Name: Une plate-forme microfluidique pour le traitement de précision de petit volume échantillon et son utilisation pour Taille séparer les particules biologiques avec un Microdevice acoustique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-11-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 32 s
Description: Découvrez la séparation automatisée de particules biologiques par microfluidique acoustique. Cette méthode modulaire et précise permet de traiter de petits volumes d'échantillons sans dilution ni perte d'analyte pour la recherche biomédicale.

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Ce travail a été effectué sous les auspices du département de l’Énergie des États-Unis par le Lawrence Livermore National Laboratory dans le cadre du contrat DE-AC52-07NA27344, et partiellement soutenu par le programme de recherche et de développement dirigés en laboratoire (LDRD) du LLNL, 14-LW-077. Les auteurs remercient Michael Wilson, Mark Stenglein et Joe DeRisi de l’Université de Californie à San Francisco pour avoir généreusement fourni des échantillons de GGV et de cellules Boa. L’EJF remercie le LLNL Lawrence Scholar Graduate Program pour son soutien. MS remercie le soutien du programme de recherche sur les frais de laboratoire du bureau du président de l’UC. LLNL-JRNL-665235

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce protocole présente l&#39;intégration au niveau du système de dispositifs microfluidiques à l&#39;équipement macroscopique pour effectuer le traitement automatique de l&#39;échantillon biologique. La modularité de cette plate-forme lui permet d&#39;être adaptable à tout appareil à flux continu, et, à titre d&#39;exemple, le protocole présenté met l&#39;accent sur la caractérisation et l&#39;optimisation des performances d&#39;un dispositif de séparation de particules acoustofluidic. Trois avantages majeurs de ce protocole sont mis en évidence: (i) la modularité et de la puce-à-monde interfaçage, (ii) la caractérisation robuste des performances de l&#39;appareil, et (iii) le traitement automatisé des volumes d&#39;échantillons dosées avec précision pour la séparation de particules. je. Modularité et puce-à-monde interfaçage Comme le montre la figure 2, la puce microfluidique est monté sur une planche à pain de commande pour adapter facilement sur ​​une platine de microscope pour l&#39;observation directe. La planche à pain contient # 6-40 trous filetés UNF sur une grille 5 mm à pas, enabling la puce d&#39;être fixé, et les raccordements de fluides à faire. Les connexions de fluide sont PEEK tubes avec extrémités usinées, qui joint contre la puce fluidique avec un joint d&#39;étanchéité en caoutchouc face et un collier en acier inoxydable. Ce schéma d&#39;interface fait pour faciliter le remplacement de la puce et la refonte de l&#39;appareil rapide, nécessitant peu ou pas de changements à d&#39;autres composants du système, fournis empreintes de puces conformes au format de la grille. Par exemple, nous avons utilisé cette plate-forme avec des puces microfluidiques pour l&#39;électrophorèse à flux continu, la lyse cellulaire thermique, 29 un mélange rapide des réactifs pour la synthèse chimique, et la capture une seule cellule et les interrogatoires. je je. La caractérisation de la performance robuste de l&#39;appareil Afin d&#39;optimiser la performance de tout dispositif de séparation microfluidique, son fonctionnement doit d&#39;abord être caractérisé à fond. Le système décrit ici soutient le développement de protocoles rapides et automatisées pour ce faire. Pour l&#39;Exemp spécifiquele de dispositifs acoustiques se concentrant, la qualité en mettant l&#39;accent, fréquence de fonctionnement, et la position des particules concentrées dans le canal microfluidique doit être mesurée pour chaque dispositif individuel. Ces mesures nécessitent balayant une gamme de fréquences d&#39;entraînement piézocéramique, des tensions et des débits, d&#39;identifier les combinaisons de paramètres optimaux pour la séparation de haute qualité. Le protocole présenté varie automatiquement ces paramètres accordables et capture l&#39;pertinent de données à-dire, des images fluorescentes de particules circulant dans le canal qui sont post-traitées pour générer les mesures requises de particules de focalisation qualité, la fréquence et la position (Figure 3). Caractérisation complète de la performance du dispositif acoustique nécessite la répétition des étapes 4.4 et 4.5 que nécessaire dans différentes conditions expérimentales. Par exemple, la position de focalisation absolue d&#39;une puce se trouve en exécutant le balayage de fréquence à des débits relativement faibles et haute tensions afin d&#39;assurer une migration complète de l&#39;emplacement du noeud. En outre, ces analyses de fréquence peuvent évaluer la qualité de l&#39;assemblage de l&#39;appareil (lorsqu&#39;il est exécuté avec des billes de polystyrène de taille connue), ou pour déterminer comment un type de particules précédemment inconnue va se comporter dans le système (après une puce a été caractérisé avec des perles). Une puce avec un bon transfert d&#39;énergie à partir de la piézocéramique au canal microfluidique entraînera concentrant serrée à débits élevés (&gt; 1 ml / min) et de faibles tensions (12-15 V pp), tandis que ceux avec un transfert d&#39;énergie pauvres ne se concentrer encore à des débits faibles (&lt;100 pi / min) et des tensions élevées (&gt; 20 V pp). Nous avons trouvé que le contact intime entre la puce microfluidique et de la piézocéramique est essentiel pour le transfert efficace de l&#39;énergie dans le fluide. Une enquête plus approfondie de la méthode optimale de collage de la puce microfluidique et de la piézocéramique permettra une production fiable de dispositifs de haute performance. Enfin, un système completimage du fonctionnement d&#39;un dispositif acoustophoretic peut être obtenu en combinant le balayage de fréquence des mesures de l&#39;étape 4 (et la figure 3) le nombre de particules collectées à partir de la SPO et la LPO en fonction de paramètres de fonctionnement pertinents basés sur l&#39;image, à partir d&#39;expériences de séparation effectuées avec des microsphères , comme décrit dans l&#39;étape 5. Comme le montre la figure 6, une telle série d&#39;expériences automatisés peut rapidement caractériser la performance d&#39;accordabilité et un dispositif individuel, informer l&#39;utilisateur de l&#39;espace de paramètres optimal pour faire fonctionner le dispositif pour la séparation de particules. iii. Le traitement automatisé de petits échantillons pour la séparation de particules Pour le traitement des échantillons microfluidique à base de copeaux de succès et précis, il est essentiel de manière fiable et précise mètres, charge, délivre, et de recueillir les volumes de fluide à mesure qu&#39;ils traversent. Cette précision est particulièrement importante lorsque le volume d&#39;échantillon est petit(~ 0,1-1 ml), ce qui est commun dans les paramètres de laboratoire cliniques ou de recherche. 