Name: Simultanée électrophysiologique Enregistrement et micro-injections dagents inhibiteurs dans le cerveau des rongeurs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 52 s
Description: Apprenez à construire une pipette de verre pour microinjecter des neurotransmetteurs dans le colliculus supérieur du rat tout en enregistrant l'activité neuronale multi-unitaire. Cette méthode abordable permet de surveiller en temps réel l'inactivation des structures cérébrales profondes.

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Financé par des subventions des IRSC (MOP231122) et du CRSNG (RGPIN-2014-06503). Nous tenons à remercier Geneviève Cyr pour son aide dans la préparation des expériences et la supervision des travaux de laboratoire. MAL a reçu une bourse du Conseil de recherches en sciences naturelles et en génie du Canada (CRSNG).

NOTE: Toutes les procédures ont été effectuées en conformité avec les directives du Conseil canadien pour la protection des animaux et de la commission d&#39;examen d&#39;éthique de l&#39;Université de Montréal. 1. Assemblée de la pipette d&#39;enregistrement injection <ol><li> Tirer un capillaire en verre d&#39;environ 7 cm de long (diamètre externe 1 mm) à l&#39;aide d&#39;un extracteur de pipette. </li><li> Casser l&#39;embout du capillaire et vérifier l&#39;ouverture sous un microscope optique. Assurez-vous que le diamètre interne est compris entre 30 um à 40 um. </li><li> Insérer un long fil d&#39;argent de 7 cm dans le capillaire de verre avec environ 1 cm en saillie à partir de l&#39;extrémité non effilée de la pipette en verre. </li><li> Plier l&#39;excès filament perpendiculairement au capillaire de verre. </li><li> Appliquer une goutte de colle de matière plastique souple sur l&#39;arbre d&#39;une aiguille hypodermique 30 G. </li><li> Insérer une aiguille hypodermique 30 G dans la pipette en verre selon les schémas présentés sur la figure 1 </strong&gt;. </li><li> Ajouter un deuxième revêtement de colle pour assurer une bonne étanchéité de la jonction entre la pipette en verre et l&#39;aiguille hypodermique. </li><li> Laissez sécher la pipette avec la pointe vers le haut pendant environ 12 heures pour assurer le bon durcissement de la colle. Le résultat final est représenté sur la Figure 2. </li></ol> NOTE: Cette procédure est effectuée sur des expériences et la stérilisation de la pointe de la pipette aigus est pas nécessaire. 2. Préparation des animaux <ol><li> Placez le rat dans une boîte d&#39;anesthésie. </li><li> Induire une anesthésie à l&#39;aide de 4% d&#39;isoflurane pendant 5 à 10 min. </li><li> Placez l&#39;animal sur une table stéréotaxique avec coussin chauffant et sonde rectale pour maintenir une température corporelle de 37 ° C. Utilisez un cône de nez pour maintenir l&#39;anesthésie avec 2% d&#39;isoflurane. Fixez la tête du rat en utilisant des barres de l&#39;oreille et porte-dents. </li><li> Appliquer une pommade ou collyres ophtalmiques, qui comprennent 1% gouttes d&#39;atropine pour aider à la dilatation de la pupille. Pour prévenir la sécheresse, appliquer baisse de lubrifications environ toutes les 30 min. </li><li> Raser la tête et le nettoyer avec 10% de povidone-iode. </li><li> Pour l&#39;anesthésie locale, d&#39;injecter 0,5 ml de lidocaïne 2% sous le cuir chevelu en 2-3 endroits en soulevant la peau et l&#39;insertion de la pointe de l&#39;aiguille. </li><li> Confirmez niveau adéquat d&#39;anesthésie en effectuant une pincée d&#39;orteil et en observant l&#39;absence de mouvement. En outre, surveiller la fréquence cardiaque à assurer qu&#39;elle est à l&#39;intérieur des valeurs normales (300 à 400 battements / min). </li><li> Inciser le cuir chevelu en ligne droite le long de la médiane avec un n ° 10 lame de scalpel pour exposer à la fois les sutures frontal et sagittal. </li><li> Révéler les points de Lambda et Bregma en écartant le tissu qui recouvre le crâne avec une spatule chirurgicale. </li><li> Niveau de sorte que le crâne positions Bregma et lambda sont sur le même plan. </li><li> Pour définir le point de référence, utiliser un appareil de stéréotaxie avec un tube de verre monté pour le mettre juste au-dessus Bregma. Ce sera le «zéro» pour l&#39;antéro-postérieur et medcoordonne les mesures ial-latérales. </li><li> Réglez