Name: Microfluidique Buffer Exchange pour sans interférence Micro / Nanoparticules ingénierie cellulaire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-10T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 27 s
Description: Apprenez la purification microfluidique à haut débit pour séparer les nanoparticules libres des cellules ingénierisées. Cette méthode par micro-inertie facilite la médecine régénérative.

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Le don de cellules THP-1 du Dr Mark Chong et l’aide en microfabrication du Dr Yuejun Kang et du Dr Nishanth V. Menon (École de génie chimique et biomédical, Université technologique de Nanyang) ont été grandement reconnus. Ce projet a été financé par NTU-Northwestern Institute of Nanomedicine (Nanyang Technological University). H.W.H. a été soutenu par la bourse postdoctorale de la Lee Kong Chian School of Medicine (LKCMedicine).

1. Nanoparticules (NPs) Étiquetage des Cellules souches mésenchymateuses et monocytes <ol><li> Les cellules souches mésenchymateuses de la culture (MSC) dans un milieu de Eagle modifié par Dulbecco (DMEM) supplémenté avec 10% de sérum fœtal bovin (FBS) et des antibiotiques à ≥80% de confluence avant l&#39;étiquetage. De même, la culture des cellules THP-1 (ATCC) à Roswell Memorial Institute Park (RPMI) 1640 complété avec 10% de FBS à une densité de ~ 10 6 cellules / ml. </li><li> NPs de silice de charge (~ 500 um) avec une solution de colorant calcéine (200 uM) en utilisant une nuit d&#39;agitation. Fabriquez PLGA-calcéine AM (CAM) en utilisant un protocole décrit précédemment. 22 <ol><li> Dissoudre 250 pg CAM et 100 mg de PLGA (50:50) dans le chloroforme à 4 ° C. </li><li> Générer NPs d&#39;émulsion unique en utilisant un homogénéisateur à grande vitesse (13600 xg, 60 sec) à la température ambiante. Evaporer le chloroforme dans une hotte chimique (≥3 h) avant la collecte par centrifugation (3400 xg pendant 5 min), le lavage (DISTI doubleseau remplie), la lyophilisation et le stockage dans -20 ° C. </li></ol></li><li> Incuber CAM-PLGA IP (1 mg) ou IP de silice calcéine (150 pg) dans le poly-L-lysine (PLL), solution à 0,01% à la température ambiante pendant 15 - 20 min. </li><li> Centrifuger à 3400 xg pendant 5 min pour éliminer le surnageant PLL en excès avant la remise en suspension NPs dans 1 ml de milieu de culture respective. </li><li> Incuber les NPs avec des cellules (MSCS ou THP-1, ~ 1 - 2 x 10 6 cellules au total) pendant environ 24 heures (0,1 mg · concentration ml -1 étiquetage). </li><li> Se dissocie et récolter les cellules souches mésenchymateuses adhérentes marquées à l&#39;aide de 2 ml de trypsine à 0,25% (5 min, 37 ° C) et étancher avec 6 ml de DMEM. Centrifuger les cellules à (1000 xg, 4 min) et remise en suspension à une concentration de 10 5 - 10 6 cellules / ml pour le traitement microfluidique. Utiliser marqués cellules THP-1 (10 5 - 10 6 cellules / ml) directement pour la purification de la microfluidique. </li></ol> 2. microfluidique Préparation de l&#39;appareil <ol><li> Fabrication de périphériques <ol><li> Fabriquer le dispositif microfluidique en spirale (500 um (w) x 115 um (h)) avec le polydiméthylsiloxane (PDMS) à partir d&#39; un kit commercial en utilisant des étapes de lithographie douce standard. 23 </li><li> Mélanger 30 g de prépolymère de base et 3 g agent de durcissement à fond dans un bateau de pesage. Dégazer le mélange dans un dessicateur pendant 60 min pour éliminer les bulles d&#39;air. </li><li> Verser le mélange PDMS sur le moule maître de la plaquette de silicium à motif avec la conception du canal en spirale avec précaution à une hauteur de environ 5 - 10 mm. </li><li> Dégazer le mélange sous vide dessicateur pendant 60 min à nouveau pour éliminer les bulles d&#39;air. Répétez le processus jusqu&#39;à ce que toutes les bulles sont éliminées. </li><li> Cure le mélange PDMS dans un four C 80 ° pendant 2 heures jusqu&#39;à ce que le PDMS est réglé. Vérifiez que la plaquette est pas incliné lors de la cuisson pour avoir une hauteur de périphérique constante. </li><li> Découpez le dispositif en spirale PDMS en utilisant un scalpel et éplucher soigneusement la dalle PDMS du moule maître. </li><li> Trim les bords de l&#39;appareil avec un scalpel pour assurer que la surface lisse pour le collage. </li><li> Poinçonner deux trous (1,5 mm) pour les entrées et deux trous (1,5 mm) pour les sorties de l&#39;appareil PDMS à l&#39;aide d&#39;une biopsie perforateur 1,5 