30 manipulation de l&#39;échantillon précis est difficile dans des expériences microfluidiques traditionnels qui emploient le retrait manuel de l&#39;échantillon dans une seringue et de perfusion dans un dispositif sans évaluations de quand l&#39;échantillon a été séparé et quand il doit être recueilli. Le protocole présenté emploie automatisé échantillon bobine de chargement et de distribution couplée avec une rétroaction en temps réel à partir de capteurs de débit pour permettre aux séparations reproductibles de petits volumes d&#39;échantillons. La figure 5 montre les profils de débit mesurés à la SPO LPO et à partir d&#39;une expérience typique de séparation. Premièrement, leader tampon d&#39;au moins 35 pi est chargé d&#39;assurer l&#39;écoulement stable avant de l&#39;échantillon atteint la puce acoustique. Exemples de volumes inférieurs à 100 pi ne sont pas recommandés pour cette configuration du système, parce que la dilution des échantillons en raison de la mémoire tampon leader devient excessive. Une prise d&#39;air est utilisé au début de the injection avant que le tampon de premier plan pour séparer la fiche de l&#39;échantillon de fluide qui en résulte, ce qui empêche le mélange et la dilution de l&#39;échantillon et servant d&#39;indicateur pour les capteurs de débit. Après une transitoire initiale comme fluide commence à se déplacer à travers le système, les signaux pointus pic dans les deux points indiquent le passage de la première bulle d&#39;air. Ces transitoires sont suivies d&#39;une longue période de flux stable que l&#39;échantillon traverse le système, puis un autre pic lorsque la seconde bulle d&#39;air passe, et enfin une éventuelle diminution du débit à zéro après l&#39;arrêt de la pompe à seringue. Le passage des bouchons d&#39;air à travers les capteurs de débit est utilisé comme points de déclenchement pour commuter les vannes pour démarrer et arrêter la collecte d&#39;échantillons, minimisant ainsi l&#39;échantillon perdue et la dilution par les volumes de fluides non-échantillons. Closed-loop dosage de volumes d&#39;échantillons transformés élimine le besoin de re-programmer ces valeurs avant le début de l&#39;expérience, chaque fois que l&#39;échantillon d&#39;entrée est modifiée. Cette fonctionnalité estparticulièrement important lorsque le volume de l&#39;échantillon est limitée, par exemple dans le cas d&#39;un grand nombre d&#39;échantillons cliniques. La surveillance du débit en temps réel contribue également à dépannage; une mauvaise série (par exemple, un sabot de formation dans l&#39;un des points de vente) est immédiatement évident à partir des profils de flux qui en résultent, comme dans la figure 5b. Pour démontrer la flexibilité et l&#39;efficacité de la séparation acoustofluidic utilisant l&#39;architecture du système présenté, MENV purifiée et GGV stocks de virus ont été dopés dans les stocks de cellules et séparé par un traitement par la puce microfluidique. Figure 7a montre que les cellules Raji ont été bien séparés des virus, comme 97 % des cellules Raji sortant de la puce ont été jugés dans le LPO, laissant ainsi un échantillon hautement enrichi du MENV dans le SPO. En comparaison, l&#39;efficacité du MENV séparation était plus faible, avec 70% du MENV quitter la puce trouvé dans le SPO. Cela peut être attribué à un léger mélange de convection induite par les tours de la separatisur le canal, mais plus probablement à des particules de DENV migrateurs avec les cellules Raji dans la LPO. Les cellules migrent latéralement à travers les lignes de courant traînent un peu de liquide avec eux, même à faible nombre de Reynolds. Par ce mécanisme, ainsi que l&#39;adsorption non spécifique de la surface, les particules virales transfert dans la LPO. Néanmoins, l&#39;échantillon hautement enrichi de MDE dans le SPO est un avantage important, par exemple lorsque le séquençage de novo est utilisé pour détecter et identifier les virus. Figure 7b montre que, dans un essai expérimental, seulement environ 70% des cellules Boa sortant de la puce ont été trouvés dans la LPO, comparativement à près de 100% d&#39;efficacité de séparation des cellules Raji. La différence de rendement de séparation entre les deux types de cellules peut être attribuable à une taille moyenne inférieure ou une densité plus faible de cellules Boa par rapport aux cellules Raji, donc résultant en des forces acoustiques plus petites. Pour confirmer ou réfuter ces suppositions, la taille, la densité et la morphologie de Boacellules en suspension (qui poussent normalement adhérente) des cellules Boa doivent être mesurés avec précision, un effort pour complément d&#39;enquête. Dans les mêmes expériences, de manière similaire aux expériences de MDE, la majeure partie de la GGV récupéré est sorti du SPO, indiquant un enrichissement de la fraction virale. Les données présentées mettent en lumière les défis inhérents à l&#39;ingénierie des plates-formes largement applicables pour-traitement d&#39;une variété d&#39;échantillons biologiques. Surtout, les interactions biologiques peuvent commencer à jouer en tant que grand rôle que les effets physiques et mécaniques. Cependant, ces expériences préliminaires montrent également la puissance et la promesse d&#39;utiliser cette architecture de système pour le traitement des échantillons dans des applications cliniques et de recherche. Comme un système robuste, bien caractérisé d&#39;ingénierie, cette plate-forme offre la possibilité de chercher des réponses à de nouvelles questions scientifiques.

