Waiting
Elaborazione accesso...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Real-time beoordeling van ruggenmergmicroperfusie in een varkensmodel van ischemie / reperfusie

Published: December 10, 2020 doi: 10.3791/62047
Automatic Translation
1, 1, 2, 3, 1, 4, 1, 5, 1, 6, 6, 1
1Department of Anesthesiology, Center of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 2University Department for Vascular Surgery and Department of Operative Medicine, Medical University of Innsbruck, 3Department of Medical Biometry and Epidemiology, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, 4Department of Vascular Medicine, University Heart and Vascular Center Hamburg (UHZ), 5Department of Cardiology, Rostock University Medical Center, 6University Department for Cardiac Surgery, Heart Center Leipzig

Summary

De microcirculatie van het ruggenmerg speelt een cruciale rol bij dwarslaesie. De meeste methoden laten geen real-time beoordeling van de microcirculatie van het ruggenmerg toe, wat essentieel is voor de ontwikkeling van microcirculatiegerichte therapieën. Hier stellen we een protocol voor met behulp van Laser-Doppler-Flow Needle-sondes in een groot diermodel van ischemie / reperfusie.

Abstract

Dwarslaesie is een verwoestende complicatie van aortaherstel. Ondanks ontwikkelingen voor de preventie en behandeling van dwarslaesie, is de incidentie ervan nog steeds aanzienlijk hoog en beïnvloedt daarom de uitkomst van de patiënt. Microcirculatie speelt een sleutelrol bij weefselperfusie en zuurstoftoevoer en wordt vaak losgekoppeld van de macrohemodynamiek. Directe evaluatie van de microcirculatie van het ruggenmerg is dus essentieel voor de ontwikkeling van microcirculatiegerichte therapieën en de evaluatie van bestaande benaderingen met betrekking tot de microcirculatie van het ruggenmerg. De meeste methoden bieden echter geen realtime beoordeling van de microcirculatie van het ruggenmerg. Het doel van deze studie is om een gestandaardiseerd protocol te beschrijven voor real-time microcirculatie van het ruggenmerg met behulp van laser-Doppler naaldsondes die rechtstreeks in het ruggenmerg zijn ingebracht. We gebruikten een varkensmodel van ischemie/reperfusie om verslechtering van de microcirculatie van het ruggenmerg te induceren. Daarnaast werd een fluorescerende microsfeerinjectietechniek gebruikt. Aanvankelijk werden dieren verdoofd en mechanisch geventileerd. Daarna werd het inbrengen van laser-Doppler-naaldsonde uitgevoerd, gevolgd door de plaatsing van cerebrospinale vloeistofafvoer. Een mediane sternotomie werd uitgevoerd voor blootstelling van de dalende aorta om aortakruisklemmen uit te voeren. Ischemie/reperfusie werd geïnduceerd door supra-coeliakie aorta kruisklemming gedurende in totaal 48 minuten, gevolgd door reperfusie en hemodynamische stabilisatie. Laser-Doppler Flux werd parallel aan macrohemodynamische evaluatie uitgevoerd. Bovendien werd geautomatiseerde cerebrospinale vloeistofdrainage gebruikt om een stabiele cerebrospinale druk te handhaven. Na voltooiing van het protocol werden dieren geofferd en werd het ruggenmerg geoogst voor histopathologische en microsfeeranalyse. Het protocol onthult de haalbaarheid van microperfusiemetingen van het ruggenmerg met behulp van laser-Doppler-sondes en toont een duidelijke afname tijdens ischemie en herstel na reperfusie. De resultaten toonden vergelijkbaar gedrag als fluorescerende microsfeerevaluatie. Kortom, dit nieuwe protocol kan een nuttig groot diermodel bieden voor toekomstige studies met behulp van real-time microperfusiebeoordeling van het ruggenmerg bij ischemie / reperfusieomstandigheden.

Introduction

Dwarslaesie geïnduceerd door ischemie / reperfusie (SCI) is een van de meest verwoestende complicaties van aortaherstel geassocieerd met verminderde uitkomst1,2,3,4. De huidige preventie- en behandelingsopties voor dwarslaesie omvatten de optimalisatie van macrohemodynamische parameters en de normalisatie van cerebrospinale vloeistofdruk (CSP) om de perfusiedruk van het ruggenmerg te verbeteren2,5,6,7,8,9. Ondanks de implementatie van deze manoeuvres varieert de incidentie van DWARSLAESIE nog steeds tussen 2% en 31%, afhankelijk van de complexiteit van aortaherstel10,11,12.