le point d&#39;intérêt en déplaçant la monture stéréotaxique les coordonnées nécessaires, notez les coordonnées stéréotaxiques et dessiner un carré autour de la zone cible qui marque où le craniotomie sera effectuée. </li><li> Utilisez une perceuse chirurgicale avec une perceuse stérilisée long de la place marquée lentement sans pression pour retirer lentement la matière osseuse. Veillez à ne pas percer trop longtemps dans la même zone, car il va produire de la chaleur et provoquer des lésions sur le cortex. </li><li> Lorsque l&#39;os délimitant la craniotomie est devenue suffisamment mince, retirez soigneusement la section crânienne avec des pincettes pour exposer le cortex. </li><li> Foire irriguer le cortex exposée avec du liquide céphalo-rachidien artificiel pour éviter la dessiccation du tissu. NOTE: mater élimination Dura est inutile sur le rat que la pointe de l&#39;injectrode est suffisamment solide pour pénétrer. </li></ol> 3. Remplir et le montage du système d&#39;injection <ol><li> Remplissez le5-10 ul microseringue par aspiration avec de l&#39;huile minérale. </li><li> Remplissez l&#39;aiguille hypodermique avec la pipette en verre fixe avec une solution de 0,5% de Chicago Blue Sky (CSB) et 300 um γ-aminobutyrique (GABA) ou une solution de lidocaïne 2% avec 0,5% CSB 9. Diluer toutes les solutions avec une solution saline. <ol><li> Dans le cas d&#39;une substance abondante, remplissez aide d&#39;une seringue régulière et utiliser les techniques habituelles de précaution pour éviter la formation de bulles d&#39;air. </li><li> Dans le cas des substances les plus chers, utiliser de l&#39;huile minérale pour remplir le injectrode et l&#39;agent chimique peut alors être introduit par aspiration. Comme la différence de densité entre l&#39;huile minérale et de l&#39;eau est relativement élevée, cette substance est un bon candidat pour l&#39;injection de solutions aqueuses. REMARQUE: Un colorant peut être ajouté à confirmer la séparation entre les deux liquides. </li></ol></li><li> Pour remplir la pipette d&#39;injection, de remplir une seringue de 1 ml avec la solution par aspiration, puis injecter lentement la solutiondans la pipette d&#39;injection. </li><li> Prêtez une attention particulière pour les fuites dans les régions indiquées dans la figure 1 en frottant ces lieux propres et en observant les fuites en injectant plus lentement la solution avec la seringue. </li><li> Retirez la seringue de 1 ml. Ce faisant, être sûr de garder une légère pression sur le piston de sorte que le vide ne supprime pas la solution de la pipette d&#39;injection. </li><li> Remplissez la microseringue avec de l&#39;huile minérale par aspiration et l&#39;attacher fermement à la pipette d&#39;injection remplie, puis essuyer soigneusement tout excès de solution de la injectrode assemblé avec de la gaze. </li><li> Vérifiez que la pointe ne soit pas bloqué par injection d&#39;un volume très faible, assez pour voir une petite goutte de formation à la pointe de la pipette de verre. </li><li> Montez le injectrode sur le système de micro-pompe et vérifier qu&#39;il est bien fixé. </li><li> Positionner soigneusement la pointe de injectrode les coordonnées de la cible et de réduire la pointe à la surface du cortex. </li><li> Lentement abaisser le injectrOde à l&#39;aide de l&#39;appareil de stéréotaxie à la structure cible (colliculus supérieur dans ce cas) en utilisant les coordonnées anatomiques appropriées. </li><li> Couvrir le cortex exposée avec de l&#39;agar chaud pour éviter la dessiccation du tissu. </li></ol> 4. Injection et inactivation réversible <ol><li> Régler la pompe de micro-injection pour injecter 400 à 800 nl à 40 nl / min et appuyez sur Exécuter pour démarrer l&#39;injection. Notez que le taux de pic connaîtront une réduction lors de l&#39;injection. NOTE: Dans la configuration expérimentale, l&#39;activité neuronale récupéré moins d&#39;une heure après la fin de la prestation de GABA. Tout dispositif mécanique calibré peut être utilisé pour appliquer une pression sur la seringue de micro-injection afin de procéder à l&#39;injection. </li><li> Après l&#39;acquisition des données électrophysiologiques, euthanasier en utilisant une méthode approuvée par la Communauté locale éthique animale. </li></ol>