La séparation de l&#39;échantillon et le fractionnement est l&#39;un des domaines les plus prometteurs de l&#39;application des technologies microfluidiques. Ces étapes de manipulation des échantillons font partie intégrante des diagnostics cliniques efficaces, le développement de produits thérapeutiques, les efforts de biosurveillance, et les progrès dans la recherche et la technologie des sciences de la vie. Une des stratégies de séparation microfluidiques myriade Il a été démontré pour les particules et colloïdes en suspension fluide, ainsi que des espèces chimiques et biologiques; plusieurs commentaires donnent un aperçu des progrès et des développements récents dans ces domaines 1 - 9. Bien que beaucoup de ces technologies de séparation microfluidiques (ci-après dénommé «Périphériques de base») ont été largement caractérisé, quelques rapports ont considéré le problème de la séparation de l&#39;échantillon à un niveau du système. Les appareils de base sont généralement individuels puces à l&#39;échelle centimétrique, interfacés à un tube de polymère fluoré, avec fluide délivré par un déplacement ou une pression pompe.Pourtant, si la promesse de la microfluidique - y compris l&#39;automatisation, la fiabilité, et la réduction augmenté dans des volumes d&#39;échantillon - est de devenir une réalité, au moins un effort équivalent doit être consacré à la conception d&#39;un système de séparation complet dans lequel le Core dispositif est intégré . En outre, un défi majeur pour les approches microfluidiques à biodétection est le macro au micro interface. Cela concerne non seulement les connexions physiques &quot;monde-à-puce&quot; d&#39;un dispositif microfluidique aux composants macroscopiques, et à l&#39;inadéquation entre les volumes typiques de l&#39;échantillon clinique ou analytique (~ 0,1-10 ml) et le volume interne de puces microfluidiques (~ 0,01 à 10 pi), mais aussi des limitations d&#39;échantillonnage statistique de pontage résultant de ces échelles de taille. Ces problèmes contribuent à la perception que le pré-traitement et de préparation de l&#39;échantillon sont le «maillon faible» de biodétection. La plate-forme 10 décrit dans ce travail TAkes grands pas vers relever ces défis. Prenant une vue de niveau système, ce protocole détaille le traitement fiable des volumes d&#39;analyse à l&#39;échelle précise-dosées (allant de 0,15 à 1,5 ml) sur des échelles de temps ~ 10 min. Cette opération est &quot;un bouton&quot;: une fois le flacon de source contenant les échantillons et de destination des flacons pour la collecte de fractions sont placés dans le système, la commande &quot;Exécuter&quot; initie la procédure, et toutes les étapes sont contrôlés par l&#39;ordinateur. A la fin d&#39;un cycle, les flacons de collecte peuvent être retirés du système d&#39;analyse en aval des fractions séparées. La base périphérique dans ce système est une puce de acoustophorèse qui extrait (5-20 um) des particules de cellules de mammifères de taille de l&#39;échantillon. Acoustophoretic séparation est choisie ici principalement parce qu&#39;il est à haut débit (jusqu&#39;à 100s de pi / min), l&#39;étiquette-libre, et sans contact, offrant ainsi des avantages à séparer viru viableSES à partir de cellules que peu d&#39;autres techniques microfluidiques peuvent égaler. La physique des particules acoustique mise au point ont été largement décrits 11 - 13 et ne sont pas l&#39;objet de ce protocole, mais un bref résumé des concepts sous-jacents suivants pour aider à comprendre l&#39;application à la séparation microfluidique. Les ondes stationnaires ultrasonores de résonance dans des microcanaux remplis de liquide produisent des champs de pression, qui donnent naissance à des forces qui animent particules vers les nœuds de basse pression. L&#39;ampleur de la force dépend du volume de la particule, et sur ​​un facteur de contraste acoustique provenant des densités relatives et des compressibilités de la particule et le fluide de mise en suspension. 14 En tant que tel, acoustique de focalisation est parfaitement adapté à une séparation de taille des cellules (~ 15/07 um) de 50 à 200 nm (~) des particules virales moyenne. Les particules les plus grosses migrent vers un noeud de pression; Toutefois, étant donné l&#39;ampleur de la force est très petit pourparticules de taille inférieure 2-3 pm, ces petites particules ou espèces dissoutes à peine bouger du tout. Notre mise en œuvre spécifique de séparation acoustique, tel que décrit précédemment, comprend 15 une paroi mince pour subdiviser le canal de fluide et permet accordable, le placement asymétrique de la position de focalisation. Cela ajoute flexibilité dans la conception de l&#39;appareil, et les avantages, y compris la performance amélioration de la qualité de la séparation et la vitesse sont entièrement décrits ailleurs. 16,17 Cependant, un avantage majeur de l&#39;approche de conception au niveau du système décrit dans ce travail est qu&#39;il est adaptable à une grande variété de dispositifs microfluidiques de base. Par exemple, la plupart des autres modes de séparation à flux continu, y compris inertielle, de champ d&#39;écoulement fractionnement, déplacement latéral déterministe (DLD), et divers types de dispositifs électrocinétiques peuvent être facilement incorporés, avec les ajustements appropriés effectués pour tenir compte des changements dans la configuration d&#39;entrée / sortie , les débits,et des volumes d&#39;échantillons. Les appareils avec différents types de champs sur puce (électrique, magnétique) ou des gradients (thermiques, chimiques) peuvent nécessiter des connexions supplémentaires à la puce, ou l&#39;intégration de matériel supplémentaire, qui accueille cette plate-forme. Ce protocole prévoit les étapes nécessaires à la conception d&#39;un dispositif de séparation microfluidique, et pour fabriquer des puces silicium-verre par gravure profonde par ions réactifs (DRIE, un processus plasma gravure disponibles dans de nombreux établissements de microfabrication, qui utilise des cycles de gravure et de passivation alternatif pour atteindre profonde caractéristiques avec des parois latérales verticales 18). Ensuite, nous décrivons la caractérisation du dispositif acoustofluidic pour déterminer les paramètres de fonctionnement optimales pour la séparation, et enfin en détail le système de séparation entièrement intégré et la procédure de traitement des échantillons biologiques. Résultats de la caractérisation de dispositif typiques et des données de traitement des échantillons sont ensuite présentés et discutés, et les avantages clés de cette approACH sont mis en évidence, notamment la modularité, robustesse, de précision et d&#39;automatisation.