mm. </li><li> Laver l&#39;appareil avec de l&#39;isopropanol (IPA) pour enlever les débris et sécher l&#39;appareil dans un four à 80 ° C pendant 5 min. </li><li> Nettoyer la surface inférieure du dispositif de PDMS (avec des caractéristiques de canal) en utilisant du ruban adhésif. </li><li> Nettoyer un côté d&#39;une lame de verre (2 &quot;par 3&quot;) en utilisant du ruban adhésif. </li><li> Placez soigneusement et d&#39;exposer les surfaces nettoyées du dispositif de PDMS et lame de verre dans la chambre d&#39;un nettoyeur à plasma et les soumettre à vide pendant 60 sec. Ensuite, allumer la puissance du plasma au maximum et abaisser la pression de la chambre jusqu&#39;à ce que la chambre devient rose en couleur. <ol><li> Exposer les surfaces à plasma d&#39;air pendant 60 secondes. Le plasma crée des espèces réactives sur les surfaces exposées des PDMS et du verre qui permet une liaison étanche lorsqu&#39;elle est mise en physical contact. Coupez l&#39;alimentation de plasma et de libérer la pression du nettoyeur à plasma pour récupérer la lame de l&#39;appareil et le verre. </li></ol></li><li> Coller le dispositif de PDMS et lame de verre en pressant ensemble les surfaces exposées au plasma hermétiquement et faire en sorte que l&#39;absence de bulles sont piégées entre les deux surfaces. </li><li> Chauffer le dispositif lié à l&#39;aide d&#39;une plaque fixée à 80 ° C pendant 2 heures pour renforcer la liaison. </li></ol></li><li> Fonctionnement de l&#39; appareil <ol><li> Coupez deux morceaux de tube (1,52 mm OD) de ~ 15 - 20 cm pour les seringues d&#39;entrée et de joindre un embout de la seringue (jauge 23) sur une extrémité de chaque tube. </li><li> Coupez deux morceaux de tube (1,52 mm OD) de ~ 5 - 10 cm pour les sorties et fixer aux trous de sortie du dispositif PDMS. </li><li> Avant l&#39;exécution de l&#39;échantillon, le premier dispositif manuellement avec une seringue contenant 70% d&#39;éthanol jusqu&#39;à ce qu&#39;il coule hors de la tubulure de sortie. Laisser reposer l&#39;éthanol pendant 30 s à 1 min pour stériliser l&#39;appareil. </li><li> Charger 30 ml de filtre(0,2 um pores) du tampon de gaine (tampon phosphate salin (PBS) contenant 0,1% de sérumalbumine bovine (BSA)) dans la seringue de 60 ml et fixer la seringue sur une pompe à seringue. Réglez la pompe pour les paramètres corrects (taille de seringue: 60 ml, Volume: 60 000 pi). Remarque: L&#39;addition de BSA PBS est de minimiser la liaison cellule-cellule et la liaison non spécifique entre les cellules et le dispositif de PDMS. </li><li> Charge 3 ml de cellules marquées dans la seringue de 3 ml et fixer la seringue sur une pompe à seringue séparée. Réglez la pompe pour les paramètres corrects (taille de seringue: 3 ml, Volume: 3000 pi). </li><li> Vérifiez qu&#39;il n&#39;y a pas de bulles d&#39;air piégées dans les seringues pour assurer un flux stable. Éliminer les bulles d&#39;air en éjectant doucement quelques gouttes de liquide hors de la buse. </li><li> Connecter les conseils d&#39;entrée de seringue et un tube pour les seringues, et les insérer dans les entrées respectives du dispositif (gaine et entrée de l&#39;échantillon). Assurez-vous qu&#39;il n&#39;y a pas de bulles le long du tube. </li><li> Monter les dispositifs sur un invertied microscope à contraste de phase pour l&#39;imagerie en temps réel durant le processus de tri cellulaire. </li><li> Fixer un petit bécher de déchets et deux tubes de 15 ml à proximité de l&#39;appareil sur la platine du microscope en utilisant des adhésifs. </li><li> Placer les tubes de sortie dans le bécher de déchets. </li><li> Réglez le rapport d&#39;écoulement pour l&#39;échantillon de tampon de gaine à 1:10 et démarrer les deux pompes à seringue pour amorcer le processus de tri (Exemple: min pour seringue d&#39;échantillon et 1200 ul min pour la gaine seringue 120 pi / /; la vitesse d&#39;écoulement du canal ~ 0,38 m / sec ). </li><li> Faire fonctionner l&#39;appareil pendant 1,5 min pour le débit se stabiliser. Cela peut être confirmé par la présence de cellules inertially ciblées près de la paroi interne canal sous champ lumineux avec un contraste de phase en utilisant une caméra à haute vitesse (~ 5000 - 10.000 images par seconde (fps), le temps d&#39;exposition: 10-50 microsecondes). </li><li> Positionner les tubes de sortie dans les différents tubes pour recueillir les éluats de la sortie de la cellule et à la sortie des déchets. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