Onlangs heeft microcirculatie meer aandacht gekregen13,14. Microcirculatie is het gebied van cellulaire zuurstofopname en metabole uitwisseling en speelt daarom een cruciale rol in orgaanfunctie en cellulaire integriteit13. Verminderde microcirculatiebloedstroom is een belangrijke determinant van weefselischemie geassocieerd met verhoogdemortaliteit 15,16,17,18,19. Aantasting van de microcirculatie van het ruggenmerg is geassocieerd met verminderde neurologische functie en uitkomst20,21,22,23. Daarom is optimalisatie van microperfusie voor de behandeling van dwarslaesie een zeer veelbelovende aanpak. Persistentie van microcirculatiestoornissen, ondanks macrocirculatie-optimalisatie, is beschreven26,27,28,29. Dit verlies van hemodynamische coherentie komt vaak voor bij verschillende aandoeningen, waaronder ischemie / reperfusie, met de nadruk op de noodzaak van directe microcirculatie-evaluatie en microcirculatiegerichte therapieën26,27,30.

Tot nu toe hebben slechts enkele studies laser-Doppler-sondes gebruikt voor real-time beoordeling van microcirculatiegedrag van het ruggenmerg20,31. Bestaande studies hebben vaak microsfeerinjectietechnieken gebruikt, die worden beperkt door intermitterend gebruik en postmortemanalyse32,33. Het aantal verschillende metingen met behulp van microsfeerinjectietechniek wordt beperkt door de beschikbaarheid van microsferen met verschillende golflengten. Bovendien is, in tegenstelling tot laserdopplertechnieken, real-time beoordeling van microperfusie niet mogelijk, omdat postmortemweefselverwerking en -analyse nodig is voor deze methode. Hier presenteren we een experimenteel protocol voor de real-time beoordeling van de microcirculatie van het ruggenmerg in een varkensmodel van ischemie / reperfusie.

Deze studie maakte deel uit van een groot dierproject dat een gerandomiseerde studie combineerde waarin de invloed van kristalloïden versus colloïden op microcirculatie bij ischemie / reperfusie werd vergeleken met een exploratieve gerandomiseerde studie naar de effecten van vloeistoffen versus vasopressoren op microperfusie van het ruggenmerg. Flow probe 2-puntskalibratie en drukpuntkatheterkatheterkalibratie is eerder beschreven34. Naast het gerapporteerde protocol werden fluorescerende microsferen gebruikt voor de meting van microperfusie van het ruggenmerg, zoals eerder beschreven, met behulp van 12 monsters van ruggenmergweefsel voor elk dier, waarbij monsters 1-6 het bovenste ruggenmerg vertegenwoordigen en 7-12 het onderste ruggenmergvertegenwoordigen 35,36. Microsfeerinjectie werd uitgevoerd voor elke meetstap na de voltooiing van Laser-Doppler-opnames en macrohemodynamische evaluatie. Histopathologische evaluatie werd uitgevoerd met behulp van de Kleinman-Score zoals eerder beschreven37.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

De studie werd goedgekeurd door de Regeringscommissie voor de verzorging en het gebruik van dieren van de stad Hamburg (referentienummer 60/17). De dieren kregen zorg in overeenstemming met de 'Guide for the Care and Use of Laboratory Animals' (NIH-publicatie nr. 86-23, herzien 2011) en felasa-aanbevelingen en experimenten werden uitgevoerd volgens de ARRIVE-richtlijnen24,25. Deze studie was een acute proef en alle dieren werden aan het einde van het protocol geëuthanaseerd.

OPMERKING: Het onderzoek werd uitgevoerd bij zes drie maanden oude mannelijke en vrouwelijke varkens (German Landrace) met een gewicht van ongeveer 40 kg. De dieren werden ten minste 7 dagen voorafgaand aan de experimenten naar de dierenverzorgcentra gebracht en werden gehuisvest in overeenstemming met de aanbevelingen voor dierenwelzijn. Dieren kregen voedsel en water ad libitum en hun gezondheidstoestand werd regelmatig beoordeeld door de verantwoordelijke dierenarts. Voorafgaand aan de experimenten werd een vastentijd van 12 uur aangehouden. De gehele experimentele procedure en behandeling van de dieren werd begeleid door de verantwoordelijke dierenarts.