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Matériaux requis pour les étapes 1 à 3 : Conception, fabrication et assemblage du dispositif</td></tr><tr><td>Plaquette de silicium polie double face</td><td>Silicon Quest International, Inc. San Jose, CA, États-Unis</td><td>100 mm < 100> plaquette de première qualité</td><td>1-20 ohm-cm, 495 &#177 ; 25&#160 ; et micro ; m Plaquette de verre poli double face</td></tr><tr><td></td><td>Bullen Ultrasons, Eaton, OH, États-Unis</td><td>100 mmx0,5 mm Boro</td><td></td></tr><tr><td>Photoresist, AZ 1518</td><td>MicroChemicals GmbH, Ulm, Allemagne</td><td>AZ 1518</td><td>Photoresist utilisé pour faire adhérer une plaquette à une pièce vierge pour la gravure DRIE Photoresist</td></tr><tr><td>, AZ 4620</td><td>MicroChemicals GmbH, Ulm, Allemagne</td><td>AZ 4620</td><td>Photoresist pour définir les motifs fluidiques et via masque</td></tr><tr><td>Graveur plasma DRIE</td><td>STPS, Newport, NP, Royaume-Uni</td><td>Système ICP de gravure à l’oxyde avancé multiplex (AOE)</td> Wafer Bonder Electronic Visions Group,&nbsp ;<td></td></tr><tr><td></td><td> St.Florian am Inn, Autriche</td><td>EVG 501</td><td></td></tr><tr><td>Scie à dés</td><td>Kulicke & Soffa Industries, Singapour</td><td>K& S 982</td><td></td></tr><tr><td>Epoxy kit</td><td>Epoxy Technology, Billerica, MA, USA</td><td>EPO-TEK 301</td><td>Epoxy utilisé pour coupler la puce piézoélectrique et microfluidique</td></tr><tr><td>PZT piézocéramique&nbsp ;</td><td>Piezo Systems, Woburn, MA, USA</td><td>PSI-5A4E</td><td>37.5 &times ; 10 & times ; 0.5 mm</td></tr><tr><td>28 AWG Fil plein isolé Kynar</td><td>Squires Electronics, Cornelius, OR, USA</td><td>UL1422</td><td></td></tr><tr><td>2 parties époxy argenté&nbsp ;</td><td>MG Chemicals, Surrey, BC, Canada</td><td>8331</td><td>Adhésif conducteur pour la fixation des fils conducteurs à PZT</td></tr><tr><td>L-edit</td><td>Tanner EDA, Monrovia, CA, États-Unis</td><td>Logiciel de CAO Ledit v15.1 64 bits</td><td>pour l’agencement</td></tr><tr> de masques<td colspan="4">Matériaux requis pour l’étape 4 : Caractérisation des performances de focalisation acoustique Appareil de</td></tr><tr><td>Harvard à double pompe, Holliston, MA, États-Unis</td><td>PhD Ultra Series, 703007</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5&#160; seringues</td><td>Becton-Dickinson, Franklin Lakes, NJ, États-Unis</td><td>309646</td><td></td></tr><tr><td>Luer vers Adaptateur de port fileté</td><td>IDEX, Oak Harbor, WA, USA</td><td>P-659</td><td>Connecte la seringue au tube</td></tr><tr><td>Union</td><td>IDEX, Oak Harbor, WA, USA</td><td>P-623</td><td>Connecte le monde aux connexions de puce au tube en fluoropolymère.&nbsp ; Peut également utiliser palmé&nbsp ;</td></tr><tr><td>Virole 1/4-28 à fond plat</td><td>IDEX, Oak Harbor, WA, USA</td><td>P-200</td><td>Utilisé avec l’écrou pour établir des connexions entre le tube et la seringue, les capteurs de débit et le monde à la puce</td></tr><tr><td>Nut&nbsp ; 1/4-28 à fond plat</td><td>IDEX, Oak Harbor, WA, USA</td><td>P-202</td><td>Utilisé avec la virole pour établir des connexions entre le tube et la seringue, les sesnsors de débit et le monde à la puce</td></tr><tr><td>Tube 1/16" OD Tube en fluoropolymère</td><td>IDEX, Oak Harbor, WA, États-Unis</td><td>1912L</td><td>Tube pour connecter les pousse-seringues au monde aux connexions de puce.&nbsp ; La taille du tube n’est pas critique lors des étapes de claibration (.01-.03" ID généralement utilisé, autres références appropriées : 1907L, 1902L).</td></tr><tr><td>Tube en fluoropolymère à petit ID</td><td>IDEX, Oak Harbor, WA, USA</td><td>1476-20</td><td>Utilisé pour les limiteurs de débit : 0,006 » ID, 1/16 » OD FEP&nbsp ;</td></tr><tr><td>Tube</td><td></td><td></td><td>PEEK Se connecte de la puce au tube en fluoropolymère.</td></tr><tr><td>Ventilateur de refroidissement</td><td>Multicomp, Leeds, Angleterre</td><td>MC19663</td><td></td></tr><tr><td>Générateur de fonction</td><td>Agilent, Santa Clara, CA, USA</td><td>33220A</td><td></td></tr><tr><td>Amplificateur RF</td><td>ENI, Rochester, NY</td><td>325 LA</td><td>Doit être capable d’amplifier les signaux de < 1&#160 ; V dans la plage de 1-2&#160 ; MHz à 25&#160 ; Vpp au piézo.</td></tr><tr><td>Caméra CCD</td><td>Photométrie, Tucscon, AZ, États-Unis</td> Microscope inversé <td>CoolSnap HQ</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Zeiss, Oberkochen, Allemagne</td> Jeu de filtres <td>Axiovert S100</td><td></td></tr><tr><td>FITC</td><td>Chroma Tech, VT, États-Unis</td><td>SP101</td><td></td></tr><tr><td>Objectif, 10X</td><td>Zeiss, Oberkochen, Allemagne</td><td>Oscilloscope ACHROPLAN</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Tektronix, Beaverton, OR, États-Unis</td><td>TDS3014B</td><td>Pour surveiller la tension de sortie par l’amplificateur RF</td></tr><tr><td>MatLab</td><td>Mathworks, Natick, MA, USA</td><td>R2014a</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel d’interface pilote pour intégrer la caméra photométrique avec le logiciel LabVIEW</td><td>R Cubed, Lawrenceville, NJ, USA</td><td>SITK</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma Aldrich, St. Lousi, MO, USA</td><td>P9416</td><td></td></tr><tr><td>Dragon Green Fluorescent 5.76 ou 7.32&#160 ; et micro ; m Beads</td><td>Bangs Laboratory, IN, USA</td><td>FS06F</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Matériaux supplémentaires requis pour l’étape 5 : Séparation automatisée Vannes</td></tr><tr><td>multivoies</td><td>VICI, Houston, TX, USA</td><td>C25Z-3180EUHA</td><td>Dans la configuration actuelle, 4 vannes sont nécessaires</td></tr><tr><td>Capteurs de débit</td><td>Sensirion, Westlake Village, CA, USA</td><td>SLI-1000</td><td></td></tr><tr><td>Tube en fluoropolymère, .01 et .03 » ID</td><td>IDEX, Chêne Harbor, WA, États-Unis</td><td>1902L et 1912L</td><td>Écrou PFA de haute pureté</td></tr><tr><td></td><td>préféré VICI, Houston, TX,</td><td>États-Unis ZN1PK-10</td><td>Utilisé avec une virole pour établir des connexions entre les tubes et les vannes. Références alternatives : MZN1PK-10, LZN1PK-10</td></tr><tr><td>Virole</td><td>VICI, Houston, TX, USA</td><td>ZGF1PK-10</td><td>Utilisé avec l’écrou pour effectuer les connexions entre les tubes et les vannes. &nbsp ;</td></tr><tr><td>LabVIEW</td><td>National Instruments, Austin, TX, États-Unis</td><td>Système de développement professionnel LabVIEW</td><td>Logiciel d’automatisation de laboratoire</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Teknova, Hollister, CA, États-Unis</td><td>P0200</td><td></td></tr><tr><td>Cellules Raji</td><td>ATTC, Manassas, VA, États-Unis</td><td>CCL86</td><td></td></tr><tr><td>Cellules</td><td></td><td></td> Boa <td>Aimablement fourni par le laboratoire DeRisi de l’UCSF</td></tr><tr><td>GGV</td><td></td><td></td><td>Aimablement fourni par le laboratoire DeRisi à UCSF</td></tr><tr><td>DENV</td><td></td><td></td><td>Aimablement fourni par Jose Pena à LLNL</td></tr><tr><td>Coulter Counter Z2</td><td>Beckman Coulter, Brea, CA, USA</td><td>Z2</td><td></td></tr><tr><td>Hemacytometer</td><td>Fisher Scientific, Waltman, MA, USA</td><td>0267151B</td><td></td></tr></tbody></table>

