Introduction
L'angioplastie est une procédure endovasculaire utilisée pour élargir les artères rétrécies ou obstruées qui en résultent à des conditions pathologiques telles que l'athérosclérose. Une complication fréquente de l'angioplastie est l'hyperplasie néointimale post-opérationnelle, ou la resténose, qui se produit en raison de blessures chirurgicales et le remodelage vasculaire induite par une inflammation subséquente. Ces conditions conduisent à la prolifération des cellules lisses vasculaires, et de multiples conséquences physiopathologiques 1-3. hyperplasie néointimale re-épaissit le navire, et se produit dans jusqu'à 60% des patients post-angioplastie dans la première année. Par conséquent, la resténose est un revers majeur de la procédure d' angioplastie largement utilisé 4. Bien que l'implantation du stent médicament-élution peut aider à prévenir la resténose, seuls les candidats retenus peuvent subir cette procédure coûteuse 5.
Les deux études animales et cliniques ont établi que l'inflammation chronique générée par vascublessures lar et / ou plaie chirurgicale sert le stimulus principal pour le post-angioplastie 2,4 de croissance néo - intimale. Les carotides de rat blessures du ballon modèle imite la situation clinique et donc sert de système de modèle précieux pour identifier les facteurs cellulaires qui impliquent dans le remodelage vasculaire et la prolifération des cellules vasculaires 6-9. Ce système de modèle est également un outil très utile pour évaluer et / ou de l' écran pour les médicaments et réactifs thérapeutiques qui suppriment la croissance néointimale dans les études translationnelles pré-cliniques 10-14.
Par rapport au modèle de fil carotide murine blessure 15 et le modèle de lésion de fil de l' artère fémorale de souris 16, le modèle de lésion par ballonnet de la carotide de rat a l'avantage d'être suffisamment grande taille pour la facilité de la procédure chirurgicale qui facilite la reproductibilité de la blessure infligée. Il peut fournir un plus grand nombre de cellules primaires (par exemple des cellules musculaires lisses vasculaires, les cellules endotheliales) pour Additional études in vitro pour délimiter le mécanisme moléculaire qui régit le remodelage vasculaire. Il est important, par rapport à des souris, des rats sont également connus pour être un meilleur modèle pour des études physiologiques et toxicologiques 17. Bien qu'un inconvénient ou la limitation du modèle de rat est le manque de modèles génétiques modifiés et knockout de gène, cet inconvénient peut être surmonté par la disponibilité de la séquence génomique de rat et le développement récent de puissants outils d'édition génomiques telles que la technologie CAS CRISPR qui rend possible manipulation de vastes gammes de séquences génomiques dans les systèmes 18,19 modèles différents.
Bien que le modèle de lésion par ballonnet de rat a été utilisé par plusieurs laboratoires et divers protocoles complets ont été publiés 20,21, ce protocole vise à fournir plus de détails sur les préparatifs pré-chirurgie et peut guider les chercheurs nouveaux à cette procédure pour mettre en place cette pratique chirurgicale. Nous soulignons également la prise en charge post-opératoire des til les animaux qui permet non seulement des analyses pathologiques et histomorphologiques post-mortem des effets thérapeutiques sur le remodelage artériel, mais aussi des études échographie échographiques d'animaux vivants 13,22.
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Protocol
REMARQUE: l'utilisation du modèle de lésion par ballonnet de rat et des procédures connexes, y compris l'injection d'études échographiques recombinantes Srage et échographiques ont été approuvés par le Comité des soins aux animaux et de l'utilisation (ACUC) de l'Institut national sur le vieillissement, NIH.
1. Préparatifs avant la chirurgie
- Instrument, Plate-forme de chirurgie, et équipement de protection individuelle.
- Voir Matériaux et table d'équipement pour l' ensemble des instruments chirurgicaux et des réactifs utilisés dans cette procédure. Autoclave tous les instruments chirurgicaux avant intervention chirurgicale.
NOTE: Pour de multiples interventions chirurgicales effectuées le même jour, utiliser une pré-chauffée stérilisateur perles de verre pour stériliser les instruments entre les interventions chirurgicales. - Stériliser la surface de la plate-forme d'exploitation avec 70% d'alcool. Mettez blouse chirurgicale, la couverture de cheveux, masque chirurgical, des lunettes de sécurité et des gants. Laissez une boîte de gants stérilisés à proximité de la plate-forme chirurgicale pour plus de nouse.
