Échantillonnage, tri et caractériser les microplastiques dans les milieux aquatiques avec les charges de sédiments en suspension haute et les gros débris flottant
28 juillet 2018
La plupart des recherches microplastic à ce jour s’est produite dans les systèmes marins, où les niveaux de solides suspendus sont relativement faibles. Mise au point est maintenant passer à des systèmes d’eau douce, qui peuvent comporter des charges élevées de sédiments et débris flottants. Ce protocole traite de recueillir et d’analyser les échantillons microplastic de milieux aquatiques qui contiennent des hautes charges solides suspendues.
Cette méthode aidera les chercheurs à quantifier les charges de microplastiques dans les rivières, qui contiennent souvent des charges élevées de sédiments, car elles constituent une source majeure de débris plastiques dans l’océan. Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet de filtrer et de trier des microplastiques et des échantillons d’eau avec des charges sédimentaires élevées à des tailles qui ne sont généralement pas incluses dans les études précédentes. Pour commencer, rincez trois fois le dispositif de filtration et les tamis en nylon avec de l’eau déminéralisée.
Placez ensuite les tamis à mailles dans chaque joint d’union, la taille des coulées diminuant de haut en bas. Pour éviter les fuites, scellez hermétiquement chaque joint. Ensuite, mouillez un filtre à membrane à base d’esters de cellulose mélangés avec de l’eau désionisée.
Pendant que le filtre est encore humide, pliez-le en un cône. Placez ensuite un panier en maille d’acier inoxydable dans le dernier joint d’union. Placez avec précaution le filtre à membrane plié dans le panier.
Repliez la lèvre du filtre sur le bord du joint. Placez ensuite un tamis à mailles sur le filtre à membrane dans le dernier joint d’union. Assurez-vous que tous les joints d’union sont bien scellés.
Fixez ensuite le tuyau du haut du ballon filtrant à la base du dispositif de filtration. Allumez la pompe à vide en vous assurant que la pression ne dépasse pas 127 millilitres de mercure. À l’aide d’un cylindre gradué de 500 millilitres, mesurez le volume total de l’échantillon.
Ensuite, enregistrez le volume de l’échantillon et transférez-le dans le dispositif de filtration. Pour vider la fiole filtrante, éteignez la pompe et détachez les deux tuyaux de la fiole. Videz ensuite le ballon dans un conteneur à déchets.
Pour continuer le cycle de filtration, rattachez les tuyaux et allumez la pompe. Une fois que l’échantillon entier a été filtré, utilisez de l’eau désionisée pour rincer le récipient d’échantillon et le cylindre gradué trois fois. Après chaque rinçage, filtrez l’eau déminéralisée utilisée pour rincer le récipient et le cylindre gradué.
À l’aide d’eau déminéralisée, rincez trois fois les parois de l’appareil de filtration. Éteignez ensuite la pompe à vide et utilisez une bouteille de lavage d’eau déminéralisée pour rincer les bords du joint d’union. Éteignez la pompe et utilisez une pince pour retirer le tamis à mailles du joint d’union.
Placez le tamis dans une boîte de Pétri couverte et séchez-le à 60 degrés Celsius pendant 24 heures. Répétez ce processus pour chaque joint union. Ensuite, allumez la pompe à vide et rincez les bords d’un filtre à membrane à l’aide d’une bouteille de lavage à eau déminéralisée.
Lavez les particules sur les bords du filtre vers le centre et assurez-vous que toute l’eau passe à travers le filtre. Ensuite, utilisez une pince pour retirer et déplier le filtre à membrane. Placez le filtre dans une enveloppe en aluminium et séchez-le à 60 degrés Celsius pendant 24 heures.
Examinez d’abord le filtre à membrane au microscope stéréoscopique. Les plastiques suspectés n’ont pas de structure cellulaire. Les fibres auront une épaisseur égale partout et les particules n’apparaîtront pas brillantes.
Retirez les plastiques suspects du filtre et placez-les dans un flacon de collecte contenant 70 % d’éthanol. Notez la couleur et la forme de chaque plastique suspecté. Pour les tamis en maille de nylon stockés dans des boîtes de Pétri, une fois que tous les plastiques suspects ont été retirés du filtre, examinez le couvercle et le fond de la boîte de Pétri pour détecter d’autres plastiques suspects.
Pour valider ce protocole, trois échantillons de la baie d’Oso ont été enrichis de 10 particules de polyéthylène bleu et de 50 fibres de nylon vertes. En moyenne, 100 % des particules de polyéthylène et 92 % des fibres de nylon ont été récupérées dans les échantillons. La perte de fibres peut être due à une petite quantité de perte d’échantillon lors de la filtration ou à une identification incorrecte.
Une fois maîtrisés, plusieurs appareils de filtration peuvent être exécutés simultanément, les échantillons prenant moins de deux heures chacun à filtrer. Les temps de tri des échantillons au microscope sont toutefois spécifiques à l’échantillon. Lors de cette procédure, il est important de ne pas oublier de tenir compte de la contamination potentielle à l’aide d’équipement de laboratoire et de blancs de terrain pour chaque étape du processus.
Après cette procédure, d’autres méthodes telles que la spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier peuvent être utilisées pour vérifier les propriétés des matériaux. Grâce à son développement, cette technique permet aux chercheurs qui étudient les contaminants environnementaux d’explorer la pollution par les microplastiques et les cours d’eau à forte charge de sédiments en suspension, ainsi que les débris flottants et immergés.