une plate-forme microfluidique pour le traitement de précision de petit volume échantillon et son utilisation pour taille séparer les particules biologiques avec un microdevice acoustique

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

Un avantage majeur de dispositifs microfluidiques est la capacité de manipuler petits volumes d&#39;échantillons, réduisant ainsi les déchets de réactif et la préservation de précieux échantillons. Cependant, pour atteindre la manipulation de l&#39;échantillon robuste, il est nécessaire d&#39;aborder l&#39;intégration de l&#39;appareil avec l&#39;environnement macroscopique. Pour réaliser la séparation des particules reproductible, sensible avec des dispositifs microfluidiques, ce protocole présente une plate-forme microfluidique automatisée et intégrée complète qui permet un traitement précis de 0.15-1.5 ml échantillons en utilisant des dispositifs microfluidiques. Les aspects importants de ce système comprennent conception modulaire de l&#39;appareil et des accessoires robustes résultant dans le monde fiable et flexible à puce connexions, et la manipulation de liquide entièrement automatisé qui réalise le prélèvement d&#39;échantillons en boucle fermée, le nettoyage du système et d&#39;amorçage des mesures pour assurer un fonctionnement reproductible. Dispositifs microfluidiques différents peuvent être utilisés de façon interchangeable avec cette architecture. Ici, nous incorporons un dispositif acoustofluidic, détail son characterization, optimisation des performances, et de démontrer son utilisation pour la taille-séparation des échantillons biologiques. En utilisant la rétroaction en temps réel au cours des expériences de séparation, la collecte de l&#39;échantillon est optimisée pour conserver et concentrer l&#39;échantillon. Bien que nécessitant l&#39;intégration de plusieurs pièces d&#39;équipement, les avantages de cette architecture comprennent la capacité de traiter des échantillons inconnus sans aucune optimisation supplémentaire du système, la facilité de remplacement de l&#39;appareil, et précis, le traitement des échantillons robuste.

Les principales caractéristiques de la conception du dispositif acoustique-microfluidique sont mis en évidence dans la figure 1, et décrits en détail ailleurs. 15 En bref, côte-à-côte deux courants de fluide écoulement dans un canal de séparation, séparé d&#39;un canal de dérivation parallèle par une paroi mince de silicium. Etant donné que la magnitude de la force de rayonnement primaire évolue avec le volume des particules, les grosses particules migrent hors du flux d&#39;entrée mixte-échantillon vers le noeud de pression acoustique situé dans le flux de fluide de récupération adjacente, tandis que les petites particules restent dans le flux initial (figure 1B, C). L&#39;architecture à deux canaux subdivisé améliore la séparation des particules 17 et permet l&#39;ajustement de la position de noeud à l&#39;aide de différents fluides du canal de dérivation. 16 La planche à pain et appareils fluidique fournit une plate-forme robuste pour monde à la puce connexions, et la conception modulaire permet un changement rapide entre les puces fluidiques (Figure 2). Ce configuration permet également des connexions fluides réversibles, qui joint jusqu&#39;à 1000 psi, être prises rapidement et de manière fiable (Figure 2B, E). La fréquence de résonance f res d&#39;une puce peuvent être estimées en utilisant des calculs analytiques 1D simples (voir l&#39;étape 1.1.1). De plus complète d&#39;un modèle par éléments finis 2D de notre section transversale de l&#39;appareil, 16 la position de focalisation attendue pour une résonance à 2 225 um noeud est de la paroi et la fréquence attendue est 1,68 MHz. Cependant, f res de dispositifs réels peuvent varier de ± 100 kHz, en fonction de la température de fonctionnement et du couplage de résonances longitudinales et latérales. Par conséquent, après le montage de l&#39;appareil, f res doivent être vérifiées empiriquement à des débits pertinents et des tensions de commande piézoélectrique, tel que décrit dans l&#39;étape 4 du protocole. La figure 3 montre balayages en fréquence représentant prises à 200 pi / min,<html> avec de l&#39;eau dans les principales et de dérivation des canaux, et 20 V pp fourni à la piézo. Lors de l&#39;accouplement entre le piézo et dispositif microfluidique est bonne, les particules vont se concentrent étroitement à la fréquence de résonance, ce qui entraîne un pic clair dans l&#39;intensité de la fluorescence et la migration vers la position de focalisation prévu (figure 3A). En revanche, quand il ya un mauvais couplage, les particules ne se concentrera pas bien et les résultats de l&#39;analyse de fréquence seront similaires à la figure 3B. Dans de tels dispositifs, le transducteur piézoélectrique peut avoir besoin d&#39;être ré-montée, si un adhésif réversible a été utilisé; autrement, ce dispositif est inadapté quand de haute qualité en mettant l&#39;accent ou le débit rapide sont essentiels pour l&#39;application requise. Les données de la figure 3 informent le choix de la fréquence de fonctionnement pour des expériences ultérieures, et la tension et de la plage de débit disponible pour les particules efficace séparation. fichiers / ftp_upload / 53051 / 53051fig5.jpg &quot;/&gt; Figure 5. automatisé de traitement de l&#39;échantillon. (A) Schéma d&#39;échantillon chargé dans la bobine de l&#39;échantillon. (B) de profil d&#39;écoulement Représentant d&#39;une expérience de séparation réussie. (C) Débit profil d&#39;une séparation de fonctionner au cours de laquelle la sortie SPO bouché à environ 220 sec. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53051/53051fig5large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> Après avoir identifié les puces qui sont des séparateurs efficaces, ils sont incorporés dans le système représenté sur la figure 4. Système Volume total balayé est minimisée en utilisant des tubes avec 0,01 &quot;de diamètre intérieur le long du trajet d&#39;écoulement principal (lignes bleues). La figure 5A illustre le maquillage d&#39;un bouchon d&#39;échantillon typique infusé à travers le système. Une petite quantité de &quot;leader tampon&quot; (~ 35 pi) est nécessaire pour Precede l&#39;échantillon dans le flux d&#39;éliminer les fluctuations de débit tandis que l&#39;échantillon se déplace à travers la puce de séparation. La figure 5B montre les données de flux résultant d&#39;une expérience réussie de séparation acoustique automatisé. Principales caractéristiques d&#39;une course réussie comprennent: (1) une augmentation transitoire du débit à la fois dans la LPO et le SPO que la pression monte et le liquide commence à couler à travers le système, (2) un pic aigu indiquant le passage d&#39;une bulle d&#39;air (la encart montre un profil élargi d&#39;une seule bulle), qui devrait atteindre le SPO avant la LPO en raison de l&#39;écoulement inégale des deux points, (3) flux stable à travers les deux points entre les deux bulles d&#39;air que l&#39;échantillon se déplace à travers le système, et (4) une diminution progressive du débit dans les deux points après que le volume de l&#39;échantillon complet est remis au système. Essais problématiques sont immédiatement apparents à partir de profils d&#39;écoulement similaires à la figure 5C, où il apparaît que le SPO est devenu bouché après environ 220 secondes. Dans thi<html> s cas, une procédure de nettoyage analogue à celle décrite à l&#39;étape 5.3 doit être exécuté pour déboucher le canal. <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/53051/53051fig6.jpg" /> Figure 6. Dispositif accordabilité: taille des particules et des effets de tension. Pour cent des microsphères de polystyrène extraites dans la LPO dépend de la taille des particules et la tension fournie à la piézocéramique. Chaque ligne correspond à une tension de fonctionnement différent à la fréquence de résonance, déterminée comme décrit à l&#39;étape 4. Le débit total à travers le dispositif est de 200 pi / min, avec des fréquences d&#39;entraînement appliquée entre 1,62 et 1,64 MHz. Les barres d&#39;erreur représentent l&#39;écart type d&#39;au moins trois expériences séparées. Reproduit et modifié par la permission de la Société royale de chimie de http://pubs.rsc.org / fr / content / ArticleLanding / 2014 / AN / c4an00034j.target = &quot;_ blank&quot;&gt; S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. La figure 6 montre les résultats compilés de séparation à l&#39;aide de différentes tailles de particules de polystyrène et des tensions d&#39;entraînement piézo-électriques qui illustrent les paramètres nécessaires pour une séparation efficace de fonctionnement. En général, des tensions plus élevées (à savoir, les forces acoustiques plus) sont nécessaires pour extraire les particules plus petites, comme prévu. Tensions d&#39;entraînement ne peuvent pas être indéfiniment augmenté, cependant, en raison d&#39;une meilleure dissipation de la chaleur et de plus en plus des effets de la diffusion acoustique. 13 L&#39;intrigue sert de guide général pour les tailles de séparation de particules particules qui montrent la récupération significativement différents à une tension de commande spécifique (par exemple, 10 et les particules de 2 um à 8,8 V pp) se séparent ainsi. Généralement, les populations de particules avec une grande différence de taille, tels que les virus (~ 100 nm) et les cellules (~ 10 um) peuvent être séparés rapidement et efficacement, tout comme les cellules de différentes tailles (par exemple, 6-8 pm érythrocytes discoïdes et 8-15 pm leucocytes). Les conditions spécifiques requises pour travailler avec d&#39;autres types de cellules doivent être déterminées empiriquement, que la forme des cellules, la densité et la compressibilité affecter son contraste acoustique, en plus de la taille de la cellule. À cette fin, les procédures de l&#39;étape 4 sont utiles pour déterminer les conditions de séparation utilisables pour tout nouveau type de cellule ou de particules, et non seulement pour évaluer la qualité d&#39;un dispositif de acoustophorèse particulier. <img alt="Figure 7" src="/files/ftp_upload/53051/53051fig7.jpg" /> Figure 7. efficacité de séparation de Cell-Virus échantillons enrichis. Séparation résulte de (A) cellules Raji dopés avec des virus de la dengue (DENV) et (B) cellules Raji et les cellules de rein de Boa dopés avec Golden Gate Virus (GGV). Les pourcentages sont collectées sont définies comme la fraction de virus ou de cellules sortant un spécifiquela sortie par rapport à la quantité totale sortant de la puce. Les barres d&#39;erreur pour (A) sont l&#39;écart type de 3 essais, tandis que les échantillons de (B) ont été traitées uniquement une fois en raison des faibles quantités disponibles. 1x PBS a été utilisé comme fluide de tampon d&#39;échantillon et de récupération, avec de l&#39;eau dans le canal de dérivation pour toutes les expériences. Fréquences de fonctionnement de Chip variaient entre 1,60 et 1,64 MHz, avec des tensions d&#39;entraînement entre 16 et 20 V pp. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53051/53051fig7large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> Pour démontrer l&#39;utilité de cette plate-forme pour la séparation de particules biologiques, nous avons d&#39;abord utilisé pour traiter des échantillons biologiques bien caractérisés: les cellules humaines Raji (10 5 cellules / ml, diamètre moyen 8-10 um 25) dopés par le virus de la dengue (de MENV, 10 5 pfu / ml, diamètre d&#39;environ 50 nm 26). Figure 7A montre le pourcentage de cellules Raji et DENV recueillies à la fois dans le SPO LPO (définie comme la fraction de chaque type de particules ont été recueillies à partir de chaque orifice de sortie par rapport à la quantité totale de chaque particule collectées depuis la puce). L&#39;expérience a été répétée en triple exemplaire, et des cellules Raji ont été quantifiés en utilisant un compteur Coulter, tandis que MDE a été quantifiée en utilisant une réaction en chaîne polymerase à transcription inverse quantitative (RT-qPCR). Ensuite, les performances du système a été testé dans un scénario qui est plus réaliste pour le traitement d&#39;échantillons cliniques, dans lequel les caractéristiques physiques exactes des particules peut être inconnue, et les quantités d&#39;échantillons disponibles sont plus faibles. Ici, nous avons évalué la séparation du virus de la porte d&#39;or récemment identifiés (GGV), un serpent pathogène infectant des cellules de rein boa constrictor. 27 La taille de la particule virale GGV n&#39;a pas encore été mesurée, mais depuis GGV appartient à la famille Arenaviridae, il est susceptible d&#39;untaille similaire, entre 100 et 150 nm. 28 Nous avons traité des échantillons avec GGV dopés (10 4 pfu / ml) dans les cellules Raji humaines (pas une cible de l&#39;infection par le virus), et les cellules boa rénaux (cible de l&#39;infection pour GGV, taille approximative 10 27 um), avec deux types de cellules à 10 4 cellules / ml. Comme ces échantillons étaient disponibles en faibles quantités, la séparation résulte de seulement un essai expérimental sont rapportés dans ce travail. La figure 7B montre le pourcentage de cellules Raji, cellules Boa, et GGV collectées auprès de la SPO et la LPO. Les cellules ont été quantifiées dans ces expériences par comptage sur un hémacytomètre et les virus ont été quantifiés par RT-qPCR.