La technologie de purification des cellules DFF décrit ici permet une séparation rapide et continue de cellules marquées d&#39;une manière à haut débit. Cette approche de séparation est idéale pour un grand volume d&#39;échantillon élevé ou le traitement des échantillons de concentration cellulaire, et est meilleure que la filtration à membrane à base conventionnelle qui est sujette à l&#39;encrassement, après une utilisation prolongée. De même, la séparation magnétique basée sur l&#39;affinité nécessite des étapes d&#3...

Ingénierie des cellules par l&#39; agent chargé des micro / nanoparticules (NP) est une méthode sans intégration, et polyvalent simple, génomique pour améliorer la capacité de bioimagerie et d&#39; augmenter / compléter ses propriétés thérapeutiques indigènes en médecine régénérative. 1-3 modifications cellulaires sont atteints par l&#39; étiquetage de la membrane plasmique ou le cytoplasme avec une concentration supérieure à NPs __gVirt_NP_NN_NNPS&lt;__ agents chargés pour saturer les sites de liaison. Cependant, un inconvénient majeur de cette méthode est que les quantités importantes de particules libres restant en solution après les processus d&#39;étiquetage des cellules, ce qui peut potentiellement confondre l&#39; identification précise des cellules de particules-ingénierie ou compliquer les résultats thérapeutiques. 4,5 En outre, l&#39; exposition aux NPs contenant transformatrice agents (facteurs de croissance, corticoïdes, etc.) à trop forte concentration peut causer la cytotoxicité et l&#39; exposition mal dirigée peut induire des conséquences inattendues sur les cellules non-cibles. Même comprenant des supports particulaires of matériaux &quot;biocompatibles&quot; [par exemple, le poly (acide co-glycolique), PLGA] peuvent inciter les réponses des cellules immunitaires puissantes dans certaines conditions ainsi. 6 Ceci est particulièrement risquée chez les personnes souffrant d&#39;une déficience de l&#39; immunité (par exemple, la polyarthrite rhumatoïde) qui potentiellement retards clairance systémique de nanoparticules. 7 Ainsi, une élimination efficace des particules libres avant l&#39;introduction de cellules de particules conçu est d&#39; une grande importance pour réduire au minimum le profil de toxicité et de réduire l&#39; exposition mal acheminés aux particules d&#39;agent chargé in vivo. Classique centrifugation à gradient est souvent utilisée pour séparer les cellules modifiées à partir de particules libres, mais est laborieux et exploité en mode par lots. En outre, les contraintes de cisaillement subies par les cellules lors de centrifugation à grande vitesse et les constituants du milieu de gradient de densité peut compromettre l&#39; intégrité des cellules et / ou le comportement des cellules influence. 8 microfluidique est une alternative intéressante avec sevles technologies de séparation , y compris plu- déplacement latéral déterministe (DLD) 9, dieletrophoresis 10,11 et acoustophorèse 12 développé pour les petites particules de séparation et les applications d&#39;échange de tampon. Cependant, ces méthodes souffrent d&#39; une faible débit (1-10 pi · min - 1) , et sont sujettes à des problèmes de colmatage. séparations actives telles que les méthodes basées sur diélectrophorèse nécessitent également des différences dans les phénotypes cellulaires diélectrophorétique intrinsèques ou des étapes de marquage des cellules supplémentaires pour atteindre la séparation. Une approche plus prometteuse consiste à microfluidique inertielle - la migration latérale des particules ou des cellules à travers rationalise de se concentrer sur des positions distinctes en raison de forces de portance dominantes (F L) à haute nombre de Reynolds (Re) 13 En raison de ses conditions d&#39;écoulement élevées et la résolution de taille supérieure. , il a souvent été exploitée pour des applications d&#39;échange basés sur la taille de séparation des cellules 14,15 et tampon. 16-18 However, la performance d&#39;échange de tampon reste pauvre avec une solution contaminant ~10-30% comme les cellules séparées restent généralement à proximité de la frontière entre des solutions originales et de nouveaux tampons. 16-18 Plus important encore , la distribution de taille des cellules cibles doit être similaire pour atteindre inertielle mise au point précise et la séparation de la solution tampon initiale qui pose un problème particulier dans le traitement des types de cellules hétérogènes telles que la taille des cellules souches mésenchymateuses (CSM). 19 Nous avons déjà mis au point une nouvelle technique cellule microfluidique inertielle de tri appelé Dean flux Fractionnement (DFF) pour isoler les cellules tumorales circulantes (CTC) 20 et les bactéries 21 du sang entier en utilisant un 2-entrée, dispositif de microcanaux spirale 2-sortie. Dans ce protocole vidéo, nous allons décrire le processus de cellules d&#39;étiquetage THP-1 (lignée humaine de cellules de leucémie monocytaire aiguë) suspension monocytes (~ 15 um) et MSCs (10-30 um) avec calcéine-lNPs oaded, suivie par la fabrication et le fonctionnement du microdispositif en spirale FFD pour la récupération efficace des cellules marquées et l&#39; élimination des IP non liées. 22 Cette stratégie unique de purification de l&#39; étape permet la récupération en continu de suspension marqué et les cellules adhérentes en suspension dans une solution tampon frais sans centrifugation. En outre, il peut traiter jusqu&#39;à 10 millions de cellules · ml -1, une densité de cellules qui se prêtent à des applications en médecine régénérative.