- Voir Matériaux et table d'équipement pour l' ensemble des instruments chirurgicaux et des réactifs utilisés dans cette procédure. Autoclave tous les instruments chirurgicaux avant intervention chirurgicale.
- Préparation du cathéter.
- Remplir seringue de 1 ml avec de l'eau stérile et fixer la seringue à deux voies robinet rempli d'eau stérile. Poussez doucement l'eau à travers le robinet pour remplir la partie luer-lock du cathéter à ballonnet, et éliminer les bulles d'air de l'ouverture du cathéter.
- ballon d'essai pour assurer gonflage du ballonnet peut être gonflé par 0,02 ml d'eau. Rangez la pointe du ballon dans un récipient d'eau stérilisée avant la chirurgie pour éviter la dessiccation et la contamination.
- Anesthésie et préparation des animaux.
- Peser rats mâles Wistar (400-450 g) et vérifier l'étiquette d'oreille pour confirmer l'ID. Placez le rat dans une chambre d'induction, puis allumez le vaporisateur et régler le niveau de l'isoflurane à 3,5-4,0% et le niveau d'oxygène à 1,5-2,0 L. Vérifiez la profondeur de la sédation en vérifiant la pédale réflexe de retrait tel que le pincement de l'orteil ou la queue de l'animal.
- Après avoir atteint l'anesthésie (
- Après avoir atteint le niveau chirurgical de l'anesthésie, de se raser la région du cou ventrale du menton vers le bas juste au-dessus du sternum avec tondeuses animales et tamponner la peau rasée avec une alternance de dilution 1:10 de povidone-iode et 70% d'éthanol 3 fois.
- Placer la solution ophtalmique sur les yeux ouverts de l'animal avec un coton-tige afin de les empêcher de sécher. Humidifiez la langue et la bouche de l'animal à l'eau potable pour éviter le séchage pendant l'opération.
- Couvrir le rat avec une feuille chirurgicale stérile et couper la feuille pour exposer la région du cou. Placez l'animal dans la position couchée ona chauffé pad sur la plate-forme chirurgicale avec la tête vers le chirurgien. Fixer les membres de l'animal à la plate-forme chirurgicale en utilisant du ruban adhésif.
2. Interventions chirurgicales
- Dissection et isolement de l'artère carotide gauche
- Utiliser un scalpel pour faire une incision en ligne droite au-dessous du menton dans une direction vers l'arrière tout le chemin vers le sommet du sternum juste au-dessus de la cage thoracique. Utilisez une pince à disséquer 7S carrément les tissus glandulaires salivaires sous la peau pour exposer la couche musculaire. tissus musculaires séparés d'avoir accès à la carotide vascularisation et le nerf vague dans la région du cou.
- disséquer Carrément tissus entourant l'artère carotide, et soigneusement séparer le nerf vague et le fascia vasculaire pour éviter tout dommage. Continuellement disséquer jusqu'à la bifurcation de l'artère carotide pour exposer les branches internes et externes et l'artère carotide commune jusqu'au sternum.
- Préparation de Arteriotomy
- Pour la rétraction et l'hémostase, placer une ligature au niveau du site le plus proximal de l'artère carotide commune gauche et l'autre à l'emplacement de ligature distale immédiate à la bifurcation.
- Placer une suture en soie 4,0 à l'artère carotide externe loin de la bifurcation possible de rétracter l'artère vers la tête. ligaturer de manière permanente les petites artères en utilisant des sutures en soie 4,0 le long de l'artère carotide externe, y compris l'pharyngée ascendante, occipital et de la thyroïde supérieure afin d'éviter la fuite artérielle.
- Placer une suture en soie 4,0 autour de l'artère carotide interne afin d'éviter une perte de sang rétrograde significative. Habituellement, la longueur disponible de la branche interne est minime. Pour visualiser l'artère carotide interne, exposer l'artère carotide interne, autant que possible en retirant délicatement l'artère sus-jacente à la carotide droite.
- Introduction du cathéter
- Rentrez la suture proximale sur la carotide commune artery et placer une pince artérielle sur le navire pour arrêter temporairement l'écoulement du sang. Faire une petite (1/3 à 1/4 de la circonférence de l'artère) incision sur l'artère carotide externe au niveau d'un emplacement en aval de la suture possible.