Ce protocole décrit une architecture système permettant d’effectuer des séparations automatisées de particules de petits volumes (0,15 à 1,5 ml) à l’aide d’un dispositif microfluidique, et discute des méthodes permettant d’optimiser les performances et le fonctionnement d’un dispositif acoustofluidique.

Une plate-forme microfluidique pour le traitement de précision de petit volume échantillon et son utilisation pour Taille séparer les particules biologiques avec un Microdevice acoustique

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

L'objectif général de cette procédure est d'effectuer des séparations automatisées de particules à petit volume à l'aide d'un dispositif microfluidique photique. Cette méthode peut permettre des procédures clés dans le domaine du génie biomédical, notamment un traitement et une séparation robustes des échantillons pour des applications de détection biologique et de recherche clinique. Les principaux avantages de cette technique sont sa modularité, sa précision, sa robustesse et son automatisation, ce qui la rend adaptable et souple non seulement pour la séparation de réticules, mais aussi pour une grande variété de dispositifs de séparation microfluidiques en flux continu.Nous avons tout d'abord reconnu la nécessité de cette fonctionnalité pour effectuer de manière routinière et fiable des séparations sur des volumes d'échantillons biologiques inférieurs au millimètre sans dilution importante ni perte d'analyte. L'intégration du dosage de l'échantillon et du routage automatisé depuis les fichiers sources jusqu'aux fichiers de collecte, combinée aux opérations standards de la pompe à seringue, est essentielle pour travailler avec succès à cette échelle. Commencez par concevoir le dispositif réticulaire acoustique et la disposition des deux masques photographiques, comme décrit dans la section un du protocole textuel accompagnant.Ensuite, dessiner les ports fluidiques du côté arrière sur une plaquette de silicium 1 0 0 polie des deux côtés. À l’aide d’une lithographie optique classique avec une résine positive, graver cette géométrie par gravure ionique réactive profonde jusqu’à une profondeur de 350 à 400 micromètres. Ensuite, retourner la plaquette et dessiner la géométrie des canaux fluidiques sur le côté avant.Encore une fois, en utilisant la lithographie photométrique standard avec une résine positive, montez ensuite la tranche structurée sur une deuxième tranche porteuse en silicium vierge. À l’aide de la résine photosensible, gravez les canaux exposés à une profondeur de 200 micromètres. Par gravure réactive profonde, faites ensuite tremper la tranche du dispositif dans une solution de décapage de la résine afin de la détacher de la tranche en silicium vierge.Ensuite, nettoyez la plaquette de dispositif et une plaquette de verre borosilicaté sans caractéristique, d'une épaisseur de 0,5 millimètre, à l'aide de solution de piranha. Une fois le nettoyage terminé, scellez hermétiquement les canaux fluidiques en liant ioniquement la plaquette de verre et de silicium selon les conditions indiquées ici. Enfin, découpez les puces individuelles à l’aide d’une lame en diamant sur une tronçonneuse, à partir d’un kit de résine époxy à deux composants et faible viscosité.Prélevez le ratio recommandé des deux composants et mélangez-les soigneusement. Ensuite, placez le zirconate de plomb huit titanate ou la céramique piézoélectrique PCT dans un montage approprié et utilisez une pipette pour répartir environ 10 microlitres du mélange d'époxy uniformément dessus afin de former une fine couche homogène. Puis, placez la puce dans le montage et alignez le côté recouvert d'époxy de la céramique piézoélectrique avec la puce microfluidique.Il peut être nécessaire de fixer la puce avec du ruban adhésif pour la maintenir en place pendant l'alignement. Serrer l'ensemble dans un étau en prenant soin de ne pas fissurer les composants, puis effectuer le durcissement à la température et pendant la durée recommandées par le fabricant de la résine époxy. Une fois la résine époxy durcie, utiliser un fer à souder à pointe fine pour connecter des fils fins à chaque extrémité du matériau piézoélectrique en céramique.Si nécessaire, utilisez le flux approprié pour préparer la surface du pizo. Veillez à établir un contact aussi bref que possible avec le pizo afin d'éviter toute dépolarisation thermique. Fixez la puce sur une platine fluidique à l'aide de dispositifs de serrage.Ajoutez également un ventilateur de refroidissement sur la platine afin de réguler la température pendant les expériences acoustiques. Ensuite, vissez les connecteurs entre la puce et le monde extérieur. Fixez la platine sur la platine du microscope et reliez les connecteurs entre le monde extérieur et la puce à des tubes supplémentaires aux entrées et sorties.À l'aide de raccords filetés standard de 1/4 de pouce. Pour un tube de 1/16 de pouce, connectez la puce microfluidique à la pompe à seringue, aux vannes de sélection multiposition commandées par ordinateur, aux débitmètres reliés à un PC et aux tubes comme indiqué ici et décrit à la figure quatre du protocole accompagnant le texte. Avant d'effectuer la séparation, remplissez les réservoirs du réactif de nettoyage et purgez les conduites fluidiques correspondantes.Régler également les vannes trois et quatre aux sorties de la puce afin que le flux soit initialement dirigé vers les réservoirs de déchets. Ensuite, allumer le ventilateur de refroidissement. Connecter les câbles du matériau piézoélectrique en céramique à l'amplificateur de puissance et régler le générateur de fonction à la fréquence de résonance de la puce acoustique utilisée.Réglez le point de consigne de tension sur le générateur de fonctions de manière à ce que l'amplificateur RF délivre une tension comprise entre 12 et 25 volts crête à crête, selon la séparation souhaitée. Ensuite, connectez les flacons de collecte appropriés ainsi que le flacon d'entrée de tampon au système. Utilisez le tampon d'échantillon adapté aux cellules ou particules à séparer, ou tel que requis par le test d'analyse à utiliser après la séparation.Ensuite, chargez le logiciel