<ol><li>Martin, J. H., Ghez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+inactivation+in+the+analysis+of+the+central+control+of+movement%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Pharmacological inactivation in the analysis of the central control of movement.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 145-159 (1999).</li>
<li>Ponce, C. R., Hunter, J. N., Pack, C. C., Lomber, S. G., Born, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contributions+of+indirect+pathways+to+visual+response+properties+in+macaque+middle+temporal+area+MT%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+Of+Neuroscience+The+Official+Journal+Of+The+Society+For+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Contributions of indirect pathways to visual response properties in macaque middle temporal area MT.</a> The Journal Of Neuroscience The Official Journal Of The Society For Neuroscience. 31 (10), 3894-3903 (2011).</li>
<li>Lomber, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+advantages+and+limitations+of+permanent+or+reversible+deactivation+techniques+in+the+assessment+of+neural+function%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">The advantages and limitations of permanent or reversible deactivation techniques in the assessment of neural function.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 109-117 (1999).</li>
<li>Malpeli, J., Schiller, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+reversible+inactivation+of+small+regions+of+brain+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A method of reversible inactivation of small regions of brain tissue.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 1 (2), 143-151 (1979).</li>
<li>Lomber, S. G., Payne, B. R., Horel, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cryoloop%3A+an+adaptable+reversible+cooling+deactivation+method+for+behavioral+or+electrophysiological+assessment+of+neural+function%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">The cryoloop: an adaptable reversible cooling deactivation method for behavioral or electrophysiological assessment of neural function.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 179-194 (1999).</li>
<li>Gonzalez-Perez, O., Guerrero-Cazares, H., Quiñones-Hinojosa, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+of+deep+brain+structures+with+microinjections+for+delivery+of+drugs%2C+viral+vectors%2C+or+cell+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Targeting of deep brain structures with microinjections for delivery of drugs, viral vectors, or cell transplants.</a> Journal Of Visualized Experiments. (46), (2010).</li>
<li>Hupé, J., Chouvet, G., Bullier, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+and+temporal+parameters+of+cortical+inactivation+by+GABA%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Spatial and temporal parameters of cortical inactivation by GABA.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 129-143 (1999).</li>
<li>Casanova, C., McKinley, P., Molotchnikofff, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responsiveness+of+Reorganized+Primary+Somatosensory+%28SI%29+Cortex+after+Local+Inactivation+of+Normal+SI+Cortex+in+Chronic+Spinal+Cats%5BTitle%5D)+AND+%22Somatosensory+%26+Motor+Research%22%5BJournal%5D)">Responsiveness of Reorganized Primary Somatosensory (SI) Cortex after Local Inactivation of Normal SI Cortex in Chronic Spinal Cats.</a> Somatosensory & Motor Research. 8 (1), 65-76 (1991).</li>
<li>Malpeli, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+inactivation+of+subcortical+sites+by+drug+injection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Reversible inactivation of subcortical sites by drug injection.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 119-128 (1999).</li>
<li>Minville, K., Casanova, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+frequency+processing+in+posteromedial+lateral+suprasylvian+cortex+does+not+depend+on+the+projections+from+the+striate-recipient+zone+of+the+cat%E2%80%99s+lateral+posterior-pulvinar+complex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Spatial frequency processing in posteromedial lateral suprasylvian cortex does not depend on the projections from the striate-recipient zone of the cat’s lateral posterior-pulvinar complex.</a> Neuroscience. 84 (3), 699-711 (1998).</li>
<li>Diao, Y., Wang, Y., Xiao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Representation+of+the+binocular+visual+field+in+the+superior+colliculus+of+the+albino+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Representation of the binocular visual field in the superior colliculus of the albino rat.</a> Experimental Brain Research. 52 (1), 67-72 (1983).</li>
</ol>