<table><tbody><tr><td><fortes>lignées cellulaires & Milieux </fortes></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cellules souches mésenchymateuses (CSM)</td><td>Lonza</td><td>PT-2501</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco' Eagle modifié' s medium (DMEM)</td><td>Lonza</td><td>12-614F</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovin Serum (FBS)</td><td>Gibco</td><td>10270-106</td><td></td></tr><tr><td>Cellules monocytaires THP-1 (THP-1)</td><td>ATCC</td><td>TIB-202</td><td></td></tr><tr><td>Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 media</td><td>Lonza</td><td>12-702F</td><td></td></tr><tr><td>Réactifs & Matériaux</fort></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.01 % poly-L-lysine (PLL)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P8920</td><td></td></tr><tr><td>Seringue 3 ml</td><td>BD</td><td>302113</td><td>Seringue 3 ml Luer-Lock</td></tr><tr><td>Seringue 60 ml</td><td>BD</td><td>309653</td><td>Seringue 60 ml Luer-Lock</td></tr><tr><td>Albumine sérique bovine (BSA)</td><td>Biowest</td><td>P6154-100GR</td><td></td></tr><tr><td>Calcein, AM (CAM)</td><td>Life Technologies</td><td>C1430</td><td></td></tr><tr><td>Calcein</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C0875</td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>Fisher Chemical</td><td>#P/7507/17</td><td>HPLC Grade 2,5 L</td></tr><tr><td>Saline tamponnée au phosphate (PBS)</td><td>Lonza</td><td>17-516Q/12</td><td></td></tr><tr><td>Lames de microscope ordinaire</td><td>Fisher Scientific</td><td>FIS#12-550D</td><td>75 x 25 x 1 mm3</td></tr><tr><td>Polydiméthylsiloxane (PDMS)</td><td>Dow Corning</td><td>SYLGARD&reg ; 184</td><td></td></tr><tr><td>Scotch</td><td>tape 3M</td><td>21200702044</td><td>18 mm x 25 m</td></tr><tr><td>Silica NPs (&sim ; 200 &mu ; m)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>748161</td><td>Taille des pores 4 nm</td></tr><tr><td>Pointe de seringue</td><td>JEC Technology</td><td>7018302</td><td>23 G 0,013 x 0,25</td></tr><tr><td>Trypsine-EDTA (0,25 %)</td><td>Life Technologies</td><td>25200-056</td><td></td></tr><tr><td>Tygon Tubing</td><td>Spectra-Teknik</td><td>06419-01</td><td>0,02 x 0,06" 100</td></tr><tr><td>Poly (D,L-lactide-co-glycolide) (PLGA ; 50:50)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2191</td><td></td></tr><tr><td>Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Poinçon de biopsie</td><td>Harris Uni-Core</td><td>69036-15</td><td>1.50 mm</td></tr><tr><td>Dessicator</td><td>Scienceware</td><td>111/4 IN OD</td><td></td></tr><tr><td>Caméra haute vitesse</td><td>Phantom&nbsp ;</td><td>V9.1</td><td></td></tr><tr><td>Microscope à contraste de phase inversé&nbsp ;</td><td>Nikon</td><td>Eclipse Ti</td><td></td></tr><tr><td>Nettoyeur plasma</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC-002</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à seringue</td><td>Chemyx</td><td>CX Fusion 200</td><td></td></tr></tbody></table>