- Insérez délicatement un cathéter à ballonnet non gonflé dans l'incision, puis avancer le cathéter dans la lumière à proximité de la pince artérielle sur l'artère carotide commune. Retirer la pince, et faire progresser le cathéter à ballonnet à l'arc aortique, environ 35-40 mm de l'incision.
- Balloon Injury
- gonfler manuellement le cathéter à un volume de 0,02 ml par la seringue attachée, puis verrouiller le robinet entre la seringue et le cathéter. Retirez lentement le cathéter avec des rotations. Lorsque le cathéter est proche de l'incision arteriotomic, dégonfler le ballon. Faire avancer le cathéter de retour à l'emplacement d'origine.
- Répétez 2.4.1 pour un total de 3 fois. Retirez délicatement le cathéter de la lumière de l'artère.
- Fermez la plaie chirurgicale
- Fermez le artériotomie avec des sutures. Libérer l'artère carotide interne afin de rétablir le flux sanguin. Vérifiez hémorragie artérielle ou de fuite. En cas de saignement, appliquer un morceau de gaze avec une pression de peu pour arrêter le saignement.
- Retirer le reste des sutures et des pinces utilisées pour la procédure. Fermez le tissu glandulaire avec 6,0 points de suture. Fermez la peau avec des sutures de la peau ou des agrafes. Éteignez l'isoflurane et de laisser l'animal avec de l'oxygène pur pendant quelques minutes.
3. Administration de la Therapeutics, Analgésiques, soins post-chirurgie, et l'euthanasie
- L'administration de produits thérapeutiques et analgésiques.
- Après la chirurgie, l'injection de buprénorphine (0,03 mg / kg) par voie intramusculaire. Injecter 5 ml préchauffé sous-cutanée de solution saline stérile pour compenser la perte de sang pendant la chirurgie. Injecter sRAGE (0,5 ng / g) (thérapeutique) dans le péritoine.
- Humidifiez les yeux à nouveau avec ophonguent thalmic. Placez le rat sur le pad de chaleur et de surveiller l'animal jusqu'à ce qu'il reprenne conscience complète de maintenir décubitus sternale.
- Retour le rat dans une cage avec une literie propre et amener la cage vers le vivarium. Placez une carte d'observation spéciale sur la cage pour alerter les vétérinaires traitants et les gardiens.
- Post-chirurgie Nettoyage
- Mettre du matériel chirurgical utilisé y compris des tampons, des tampons, des aiguilles et al soit dans la poubelle ou un récipient d'élimination spéciale. Désinfecter la plate-forme de chirurgie et nettoyer les instruments chirurgicaux.
- Soins post-opératoires
- Administrer buprénorphine (0,03 mg / kg) deux fois par jour (bid) pendant la période post-opératoire 48 heures. Surveiller l'animal de près pendant la période post-opératoire 48 h pour les signes communs de détresse tels que l'immobilité, l'incapacité à nourrir, la posture hutched, fourrure ébouriffée, et grimace. Surveiller les conditions enroulées pour les rougeurs, de l'enflure, la déhiscence et les infections.
REMARQUE:Des traitements supplémentaires peuvent être prescrits en fonction de la recommandation traitant du vétérinaire. - Retirez la suture ou des clips enroulés selon d'assister à la recommandation du vétérinaire.
- Administrer buprénorphine (0,03 mg / kg) deux fois par jour (bid) pendant la période post-opératoire 48 heures. Surveiller l'animal de près pendant la période post-opératoire 48 h pour les signes communs de détresse tels que l'immobilité, l'incapacité à nourrir, la posture hutched, fourrure ébouriffée, et grimace. Surveiller les conditions enroulées pour les rougeurs, de l'enflure, la déhiscence et les infections.
- Euthanasie
- Deux semaines après la chirurgie, euthanasier les rats pour isoler les artères carotides pour le post-mortem histo-morphologique des analyses 22. Placez le rat dans une chambre contenant 5-20% d'isoflurane air saturé pendant au moins 2 min jusqu'à l'arrêt complet de la respiration. Vérifier la mort avant la dissection des organes et des tissus.