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Aperçu
Ce protocole traite de la collecte et de l'analyse d'échantillons de microplastiques provenant de systèmes d'eau douce, qui contiennent souvent de grandes quantités de sédiments. Il permet aux chercheurs de quantifier les charges de microplastiques dans les rivières, une source importante de débris plastiques dans l'océan.
Composantes clés de l'étude
Domaine de la science
- Sciences de l'environnement
- Écologie des eaux douces
- Recherche sur la pollution
Contexte
- La recherche sur les microplastiques s'est principalement concentrée sur les systèmes marins.
- Les systèmes d'eau douce peuvent avoir de grandes quantités de sédiments et de débris flottants.
- Comprendre la distribution des microplastiques dans les rivières est crucial pour la santé environnementale.
- Cette étude vise à combler le manque de connaissances concernant les microplastiques dans les eaux douces.
Objectif de l'étude
- Développer une méthode pour collecter des échantillons de microplastiques dans les rivières.
- Analyser l'impact des grandes charges de sédiments sur la quantification des microplastiques.
- Fournir un protocole standardisé pour les futures recherches dans les environnements d'eau douce.
Méthodes utilisées
- Rincer les dispositifs de filtration et les tamis en nylon avec de l'eau désionisée.
- Utiliser des tailles de maille décroissantes dans les joints d'union pour filtrer les échantillons.
- Sceller hermétiquement les joints pour éviter les fuites pendant la filtration.
- Humidifier un filtre à membrane en ester de cellulose mixte avec de l'eau désionisée.
Principaux résultats
- La méthode permet un filtrage efficace des microplastiques dans les environnements à forte charge de sédiments.
- Les chercheurs peuvent quantifier les charges de microplastiques à des tailles généralement pas incluses dans les études précédentes.
- Les résultats contribuent à la compréhension du transport des plastiques des rivières aux océans.
- Cette technique améliore la précision de la recherche sur les microplastiques dans les systèmes d'eau douce.
Conclusions
- Le protocole développé est efficace pour analyser les microplastiques dans les systèmes d'eau douce.
- Il répond aux défis posés par les fortes charges de sédiments.
- Les études futures peuvent utiliser cette méthode pour approfondir l'investigation de la pollution par les microplastiques dans les eaux douces.
Questions fréquemment posées
Executive Industry Relevance
This protocol enables biopharma R&D teams to assess microplastic contamination in aquatic environments relevant to water sourcing for manufacturing and formulation processes. By capturing particles <300 µm in high-sediment conditions, it supports risk evaluation of particulate impurities in water used for drug production, cleaning, or cooling systems. The method enhances predictive confidence in environmental monitoring programs tied to GMP-adjacent operations and supply chain resilience.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of particulate-induced cellular stress pathways in vitro using environmentally relevant microplastic mixtures.
- Operational Value: Provides standardized isolation of sub-300 µm particles for toxicological screening in discovery assays.
Screening & Assay Development
- Scientific Value: Generates quantifiable microplastic fractions for dose-response profiling in phenotypic screening assays.
- Operational Value: Ensures reproducible sample preparation across variable water sources, reducing assay noise from sediment interference.
Translational & Preclinical Research
- Scientific Value: Supports mechanistic de-risking by linking environmental exposure models to organ-specific accumulation and inflammatory endpoints.
- Operational Value: Enables cross-study comparability of microplastic burden in preclinical disease models via consistent sizing and polymer characterization.
Pipeline & Workflow Integration
The method fits within environmental risk assessment workflows, informing early-stage formulation decisions and facility siting strategies by characterizing particulate loads in process water intakes.
- Discovery Biology: Delivers characterized microplastic particulates and fibers for hypothesis testing on membrane integrity and oxidative stress mechanisms.
- Screening: Provides size-fractionated samples enabling reliable high-throughput screening of particle-cell interactions.
- Analytics: Delivers polymer-specific identification via micro ATR-FTIR, allowing correlation of plastic type with biological response.
- Translational Research: Connects environmental exposure data to preclinical models through standardized particle dosing and recovery metrics.
- Enterprise Reuse: Adaptable filtration volumes and mesh sizes allow deployment across multiple sites and water sources with standardized SOPs.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Reduces mechanistic ambiguity in environmental toxin studies by providing chemically and physically defined microplastic preparations.
- Operational Value: Achieves 100% recovery for polyethylene particulates and 92% for nylon fibers, ensuring reliable quantification for longitudinal monitoring.
- Strategic Value: Informs capital allocation for water purification upgrades by identifying persistent particulate challenges in source water.
- Portfolio Impact: Supports risk-adjusted advancement decisions by quantifying microplastic burden in water used for cell culture or buffer preparation.
Implementation Considerations
- Requires expertise in filtration techniques, microscopy, and ATR-FTIR polymer identification.
- Depends on vacuum pumps, graduated cylinders, and custom filtration devices with union joints and mesh sieves.
- Necessitates standardized rinsing and drying protocols to prevent cross-contamination between samples.
- Must account for fiber loss during handling and validate recovery using spiked controls per sample batch.
- Adaptation to extreme flow rates or biofouling conditions may require pretreatment steps not detailed in the source.