microfluidique buffer exchange pour sans interférence micro / nanoparticules ingénierie cellulaire

Microfluidic Buffer Exchange for Interference-free Micro/Nanoparticle Cell Engineering

cellules d&#39;ingénierie avec micro ingrédient actif chargé / nanoparticules (IP) devient une méthode de plus en plus populaire pour améliorer les propriétés thérapeutiques indigènes, activer bio imagerie et contrôler le phénotype cellulaire. Une question cruciale encore insuffisamment abordée est le nombre important de particules qui restent non liés après marquage des cellules qui ne peuvent pas être facilement éliminé par centrifugation classique. Cela conduit à une augmentation de la bio bruit imagerie de fond et peut donner des effets transformateurs sur des cellules non-cibles voisines. Dans ce protocole, nous présentons un tampon stratégie d&#39;échange inertiel à base microfluidique appelé comme Dean flux Fractionnement (DFF) pour séparer efficacement les cellules marquées de NPs libres d&#39;une manière à haut débit. Le microdispositif spirale développé facilite la collecte continue (&gt; de récupération des cellules de 90%) des cellules purifiées (THP-1 et CSM) en suspension dans une nouvelle solution tampon, tout en atteignant&gt; 95% épuisement de colorant fluorescent non lié ou NPs colorant chargé (silique ou PLGA). Cette seule étape, la stratégie de purification de cellules basée sur la taille permet de haute cellule de traitement débit (10 6 cellules / min) et est très utile pour un grand volume de purification de cellules de micro cellules / nanoparticulaires conçue pour parvenir à une application clinique sans interférence.

Après marquage des cellules avec bio imagerie IP de l&#39; agent chargé d&#39;une nuit, les cellules marquées (contenant des particules libres) sont récoltées et purifiées par FFD spirale microdispositif pour éliminer les IP libres dans un processus en une seule étape (figure 1A). Le 2-entrée, microcanaux spirale 2-sortie est conçu par des logiciels d&#39;ingénierie et de microfabriqué utilisant SU-8. La plaquette de silicium à motif est ensuite utilisé comme matrice pou...

Ce protocole décrit l&#39;utilisation d&#39;une stratégie d&#39;échange de tampon inertielle à base microfluidique pour purifier les cellules modifiées micro / nanoparticules avec l&#39;épuisement efficace des particules non liées.

Microfluidique Buffer Exchange pour sans interférence Micro / Nanoparticules ingénierie cellulaire

Engineering cells with active-ingredient-loaded micro/nanoparticles (NPs) is becoming an increasingly popular method to enhance native therapeutic ...