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Representative Results
Deux semaines après la lésion par ballonnet, le rat est euthanasiée et les carotides sont isolés pour une analyse histo-morphologique. Les deux opérés gauche artère carotide et l'artère non exploité droite sont en coupe transversale, traitées et paraffine. Les échantillons de paraffine sont alors plus mince en coupe, et colorées à l'hématoxyline-éosine (H & E). Des analyses histo-morphologiques sont effectuées en utilisant un système d'analyse d'image numérique. Les détails de la récolte de l' artère et de l' analyse histo-morphologiques ont été décrits 13,23. Le ballon accident provoqué une croissance néointimale ou de l'épaississement de la paroi vasculaire, si on les laisse non traitées (ou traitées avec du sérum physiologique en tant que placebo), il est évident , comme illustré sur la figure 1B, par rapport à la section de la cuve non actionnée à partir du même rat (Figure 1A). La section de la cuve du réactif thérapeutique chez le rat reçu (dans ce cas, sRAGE) qui bloque la croissance de la néo-intima a montré sigicantly réduit l' épaississement de la paroi du vaisseau (figure 1C). Les effets de la lésion par ballonnet, ainsi que le traitement thérapeutique peut aussi être évaluée in vivo en utilisant des ultrasons sonographie 22, qui collaborent avec les résultats de l' analyse morphologique histo-(figure 2). Les détails concernant l'évaluation de l'efficacité et de la fenêtre d'administration de sRAGE thérapeutique dans le modèle de lésion par ballonnet chez le rat ont été décrits dans des publications antérieures 13,22. Pour évaluer les réactifs thérapeutiques qui réduisent ou bloquent la paroi du vaisseau remodelage blessure provoquée, un groupe de rats (n = 8-15) doivent être exploités afin d'obtenir des conclusions statistiquement significatives.
Figure 1:. Les résultats représentatifs du modèle de lésion par ballonnet de la carotide de rat coloration H & E de l'Carotid artère sections transversales (A) , la section de l' artère non-exploité carotide droite; (B) le ballon blessé et la section de l' artère carotide gauche placebo ( les flèches indiquent les zones neotimal); (C) le ballon blessé et sRAGE traité section de l' artère carotide gauche. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2:. Corrélation de l' échographie échographie et l' histologie sRAGE (0,5 ng / g) traiter les navires carotides montrés dans diagramme de dispersion des données à partir de (A) lumen épaisseur de diamètre et (B) paroi de la cuve à 2 semaines après la blessure (le non-exploité , blessé avec sRAGE et placebo, n = 12 de chaque groupe). (C) sonographi Représentantc et histologiques (100X) images. (Figure de référence 22, avec l' autorisation de l'éditeur). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
Il y a eu deux méthodes utilisées pour gonfler le ballonnet afin de provoquer la blessure qui supprime l'endothélium murale dans la lumière artérielle carotidienne. La première consiste à remplir la seringue attachée avec du liquide 20, et l'autre est d'utiliser la pression d'air 21. Nous préférons utiliser une seringue remplie de liquide, car le volume de liquide exact (0,02 ml) est utilisé pour chaque procédure. Ceci rend un gonflage précise et reproductible du ballon, ce qui conduit à un niveau similaire de blessures chez chaque animal soumis à cette procédure. En utilisant un liquide contenu dans la seringue nécessite en effet l'élimination des bulles d'air dans le liquide. Ceci peut être réalisé en poussant les bulles hors de l'ouverture du cathéter. Après avoir enlevé la majorité des bulles d'air, des bulles d'air minuscules résiduelles se dissiperont en 1-2 heures. Nous suggérons que les chercheurs font des matériaux pré-chirurgie prête 1-2 heures avant la procédure, et de vérifier le degré de gonflage du ballonnet avant chaque opération individuelle pour assurer la approl'inflation échéant.
Pour la chirurgie, le chirurgien et son / son assistant (s) doivent porter tous les équipements de protection nécessaires, y compris des masques, des gants stériles, et des blouses chirurgicales pour protéger les animaux et les chercheurs de l'infection. Il est important d'utiliser pleinement développés, les rats mâles avec du poids corporel similaires (par exemple entre 380-450 g) afin d' assurer la bonne taille de l' artère carotide pour l'introduction de la norme 2F Fogarty ballon cathéter d' embolectomie utilisé pour cette procédure. Avant la chirurgie, vérifier le niveau de l'isoflurane dans le vaporisateur pour assurer une quantité suffisante de l'anesthésique qui couvre toute la chirurgie, et remplir le vaporisateur si nécessaire avant chaque intervention chirurgicale commence. Vérifier la jauge de pression du réservoir d'oxygène pour assurer une quantité suffisante d'oxygène pour la chirurgie. Afin d'assurer une bonne profondeur de l'anesthésie est atteinte, on peut également surveiller la fréquence respiratoire du rat. Un rat normal a une fréquence respiratoire de 85 ~ souffle / min; une augmentation de la profondeur respiratoire et rerythme gulaire, et une diminution de la fréquence respiratoire signifie une anesthésie chirurgicale.
