à feuillet de lumière. L’efficacité de la méthode est démontrée à l’aide du système d’artère de l’arc pharyngé du modèle d’embryon de poulet, avec des forces hémodynamiques quantifiées par la dynamique des fluides numérique.

Imagerie rapide à haute résolution de l’ensemble du système vasculaire de petits animaux pour des études quantitatives

Découvrez la tomographie à rayons X haute résolution pour explorer la structure tridimensionnelle et la fonction du système vasculaire des plantes. Cette méthode non destructive révèle les réseaux de xylème avec une précision inégalée.

Utilisation à haute résolution tomodensitométrie pour visualiser la structure tridimensionnelle et la fonction des vaisseaux sanguins des végétaux (Vidéo) | JoVE Journal

Utilisation à haute résolution tomodensitométrie pour visualiser la structure tridimensionnelle et la fonction des vaisseaux sanguins des végétaux

Explorer plus de vidéos