Nous n’avons rien à divulguer.

Le protocole proposé a été conçu pour résoudre les défis découlant de méthodes d&#39;inactivation réversible actuelles. Plus précisément, ce projet vise à affiner les méthodes utilisées pour les micro-injections de substances chimiques modulant l&#39;activité neuronale, en particulier dans les structures profondes du cerveau. Un défi technique émergente de ce type de configuration est la nécessité pour les deux sondes pour être colocalisés dans le même espace restreint in vivo afin d&#39;en tirer des enregistre...

L&#39;inactivation des aires corticales et les noyaux sous-corticales est important dans l&#39;étude des relations fonctionnelles entre les différentes structures cérébrales 4.2. La littérature récente a employé des techniques cryogéniques chimique ou la perte de fonction d&#39;étudier le rôle des structures cérébrales 2,5. En ce qui concerne les micro-injections pharmacologiques, de petites quantités de médicaments peuvent être administrés dans une région du cerveau à une vitesse contrôlée, tout en minimisant les dommages collatéraux au tissu environnant de 6,7. Cette technique peut être utilisée pour délivrer des agonistes spécifiques, agonistes inverses ou antagonistes pour étudier l&#39;effet des différentes cibles pharmacologiques sur l&#39;activité neuronale. Ces effets peuvent également être étudiés en mesurant les changements dans les réponses neuronales à partir d&#39;emplacements éloignés, permettant aux chercheurs d&#39;étudier les relations entre les différentes structures corticales et sous-corticales. Ici, nous démontrons l&#39;assemblage d&#39;un appareil, le injectrode, capable de boe l&#39;enregistrement de signaux électrophysiologiques et délivrer de petites quantités de drogues à l&#39;emplacement cible. Nous démontrons les capacités de ce système en injectant GABA, un inhibiteur de l&#39;activité neuronale commune, chez le rat colliculus supérieur. Cette région est sensible à la stimulation visuelle, qui nous a permis d&#39;utiliser l&#39;activité multiunit évoqué visuellement pour confirmer injectrode localisation. La réversibilité de l&#39;inactivation a été évaluée par la récupération de l&#39;activité neuronale normale après la fin de l&#39;injection GABA. La capacité de surveiller l&#39;activité multi-unité à partir du site d&#39;injection permet le réglage fin des débits d&#39;injection et les volumes nécessaires pour atteindre la réponse pharmacodynamique souhaitée. Par conséquent, un avantage de cette technique est le potentiel de limitation de dommages aux tissus causés par microperfusion, étant donné que les volumes effectifs plus petits sont injectés. Le protocole proposé offre une méthode rentable pour générer le nécessa matériel jetabley pour les expériences conducteurs où la livraison de la drogue et de l&#39;enregistrement de l&#39;activité neuronale locale est souhaitée.