Pendant la chirurgie, l'anesthésie doit être constamment contrôlée et maintenue en contrôlant la respiration, la pédale réflexe et la réponse de l'animal à un stimulus chirurgical. Fait à noter, le chirurgien doit changer de gants si son / ses mains touchent des parties non stériles de l'animal pendant la chirurgie, comme la vérification pédale réflexe pour prévenir la contamination et l'infection potentielle. En outre, le chirurgien et l'assistant doivent également surveiller attentivement les signes vitaux de l'animal pendant l'opération afin d'éviter un surdosage anesthésique et prendre des mesures correctives rapides pour écarter la situation si elle se produit en éteignant l'isoflurane et d'augmenter le niveau d'oxygène à 100%. Les signes de surdosage anesthésique comprennent respirations lentes et peu profondes, et un pouls faible et irrégulier. Nous proposons également une bonne préparation de artériotomie avant la blessure du ballon, y compris une séparation complète de la carotide d'unsections rtery de leurs tissus adjacents. Cela aidera à éviter les saignements inattendus lors de l'opération.
L'animal sous anesthésie, y compris pendant la phase de récupération post-chirurgicale, ne doit jamais être laissé sans surveillance. Comme une alternative à la buprénorphine régulière (0,03 mg / kg d'offre) au cours de la période post-opératoire 48 heures, la buprénorphine à libération prolongée (buprénorphine SR) peut également être utilisé. L'injection de buprénorphine SR (1,0-1,2 mg / kg) immédiatement après la chirurgie couvrira la période post-chirurgicale jusqu'à 72 h. En général, les complications postopératoires ne sont pas prévus; mais une pratique de monitory minutieuse assure le bien-être des animaux et est une politique par l'ACUC institutionnelle.
Parce qu'il est plus important de reproduire le même niveau de la lésion par ballonnet dans le groupe d'animaux (8-15), les compétences chirurgicales adéquates et familiarité avec la procédure étude sont fortement recommandés. Pour les chercheurs de nouvelles à cette procédure, nous suggéronspremiers à pratiquer toute la procédure, y compris la préparation de artériotomie, la blessure du ballon et la fermeture de la plaie sur les carcasses de rats qui peuvent être disponibles dans l'animalerie institutionnelle. Pratiquer l'intervention chirurgicale avec des vétérinaires ou des chercheurs familiers avec la procédure assure également d'obtenir des résultats sur les blessures de ballon reproductibles et cohérentes.
À notre avis, les médicaments et / ou thérapeutiques qui nient la croissance néointimale sont mieux administrés immédiatement après la blessure du ballon afin de compenser l'inflammation à un stade précoce. peuvent avoir besoin d'être administré en permanence pendant les jours suivants de récupération pour obtenir l'effet Certains réactifs. Une intervention précoce permet de bloquer ou de réduire le remodelage vasculaire qui a suivi 13,22,24.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu'ils ont aucun intérêt financier concurrents.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2 F Fogarty balloon embolectomy catheter | Edwards Lifesciences | ||
| Standard scalpel | Fine Science Tools | ||
| Small curved forceps (Large radius Dumont#7shanks curved) | Fine Science Tools | ||
| Large, medium and small micro-scissors | Roboz | ||
| Needles (20 G) | TycoHealthcare | ||
| Micro-surgery forceps with micro-blunted atraumatic tips | Fine Science Tools | ||
| Atraumatic straight small arterial clamps | Fine Science Tools | ||
| Retractor with maximum spread 5.5 cm long blunt teeth | Fine Science Tools | ||
| Silk suture (4.0 and 6.0 ) | Fine Science Tools | ||
| Syringe (1.0 ml) | BD | ||
| Curity gauze sponges | AllegroMedical | ||
| Cotton tip applicators sterile and non-sterile | Puritan Medical Products | ||
| Compact hot bead sterilizer | Fine Science Tools | ||
| Self-regulating heating pad | Fine Science Tools | ||
| ADS200 anesthesia system/ventilator | Paragon Medical | ||
| Isoflurane (forane), liquid form | Baxter | ||
| Sodium chloride 0.9% (Saline) | Hospira | ||
| Buprenex (buprenorphine) | Reckitt Benckiser Healthcare (UK) Ltd. | ||
| 70% alcohol | Fisher | ||
| 1:10 Betadine | Fisher |
References
- Chaabane, C., Otsuka, F., Virmani, R., Bochaton-Piallat, M. L.