L'objectif général de cette procédure est de démontrer une technologie de purification microfluidique pratique, efficace et à haut débit, permettant de séparer les nanoparticules libres des cellules après l'ingénierie cellulaire à l'aide de ces nanoparticules. Le principal avantage de cette technologie réside dans sa capacité à éliminer rapidement et efficacement les nanoparticules non liées après la manipulation cellulaire. À la suite de cette étape, nous rassemblons l'ensemble de notre sé-fa-tion. Cette technologie de purification cellulaire microfluidique permet une séparation efficace fondée sur la taille, grâce aux effets différentiels de focalisation inertielle des cellules et des nanoparticules dans un dispositif microfluidique en spirale.Il peut traiter jusqu'à 10 millions de cellules par concentration mil, ce qui est très utile pour la médecine régénérative, ainsi que pour le traitement des cellules en volume serré. Cette technologie est très recherchée dans le domaine de l'ingénierie cellulaire, qui utilise souvent des nanoparticules pour marquer les cellules, à des fins d'imagerie ou de contrôle fonctionnel. La procédure sera démontrée par Hui Min Tay, assistante de recherche de mon laboratoire, ainsi que par le docteur David Yeo, chercheur postdoctoral du laboratoire du professeur Xi.Cultiver les cellules souches mésenchymateuses à plus de 80 % de confluence dans une plaque de six puits avant de marquer les cellules avec les nanoparticules. De même, cultiver les cellules THP-1 à une densité d'un million de cellules par millilitre. Ensuite, dissoudre un milligramme de nanoparticules de silice dans un millilitre de solution de colorant calcique à deux cents micromoles. Et agiter les particules toute la nuit. En outre, préparer des nanoparticules de PLGA chargées en calcium AM selon les méthodes décrites dans la référence indiquée ici. Mélanger soit un milligramme de nanoparticules de PLGA chargées en calcium AM, soit 150 microgrammes de nanoparticules de calcium-silice, dans une solution aqueuse de poly-l-lysine à 0,1 % en aspirant et en expulsant la solution plusieurs fois pendant une minute à l’aide d’une pipette.Puis laissez incuber à température ambiante pendant 15 à 20 minutes. Ensuite, centrifugez les nanoparticules. Éliminez le surnageant excédentaire de poly-L-lysine et remettez en suspension les nanoparticules dans un millilitre de milieu de culture approprié pour le type cellulaire à marquer.Ajoutez 1 milligramme de nanoparticules marquées à un millilitre de milieu pour chaque million de cellules en culture. Pipetez soigneusement le mélange de cellules, de nanoparticules et de milieu pendant une minute. Incubez ensuite le mélange pendant environ 24 heures.Une fois marquées, dissocier et récolter les cellules souches, puis les resuspendre à une concentration comprise entre 100 000 et 1 000 000 cellules par millilitre pour le traitement microfluidique. Utiliser les cellules THP-1 marquées à la même concentration. Afin de fabriquer le dispositif microfluidique en spirale, préparer d'abord un moule maître en silicone à l'aide de techniques standard de microfabrication.Ensuite, mélanger soigneusement 30 grammes du prépolymère de base PDMS et trois grammes d'agent de réticulation dans un récipient de pesée. Débarrasser le mélange des bulles d'air en appliquant le vide pendant 60 minutes. Verser délicatement le mélange de PDMS sur le moule maître, gravé avec le motif de canal en spirale, jusqu'à une hauteur de cinq à dix millimètres.Ensuite, dégazer une heure le mélange pour éliminer toutes les bulles d'air. Répéter cette opération jusqu'à disparition complète des bulles. Puis, placer la plaquette dans un four, en veillant à ce qu'elle ne soit pas inclinée pendant le durcissement, afin d'assurer une hauteur constante du dispositif.Polymérisez le PDMS à 80 degrés Celsius pendant deux heures. Une fois refroidi, découpez le dispositif en spirale en PDMS à l’aide d’un scalpel et décollez soigneusement la lame de PDMS du moule maître. Ensuite, utilisez un scalpel pour tailler les bords du dispositif afin d’obtenir une surface lisse propice au collage.Ensuite, utilisez un punch à biopsie de 1,5 millimètre pour créer deux trous pour les entrées et deux trous pour les sorties. Lavez l'appareil avec