de contrôle et utilisez-le pour piloter les vannes, les capteurs de débit et la pompe afin d'effectuer automatiquement la purge initiale et la procédure de séparation. Juste avant de commencer la séparation, vortexez brièvement le flacon d'échantillon afin de resuspendre les particules éventuellement décantées. Alternativement, pipetez l'échantillon dix fois de haut en bas pour mélanger les échantillons biologiques plus sensibles aux dommages ou à l'agglutination provoqués par le vortexage.Ensuite, fixez le flacon d'échantillon à la ligne d'entrée et lancez sans délai la routine d'amorçage et de séparation. Commencez par utiliser le logiciel pour amorcer l'entrée d'air des vannes une et deux afin de vous assurer que les tubes ne contiennent aucun liquide. Amorcez simultanément les tubes reliant le flacon d'entrée du tampon à la vanne deux et le flacon d'entrée de l'échantillon à la vanne une.Faites en sorte que la pompe à seringue aspire environ 15 microlitres depuis les deux flacons afin de remplir complètement les tubes, après les avoir raccordés aux vannes. Enfin, positionnez les vannes un et deux sur le circuit de déchet pour évacuer tout excès de liquide ou d'air entré dans la bobine de chargement. Ensuite, configurez le programme pour charger la bobine d'échantillonnage en aspirant d'abord 25 microlitres d'air à raison de 50 microlitres par minute.Ensuite, charger 250 microlitres d'échantillon à raison de 200 microlitres par minute, suivis de 35 microlitres de tampon frontal à 200 microlitres par minute, puis enfin, 25 microlitres d'air supplémentaires à 50 microlitres par minute. Régler ensuite les pompes à seringue pour infuser les bouchons de fluide chargés à 100 microlitres par minute et surveiller les débits aux sorties des particules petites et grandes à l'aide de capteurs de débit. Le rapport de débit approprié peut être déterminé comme décrit dans le protocole textuel accompagnant.Lorsque les capteurs de débit détectent une augmentation du débit indiquant le passage du premier intervalle d'air, basculer la vanne de sortie correspondante du flacon de déchets vers un flacon de collecte d'échantillon. S'assurer que le débit est stable pendant que l'échantillon traverse la puce, en observant les mesures des capteurs de débit. Lorsque l'échantillon passe à travers la puce, les fractions séparées sont collectées aux vannes de sortie.À la fin de la prise d’échantillon, observer le capteur d’écoulement et détecter le deuxième intervalle d’air. À ce moment-là, réorienter les vannes de sortie vers le déchet. Une fois le volume total distribué, arrêter l’infusion de la pompe à seringue et mettre fin à la procédure d’automatisation.Une fois l'expérience de séparation terminée, déconnectez les petits et grands flacons de collecte des échantillons de particules et conservez-les de manière appropriée pour les analyses ultérieures. Fixez le tube de prélèvement dans des flacons vides afin de recueillir les solutions de nettoyage excédentaires qui seront passées à travers les tubes. Ensuite, lancez la procédure automatisée de nettoyage du système telle que décrite dans le protocole textuel accompagnant.Au cours de ce processus, le programme commande les vannes et la pompe à seringue pour charger séquentiellement la bobine de maintien avec des réactifs de nettoyage et les faire circuler à travers le système. Une fois le processus automatisé de nettoyage et de décontamination terminé, éliminer les solutions de rinçage excédentaires ainsi que les vials dans lesquelles elles ont été collectées, en suivant les procédures appropriées de manipulation des déchets biologiques ou chimiques. Voici un exemple de balayage de fréquence provenant d’un dispositif piézoélectrique et microfluidique correctement couplé.Lorsque le couplage entre le piézo et le dispositif microfluidique est bon, les particules se concentrent étroitement à la fréquence de résonance, ce qui donne un pic net dans l'intensité de fluorescence et une migration vers la position de focalisation attendue. En revanche, lorsque le couplage est mauvais, les particules ne se focalisent pas correctement et le dispositif n'est pas adapté lorsque la focalisation de haute qualité ou un débit rapide sont essentiels pour l'application requise. Chaque ligne sur ce graphique représente les résultats de séparation obtenus avec différentes tailles de particules de polystyrène et différentes tensions d'excitation du piézo.En général, des tensions plus élevées sont nécessaires pour extraire des particules plus petites. Toutefois, les tensions sèches ne peuvent pas être augmentées indéfiniment en raison d'une dissipation thermique accrue et des effets croissants du courant acoustique. Afin de démontrer l'utilité de cette plateforme pour la séparation de particules biologiques, des cellules humaines Raji, dont le diamètre moyen est de huit à 10 micromètres, ont été mélangées avec le virus de la dengue, ayant un diamètre approximatif de 50 nanomètres, puis séparées à l’aide du dispositif microfluidique acoustique.Une fois qu'un système de ce type est assemblé et programmé, les séparations peuvent être réalisées de manière routinière en environ cinq minutes. Environ trois échantillons par heure peuvent être traités, avec un nettoyage et une décontamination complets entre chaque échantillon. Après cette procédure, d'autres méthodes peuvent être effectuées, telles que le dénombrement cellulaire, le western blot ou le séquençage de nouvelle génération, afin de confirmer la pureté de la séparation et d'élucider sa signification biologique.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de fabriquer un dispositif microfluidique de séparation typique. Utilisez des connexions monde vers puce pour interfacer avec le matériel et exécuter une procédure de séparation automatisée de manière précise et robuste. N’oubliez pas que le travail avec des matériaux infectieux peut être extrêmement dangereux et doit être effectué uniquement par du personnel dûment formé, en utilisant l’équipement et les procédures prescrites par l’institution en matière de sécurité biologique.

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