Simultanée électrophysiologique Enregistrement et micro-injections d'agents inhibiteurs dans le cerveau des rongeurs

L’objectif global de cette procédure est de construire une route d’injection abordable pour micro-injecter des neurotransmetteurs dans le colliculus supérieur du rat tout en surveillant l’activité neuronale multi-unités. Pour ce faire, il faut d’abord créer une pipette en verre à l’aide d’un capillaire en verre et d’un extracteur de micro-pipette vertical. La deuxième étape consiste à insérer un fil d’argent dans le capillaire avec une section de fil dépassant de l’extrémité non conique.

Ensuite, de la colle est utilisée pour créer un joint étanche entre la pipette en verre et une aiguille hypodermique. Les dernières étapes consistent à remplir la pipette avec une solution GABA de couleur bleu ciel de Chicago attachée à une micro-seringue remplie d’huile minérale et fixée à un micro-injecteur. En fin de compte, cette construction d’une injection avec des pièces accessibles et abordables peut être utilisée pour inactiver les structures cérébrales profondes tout en enregistrant l’activité neuronale de la zone inactivée avant, pendant et après l’injection d’un médicament.

Cette technique présente quelques avantages par rapport à d’autres méthodes existantes telles que les impulsions de pression à base de gaz et les systèmes d’injection photique. L’une d’entre elles est qu’il s’agit d’une méthode rentable qui permet un contrôle basé sur la fonction de l’administration du médicament, ce qui limite les dommages tissulaires causés par une injection excessive. Un autre avantage qu’offre ce système est une capacité d’enregistrement combinée, qui permet un contrôle efficace de la composante temporelle de la désactivation neuronale.

Pour préparer les pipettes d’injection d’enregistrement, tirez d’abord sur un capillaire de sept centimètres avec un diamètre extérieur d’un millimètre pour un modèle vertical flic. Sept 20 ou unité similaire. Réglez le radiateur sur 18 et le solénoïde sur l’un ensuite, en portant des gants, cassez manuellement la pointe pour faire une ouverture et vérifiez au microscope que le diamètre intérieur est compris entre 30 et 40 micromètres.

Mesurez cela avec la règle du viseur. Il produira une impédance relativement faible de 0,3 à 0,6 méga ohms. Ensuite, à partir de l’extrémité non effilée, insérez un fil d’argent dans la pipette d’environ sept centimètres de long et laissez un à deux centimètres pendre de la pipette.

Pliez ce fil en excès orthogonalement au capillaire. Ensuite, prenez une aiguille hypodermique de calibre 30 et appliquez un adhésif plastique flexible sur la tige. Ensuite, insérez lentement l’aiguille dans la pipette.

Dans la mesure du possible. Ajoutez plus d’adhésif pour créer une étanchéité à la jonction entre la pipette et l’aiguille. Avec la pointe de la pipette vers le haut, laissez sécher l’ensemble pendant environ 12 heures.

Après avoir anesthésié et placé le rat dans un cadre stéréotaxique, appliquez une pommade ophtalmique et rasez-lui la tête. Après avoir appliqué un anesthésique local et confirmé un plan chirurgical d’anesthésie, procédez à l’incision du cuir chevelu le long de la médiane à l’aide d’une lame de scalpel numéro 10. Cela exposera les sutures coronales et sagittales.

Puis à l’aide d’une spatule chirurgicale, identifiez les références anatomiques Lambda et bgma. Ajustez la position de la tête de sorte que ces points de repère soient de niveau dans le même plan horizontal. Puis zéro, une fine aiguille rigide comme un tube de verre sur le bgma.

Ensuite, ajustez la position du tube à un emplacement d’intérêt à l’aide des coordonnées de la bgma. Utilisez le sharpie pour dessiner un carré autour de la zone cible pour la craniotomie. Maintenant, avec la mèche stérilisée chirurgicale, retirez lentement l’os le long des marques.

Commencez par utiliser le moins de pression possible et maintenez la perceuse en mouvement pour éviter les dommages tissulaires induits par la tête dus à la friction lorsque l’os est devenu mince, retirez soigneusement la section carrée avec une pince à épiler. Le Dora MA n’a pas besoin d’être retiré car l’injection le pénétrera à l’avenir. Gardez le cortex exposé irrigué avec du liquide céphalo-rachidien.

Préparez l’injection en remplissant d’abord une seringue de cinq à 10 microlitres d’huile minérale. Ensuite, préparez le médicament d’intérêt avec un colorant dans une solution saline physiologique. Ici, 0,5 % de bleu ciel de Chicago est mélangé à 300 micromolaires de gaba.

Remplissez maintenant la pipette d’injection en chargeant d’abord une seringue d’un millilitre avec une solution préparée, puis en utilisant la seringue pour charger la pipette. Lorsque vous retirez la seringue, maintenez une légère pression sur le piston, afin qu’un vide n’élimine pas la solution de la route d’injection. Vérifiez qu’il n’y a pas de liquide qui s’échappe aux points de fuite possibles.

Tamponnez tout excès de liquide et vérifiez à nouveau s’il n’y a pas de fuite. Maintenant, fixez la seringue micros avec de l’huile minérale à la route d’injection. Essuyez ensuite tout excès de solution.

Avec de la gaze. Vérifiez l’embout d’injection. Il devrait être possible de faire couler de petites gouttes de solution à travers celui-ci, sinon il est bloqué ou maintenant montez en toute sécurité l’injecteur sur un système de micro-pompe.

Ensuite, déplacez la position de la route d’injection vers les coordonnées cibles et abaissez l’électrode jusqu’à la colus supérieure, qui peut être identifiée par l’enregistrement des potentiels évoqués visuels. Pendant que l’électrode est abaissée, appliquez une petite pression positive en appliquant un faible taux d’injection pour éviter le colmatage. Interrompre l’injection lorsque la structure est atteinte.

Après avoir inséré l’injection, couvrez le cortex exposé avec de la gélose chaude pour éviter la dessiccation. Après la mise en place finale de l’électrode, attendez 30 minutes pour permettre la stabilisation du tissu entourant l’électrode. Injectez ensuite 400 à 800 nanolitres de solution à raison de 40 nanolitres par minute jusqu’à une activation de l’activité neuronale dans la colus supérieure, l’électrode devrait montrer une réduction des pointes lors de l’injection de la solution inhibitrice.

Des potentiels évoqués visuellement ont été obtenus dans le col supérieur. Après un flash de 300 millisecondes dans l’œil controlatéral lors de l’injection de gaba, l’activité de pointe en réponse à un stimulus flash a été supprimée pendant 45 à 60 minutes. Lors de cette procédure, il est important de vérifier qu’il n’y a pas de fuites pendant le chargement et de vérifier que la solution médicamenteuse s’écoule librement à travers l’embout d’injection.