<table><tbody><tr><td>Pompe d’injection (UltraMicroPump III)</td><td>WPI</td><td>#UMP3</td><td></td></tr><tr><td>Console d’injection (Micro4 Controller)</td><td>WPI</td><td>#SYS-MICRO4</td><td></td></tr><tr><td>Seringue Hamilton</td><td>Hamliton</td><td>(80301) 701LT 10 &micro ; L</td><td>Seringues SYR entre 5 et 10 &mu ; l</td></tr><tr><td>utilisé Adhésif plastique souple</td><td>Lepage</td><td>393915</td><td>La forme gel est plus facile à appliquer sur la tige du 30&nbsp ; G Aiguille hypodermique formant un joint étanche à l’état sec.</td></tr><tr><td>Pipettes en verre</td><td>WPI</td><td>#TW100F-4</td><td>Paroi mince, 1&nbsp ; mm OD, 0,75&nbsp ; mm ID avec pipettes à filament utilisées</td></tr><tr><td>720 Extracteur de pipette à aiguille</td><td>Kopf</td><td>720</td><td></td></tr><tr><td>Fil d’argent</td><td>A-M Systems, Inc.</td><td>782500</td><td>Nu 0,010 po</td></tr></tbody></table>

simultanée électrophysiologique enregistrement et micro-injections d&#39;agents inhibiteurs dans le cerveau des rongeurs

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Nous décrivons ici une méthode pour la construction d&#39;un usage unique &quot;injectrode&quot; en utilisant des pièces commercialement accessibles et abordables. Un système de palpage est développé qui permet l&#39;injection d&#39;un médicament lors de l&#39;enregistrement de signaux électrophysiologiques à partir de la population neuronale affectée. Cette méthode offre une alternative simple et économique à des solutions commerciales. Une pipette de verre a été modifié en le combinant avec une aiguille hypodermique et un filament d&#39;argent. Le injectrode est attaché à la pompe de microseringue commerciale pour la livraison de la drogue. Cela se traduit par une technique qui fournit en temps réel par réaction de la pharmacodynamique à unités multiples signaux extracellulaires provenant du site d&#39;administration de médicament. Comme une preuve de concept, nous avons enregistré l&#39;activité neuronale du colliculus supérieur provoquée par des éclairs de lumière chez les rats, en concomitance avec la livraison de médicaments à travers la injectrode. La capacité d&#39;enregistrement d&#39;injectrode permet la caractérisation fonctionnelle de la injsite de réflexion favorisant un contrôle précis sur la localisation de l&#39;administration de médicaments. L&#39;application de cette méthode étend également bien au-delà ce qui est démontré ici, comme le choix de la substance chimique chargé dans le injectrode est vaste, y compris le tracé des marqueurs pour les expériences anatomiques.

La construction de la injectrode est illustré sur la figure 1. Un fil d&#39;argent (C) est introduit dans une pipette en verre (D) avec une portion pliée du fil et faisant saillie hors de l&#39;ouverture. Une aiguille de 30 G (B) est fixé et scellé à l&#39;ouverture de la pipette en verre avec de la colle. Après la pipette a été rempli avec la substance d&#39;injection, un micro-seringue en verre (A) est fixé à l&#39;aiguille. Il est important qu&#39;il y ait une bonne étanchéité lorsque le micro sering...

Ici, nous fabriquons une pipette en verre avec une double fonction : l’inhibition des structures cérébrales profondes par des micro-injections de médicaments et le suivi en temps réel de leurs effets grâce à des enregistrements électrophysiologiques simultanés.

Simultanée électrophysiologique Enregistrement et micro-injections d&#39;agents inhibiteurs dans le cerveau des rongeurs