- Goel, S. A., Guo, L. W., Liu, B., Kent, K. C.
- Khan, R., Agrotis, A., Bobik, A. Understanding the role of transforming growth factor-beta1 in intimal thickening after vascular injury. Cardiovasc Res. 74, 223-234 (2007).
- Schillinger, M., Minar, E. Restenosis after percutaneous angioplasty: the role of vascular inflammation. Vasc Health Risk Manag. 1, 73-78 (2005).
- Katz, G., Harchandani, B., Shah, B. Drug-eluting stents: the past, present, and future. Curr Atheroscler Rep. 17, 485 (2015).
- Jain, M., Singh, A., Singh, V., Barthwal, M. K. Involvement of Interleukin-1 Receptor-Associated Kinase-1 in Vascular Smooth Muscle Cell Proliferation and Neointimal Formation After Rat Carotid Injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. , (2015).
- Lee, K. P., et al. Carvacrol inhibits atherosclerotic neointima formation by downregulating reactive oxygen species production in vascular smooth muscle cells. Atherosclerosis. 240, 367-373 (2015).
- Li, G., Chen, S. J., Oparil, S., Chen, Y. F., Thompson, J. A. Direct in vivo evidence demonstrating neointimal migration of adventitial fibroblasts after balloon injury of rat carotid arteries. Circulation. 101 (12), 1362-1365 (2000).
- Noda, T., et al. New endoplasmic reticulum stress regulator, gipie, regulates the survival of vascular smooth muscle cells and the neointima formation after vascular injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35 (5), 1246-1253 (2015).
- Deuse, T., et al. Dichloroacetate prevents restenosis in preclinical animal models of vessel injury. Nature. 509 (7502), 641-644 (2014).
- Guo, J., et al. p55gamma functional mimetic peptide N24 blocks vascular proliferative disorders. J Mol Med (Berl). , (2015).
- Oh, C. J., et al. Dimethylfumarate attenuates restenosis after acute vascular injury by cell-specific and Nrf2-dependent mechanisms. Redox Biol. 2, 855-864 (2014).
- Tae, H. J., et al. The N-glycoform of sRAGE is the key determinant for its therapeutic efficacy to attenuate injury-elicited arterial inflammation and neointimal growth. J Mol Med (Berl. 91 (12), 1369-1381 (2013).
- Zhou, Z., et al. Receptor for AGE (RAGE) mediates neointimal formation in response to arterial injury. Circulation. 107 (17), 2238-2243 (2003).
- Lindner, V., Fingerle, J., Reidy, M. A.
- Le, V., Johnson, C. G., Lee, J. D., Baker, A. B. Murine model of femoral artery wire injury with implantation of a perivascular drug delivery patch. J Vis Exp. (96), e52403 (2015).
- Iannaccone, P. M., Jacob, H. J.
- Fu, Y., Sander, J. D., Reyon, D., Cascio, V. M., Joung, J. K. Improving CRISPR-Cas nuclease specificity using truncated guide RNAs. Nat Biotechnol. 32 (3), 279-284 (2014).
- Sander, J. D., Joung, J. K. CRISPR-Cas systems for editing, regulating and targeting genomes. Nat Biotechnol. 32 (4), 347-355 (2014).
- Tulis, D. A. Rat carotid artery balloon injury model. Methods Mol Med. 139, 1-30 (2007).
- Zhang, W., Trebak, M. Vascular balloon injury and intraluminal administration in rat carotid artery. J Vis Exp. (94), (2014).
- Tae, H. J., et al. Vessel ultrasound sonographic assessment of soluble receptor for advanced glycation end products efficacy in a rat balloon injury model. Curr Ther Res Clin Exp. 76, 110-115 (2014).
- Tae, H. J., et al. Chronic treatment with a broad-spectrum metalloproteinase inhibitor, doxycycline, prevents the development of spontaneous aortic lesions in a mouse model of vascular Ehlers-Danlos syndrome. J Pharmacol Exp Ther. 343 (1), 246-251 (2012).
- Sakaguchi, T., et al. Central role of RAGE-dependent neointimal expansion in arterial restenosis. J Clin Invest. 111 (7), 959-972 (2003).