de l'isopropanol pour éliminer tout débris. Puis faites sécher l'appareil dans une étuve à 80 degrés Celsius pendant cinq minutes.Ensuite, utilisez du ruban-cache pour nettoyer la surface inférieure du dispositif en PDMS et un côté d'une lame de verre. Placez soigneusement la lame de verre et le dispositif en PDMS dans une chambre à plasma, avec les surfaces nettoyées exposées. Activez la puissance du plasma au maximum, abaissez la pression dans la chambre jusqu'à ce que celle-ci prenne une couleur rose, puis exposez les composants pendant 60 secondes.Ensuite, retirez la lame et le dispositif en PDMS de la chambre. Puis, assemblez-les en appuyant fermement les surfaces exposées au plasma l'une contre l'autre. Veillez à ce qu'aucune bulle ne soit piégée entre les deux surfaces.Chauffer l'appareil assemblé sur une plaque chauffante réglée à 80 degrés Celsius pendant deux heures afin de renforcer l'adhérence. Couper deux morceaux de tube de 15 à 20 centimètres de longueur pour les entrées, et fixer une aiguille de calibre 23 à une extrémité de chaque tube. Ensuite, couper deux morceaux du même tube mesurant cinq à dix centimètres de longueur pour les sorties, et les fixer aux orifices de sortie de l'appareil.Avant de traiter l'échantillon, amorcez manuellement l'appareil à l'aide d'une seringue contenant de l'éthanol à 70 % jusqu'à ce qu'il s'écoule par le tube de sortie. Laissez l'éthanol en contact avec l'appareil pendant au moins 30 secondes afin de le stériliser. Ensuite, chargez 30 millilitres de PBS filtré contenant 1 % de BSA dans une seringue de 60 millilitres.Aussi, chargez trois millilitres de cellules marquées dans une seringue de trois millilitres et vérifiez qu'aucune bulle d'air n'est piégée dans l'une ou l'autre seringue. Éliminez toute bulle d'air en éjectant doucement quelques gouttes de liquide par l'embout. Connectez les embouts d'entrée et les tubulures aux seringues et fixez fermement les seringues sur les pompes à seringue.Insérez les tubes dans leurs entrées respectives du dispositif et assurez-vous qu'il n'y ait aucune bulle dans les tubulures. Une fois la configuration de la fluidique terminée, fixez le dispositif sur un microscope inversé à contraste de phase pour l'imagerie en temps réel pendant le tri cellulaire. Placez un petit bécher de récupération et deux tubes de 15 millilitres près du dispositif sur la platine du microscope.Placer les tubulures de sortie provenant des deux sorties de l'appareil dans le bécher de déchets. Ensuite, régler le rapport de débit entre l'échantillon et le tampon d'enrobage à un contre dix en fixant le débit de la seringue d'échantillon à 120 microlitres par minute et celui de la seringue d'enrobage à 1 200 microlitres par minute. Faire fonctionner l'appareil pendant une minute et demie afin de permettre au débit de se stabiliser.Utilisez une caméra haute vitesse pour confirmer la présence de cellules focalisées par inertie près de la paroi interne du canal en champ clair avec contraste de phase. Une fois l'écoulement en régime permanent atteint et le dispositif fonctionnant correctement, positionnez les tubes de sortie dans différents flacons afin de recueillir séparément les éluats provenant de la sortie cellulaire et de la sortie des déchets. Ce dispositif est capable de trier correctement une suspension marquée de cellules monocytaires THP-1 à partir de nanoparticules de silice fluorescentes.De hautes efficacités de séparation ont été obtenues, comme le confirment l'imagerie à grande vitesse et l'analyse par cytométrie en flux. La stratégie de purification en une seule étape permet la récupération continue d'une suspension marquée et de cellules adhérentes qui sont mises en suspension dans une solution tampon fraîche, sans nécessiter de centrifugation. L'appareil est capable de séparer efficacement à la fois des nanoparticules de silice et de PLGA, et peut séparer jusqu'à 10 millions de cellules par millilitre avec la même haute efficacité.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment marquer des cellules avec des nanoparticules, ainsi que comment purifier les cellules marquées en éliminant les particules non liées en excès à l’aide de notre dispositif microfluidique spécialisé.

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