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

L'objectif général de cette procédure est de concevoir une canule d'injection abordable permettant d'injecter des neurotransmetteurs par microinjection dans le colliculus supérieur du rat tout en enregistrant l'activité neuronale multi-unitaire. Cette opération s'effectue en deux étapes : premièrement, la fabrication d'une pipette en verre à l'aide d'une capillaire en verre et d'un tireur de micropipettes vertical ; deuxièmement, l'insertion d'un fil d'argent dans la capillarité, une section du fil dépassant par l'extrémité non effilée.Ensuite, un adhésif est utilisé pour créer un joint étanche entre la pipette en verre et une aiguille hypodermique. Les étapes finales consistent à remplir la pipette avec une solution de GABA colorée en bleu ciel de Chicago, raccordée à une microsyringe remplie d'huile minérale et fixée à un micro-injecteur. En définitive, cette conception d'un dispositif d'injection composé de pièces accessibles et abordables peut être utilisée pour inactiver des structures cérébrales profondes tout en enregistrant l'activité neuronale de la zone inactivée avant, pendant et après l'injection d'un médicament.Plusieurs avantages distinguent cette technique des autres méthodes existantes, telles que les impulsions de pression gazeuse et les systèmes d'injection photique. L'un de ces avantages est qu'il s'agit d'une méthode économique permettant un contrôle fonctionnel de la délivrance du médicament, limitant ainsi les lésions tissulaires provoquées par une sur-injection. Un autre avantage offert par ce système est une capacité d'enregistrement combinée, permettant un contrôle efficace de la composante temporelle de la désactivation neuronale.Pour préparer les pipettes d'injection d'enregistrement, tirez d'abord une capillaire de sept centimètres avec un diamètre externe d'un millimètre sur un appareil vertical de modèle Cop 720 ou similaire. Réglez le chauffage sur 18 et le solénoïde sur 1. Ensuite, portant des gants, cassez manuellement la pointe pour créer une ouverture et vérifiez au microscope que le diamètre interne se situe entre 30 et 40 micromètres.Mesurez cela à l’aide de la règle du viseur. Cela produira une impédance relativement faible de 0,3 à 0,6 mégohms. Ensuite, à partir de l’extrémité non conique, insérez un fil d’argent dans la pipette sur une longueur d’environ sept centimètres, en laissant dépasser un à deux centimètres du fil hors de la pipette.Courbez ce surplus de fil orthogonalement par rapport au capillaire. Ensuite, prenez une aiguille hypodermique de calibre 30 et appliquez un adhésif plastique souple sur la tige. Insérez ensuite lentement l'aiguille dans la pipette.Au maximum possible. Ajouter plus d'adhésif pour créer un joint étanche au niveau de la jonction entre la pipette et l'aiguille. Avec la pointe de la pipette orientée vers le haut, laisser l'ensemble sécher pendant environ 12 heures.Après avoir anesthésié le rat et l’avoir placé dans un cadre stéréotaxique, appliquez un onguent ophtalmique et rasez-lui entièrement la tête. Après l’application d’un anesthésique local et la confirmation d’un niveau chirurgical d’anesthésie, procédez à l’incision du cuir chevelu le long de la ligne médiane à l’aide d’un bistouri de taille 10. Cela permettra d’exposer les sutures coronale et sagittale.Ensuite, à l’aide d’une spatule chirurgicale, identifier les repères anatomiques Lambda et bgma. Ajuster la position de la tête afin que ces points de repère soient alignés au même niveau dans un plan horizontal. Puis, positionner à zéro un fin pointeur rigide, tel qu’un tube en verre, sur le bgma.Ensuite, ajustez la position du tube à un emplacement d'intérêt en utilisant les coordonnées provenant du bgma. Utilisez le marqueur pour dessiner un carré autour de la zone cible destinée à la craniotomie. Puis, à l’aide de la perceuse stérilisée chirurgicale, retirez lentement l’os le long des marques.Commencez par exercer le moins de pression possible et maintenez le foret en mouvement afin d'éviter les lésions tissulaires induites par la chaleur due au frottement lorsque l'os devient mince ; retirez soigneusement la section carrée à l’aide de pinces. La Dora MA n’a pas besoin d’être retirée, car l’injection la pénétrera par la suite. Maintenez le cortex exposé irrigué avec du liquide céphalorachidien.Préparez l'injection en remplissant d'abord une seringue de cinq à dix microlitres avec de l'huile minérale. Ensuite, préparez le médicament d'intérêt avec un colorant dans du sérum physiologique. Ici, 0,5 % de bleu Chicago sky est mélangé avec 300 micromolaire de GABA.Remplissez maintenant la pipette d'injection en chargeant d'abord une seringue d'un millilitre avec une solution préparée, puis en utilisant la seringue pour charger la pipette. Lorsque vous retirez la seringue, maintenez une légère pression sur le piston afin qu'un vide ne retire pas la solution du canal d'injection. Vérifiez la présence de fuite de liquide aux points susceptibles de fuir.Épongez tout liquide en excès et vérifiez à nouveau les fuites. Fixez ensuite la microsyringe contenant de l'huile minérale au canal d'injection. Essuyez ensuite toute solution en excès.Avec de la gaze. Vérifiez la pointe d'injection. Il doit être possible de faire passer de petites gouttes de solution à travers celle-ci ; sinon, elle est obstruée ou alors fixez fermement l'injecteur à un système de pompe micro.Ensuite, déplacez la position de l'aiguille d'injection aux coordonnées cibles et abaissez l'électrode vers le colliculus supérieur, qui peut être identifié par l'enregistrement des potentiels évoqués visuels. Pendant la descente de l'électrode, appliquez une légère pression positive en effectuant une injection à faible débit afin d'éviter tout colmatage. Interrompez l'injection lorsque la structure est atteinte.Après l'insertion de l'injection, recouvrez le cortex exposé avec de l'agar chaud pour éviter la dessiccation. Après le positionnement final de l'électrode, attendez 30 minutes afin de permettre la stabilisation du tissu environnant l'électrode. Ensuite, injectez de 400 à 800 nanolitres de solution à un débit de 40 nanolitres par minute jusqu'à une activation de l'activité neuronale dans le colliculus supérieur ; l'électrode doit alors montrer une réduction des pics durant l'injection de la solution inhibitrice.Des potentiels évoqués visuels ont été obtenus dans le colliculus supérieur. Après un éclair de 300 millisecondes appliqué à l’œil controlatéral lors de l’injection de GABA, l’activité en pointes en réponse à un stimulus lumineux a été supprimée pendant 45 à 60 minutes. Lors de cette procédure, il est important de vérifier la présence de fuites pendant le chargement et de s’assurer que la solution du médicament s’écoule librement à travers l’extrémité d’injection.

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JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Nous avons développé une méthode pour l'imagerie simultanée par résonance magnétique fonctionnelle et l'enregistrement électrophysiologique dans le cerveau de rongeurs, en fournissant une plateforme pour l'étude de la relation entre l'activité neuronale et le niveau d'oxygénation du sang dépendantes (BOLD) du signal IRM.

IRMf simultanées et l&#39;électrophysiologie dans le cerveau de rongeurs

Une procédure est décrite pour la manipulation de l'activité du cortex cérébral neurones pyramidaux optogenetically tandis que l'électroencéphalogramme, électromyogramme, et la concentration de lactate cérébral sont surveillés. Enregistrements expérimentaux sont effectués sur les câbles attachés-souris tandis qu'ils subissent spontanément veille / sommeil cycles. Optogenetic matériel est assemblé dans notre laboratoire, le matériel d'enregistrement est disponible dans le commerce.

Électroencéphalographie simultanée, en temps réel Mesure de la concentration de lactate et manipulation optogenetic de l&#39;activité neuronale dans le cortex cérébral des rongeurs

Ce protocole décrit l’assemblage et l’utilisation d’un injectrode pour une administration précise de médicament dans des régions cérébrales ciblées d’un rat anesthésié, suivie d’une surveillance de l’activité neuronale par des signaux électriques enregistrés.

Micro-injection de médicament avec enregistrement électrophysiologique dans le cerveau d’un rat

Cette vidéo montre la procédure détaillée de préparation d’un rat anesthésié pour les enregistrements électrophysiologiques de l’activité cérébrale à partir de plusieurs sites. Le cuir chevelu est disséqué pour accéder au crâne, et des trous sont percés à des endroits précis pour installer et fixer les électrodes. Des électrodes à microfils de tungstène sont ensuite insérées à l’endroit ciblé pour enregistrer les données.

Enregistrements électrophysiologiques in vivo d’activités cérébrales provenant de plusieurs sites chez le rat

La vidéo démontre l’enregistrement électrophysiologique simultané de plusieurs régions du cerveau chez un rat à l’aide d’un réseau de micro-entraînement intégratif. Des électrodes d’enregistrement sont placées dans le bulbe olfactif, des électrodes de référence dans le cortex frontal et des électrodes de micro-réseau d’entraînement dans l’hippocampe. Le rat est autorisé à se nourrir librement, et l’enregistrement simultané de toutes les électrodes implantées est enregistré à l’aide du réseau.

Procédé de micro-réseau d’entraînement pour l’enregistrement électrophysiologique de plusieurs régions du cerveau

Cette vidéo montre la procédure d’enregistrement simultané d’électroencéphalographie (EEG) co-localisée et de potentiels de champ local (LFP) chez un rat anesthésié. Le processus consiste à préparer le rat et à fixer des électrodes stimulantes à ses coussinets de moustaches. Une électrode EEG araignée est placée sur le crâne du rat pour les mesures EEG de surface. Dans le même temps, une microélectrode multicanal est insérée dans une région spécifique du cerveau à travers un trou de bavure dans...

Enregistrements simultanés d’électroencéphalographie et de potentiel de champ local chez un rat anesthésié

Source : Lai, J., et al. Enregistrement électrophysiologique simultané et micro-injections d’agents inhibiteurs dans le cerveau des rongeurs. J. Vis. Exp. (2015)Cette vidéo démontre une technique basée sur la micro-injection pour l’enregistrement neuronal simultané et l’inhibition dans le colliculus supérieur du rat. La procédure implique un ciblage stéréotaxique, un forage du crâne et l’insertion d’un injectrode, qui délivre un neurotransmetteur inhibiteur tout en enregistrant l’activité...

Inhibition de l’activité neuronale et sa détection par électrophysiologie chez le rat

Nous présentons des méthodes de construction d’électrodes pour enregistrer simultanément l’activité neuronale extracellulaire et libérer plusieurs substances neuroactives au voisinage des sites d’enregistrement chez les souris éveillées. Cette technique permet l’analyse détaillée des entrées synaptiques locales présumées vers le neurone d’intérêt.

Extracellulaires enregistrement de l&#39;activité neuronale Combiné avec Microiontophoretic Application des substances neuroactifs chez la souris Awake

Ce protocole décrit une méthode simple pour l’enregistrement simultané de co localisée électroencéphalographie (EEG) et multi-laminaire champ local potentiel chez un rat anesthésié. Un trou foré dans le crâne pour l’insertion d’une microélectrode est montré pour produire une distorsion négligeable du signal EEG.

Enregistrement simultané d’électroencéphalographie co localisée et le potentiel de champ Local dans rongeurs

Nous illustrons comment effectuer une modulation électrique et d’enregistrement de l’activité épileptiforme induite par la 4-aminopyridine dans des tranches de cerveau de rongeurs à l’aide de matrices de microélectrodes. Une chambre d’enregistrement personnalisé maintient le tissu viabilité tout au long des sessions expérimentales prolongées. Cartographie de l’électrode en direct et sélection des paires stimulants sont effectuées par une interface utilisateur graphique personnalisée.

Enregistrement et Modulation de l’activité épileptiforme dans des tranches de cerveau rongeur couplé aux baies de microélectrodes

Nous présentons un système de micro-injectrode conçu pour l'électrophysiologie et la livraison assistée de sondes expérimentales (c.-à-d. nanocapteurs, microélectrodes), avec perfusion de drogue facultative. Les composants microfluidiques largement disponibles sont couplés à une canule contenant la sonde. Un protocole étape par étape pour la construction de microinjectrode est inclus, avec des résultats pendant l'infusion de muscimol dans le cortex macaque.

Système de micro-injectrode pour l'infusion combinée de drogue et l'électrophysiologie

Apprenez à construire une pipette de verre pour microinjecter des neurotransmetteurs dans le colliculus supérieur du rat tout en enregistrant l'activité neuronale multi-unitaire. Cette méthode abordable permet de surveiller en temps réel l'inactivation des structures cérébrales profondes.

Simultanée électrophysiologique Enregistrement et micro-injections d'agents inhibiteurs dans le cerveau des rongeurs

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