1. Anesthesie inductie en onderhoud van anesthesie

  1. Voor anesthesie-inductie en onderhoud van anesthesie, premedicatie van de dieren en verdoof ze diep met behulp van een intramusculaire injectie gevolgd door intraveneuze injecties, indien nodig, om endotracheale intubatie uit te voeren. Induceer en onderhoud daarna anesthesie door een combinatie van een vluchtig anesthesiemiddel te gebruiken met een continue opioïde toepassing aangevuld met een extra opioïde bolusinjectie.
  2. Voer intramusculaire injecties uit van ketamine 20 mg kg-1,azaperon 4 mg·kg-1en midazolam 0,1 mg·kg-1 voor premedicatie en sedatie.
  3. Plaats een veneuze katheter in een oorader, zorg voor de juiste fixatie en beoordeel de functionaliteit door snel 10 ml zoutoplossing aan te brengen.
  4. Leg het dier in rugligging op een verwarmende deken om warmteverlies te voorkomen.
  5. Stel basismonitoring in met elektrocardiografie (ECG) en pulsoximetrie om de cardio-pulmonale toestand van de dieren te bewaken en sluit deze aan op de basisbewakingshardware.
  6. Dien 15 L·min-1 zuurstof toe via een varkensvormig masker voor preoxygenatie.
  7. Injecteer intraveneuze boli van 0,1 mg kg-1 van 1% propofol, indien nodig, en voer endotracheale intubatie uit.
  8. Zorg voor de juiste plaatsing met eindgetijdencapnografie en auscultatie, dien 0,1 mg •kg-1 pancuronium toe en zorg voor een goede fixatie van de endotracheale buis.
  9. Stel volumegestuurde ventilatie in met behulp van getijdenvolumes van 10 ml kg-1 lichaamsgewicht-1,een positieve eind-expiratoire druk van 10 cmH2O en een fractie geïnspireerde zuurstof (FiO2)van 0,3 met behulp van het anesthesieapparaat. Pas de ventilatorfrequentie aan om een eind-expiratoire kooldioxidespanning (etCO2) van 35-45 mmHg te handhaven.
  10. Introduceer een maagsonde, zuigkracht van maagvloeistoffen, bevestig de buis op de juiste manier en sluit deze aan op een opvangzak. Sluit de ogen van het dier zorgvuldig om uitdroging van de ogen tijdens de anesthesie te voorkomen.
  11. Behoud de anesthesie door continue infusie van fentanyl (10 μg·kg-1·h-1) en sevofluraan (3,0% verlopen concentratie, geleverd door de damp). Zorg voor een adequaat niveau van anesthesie door zorgvuldige observatie van vitale functies en beademingsparameters, evenals door afwezigheid van bewegingen tijdens het hele protocol, met speciale aandacht voor de fasen van chirurgische stimulus. Geef extra bolusdosis fentanyl (50 μg) als er aanwijzingen zijn voor pijn of angst.
    OPMERKING: Zorg voor de aanwezigheid van onderzoekers die ervaring hebben met dierenanesthesie tijdens de hele procedure en gebruik toezicht door een ervaren dierenarts om de juiste anesthesie te garanderen.
  12. Dien een infusiesnelheid bij aanvang toe van 10 ml kg-1·h-1 gebalanceerde kristalloïden om vochtverliezen te compenseren tijdens anesthesie, chirurgische voorbereiding en uitvoering van het experimentele protocol. Gebruik een vloeistofwarmer om warmteverlies te voorkomen.
  13. Reinig de huid van het varken voorzichtig met zeepwater. Gebruik een huiddesinfectieoplossing die povidon-jodium bevat om huidverontreiniging te verminderen. Gebruik steriele handschoenen voor chirurgische preparaten. Breng 300 mg clindamycine aan als antimicrobiële profylaxe en herhaal de dosering na 6 uur.

2. Plaatsing van de sonde

  1. Plaats het dier in de rechter zijwaartse positie en buig de rug van het dier om de ruimte tussen de wervels te verbreden.
  2. Stel het paravertebrale gebied operatief bloot voor de bereiding van processus spinosus en wervelbogen(figuur 1A).
  3. Plaats een vasculaire 14 G perifere aderkatheter paramediaan in het ruggenmerg ter hoogte van de thoracale wervel (Th) 13/14 of lumbale wervel (L) 1/2 tussen twee wervelbogen (Figuur 1B).
  4. Verwijder de naald, plaats de laser/Doppler naaldsonde over de aderkatheter(figuur 1C)en test de signaalkwaliteit door verbinding met de aangewezen hard- en software. Zorg voor een stabiel signaal met matige pulsatiliteit.
  5. Bevestig de sonde zorgvuldig met hechtingen(figuur 1D)en gebruik vulling om ontwrichting of knikken van de sonde te voorkomen.
  6. Voor percutane plaatsing van cerebrospinale vloeistofdrainage voor het meten en regelen van de hersendruk, identificeert u het niveau van L 4/5 of L 5/6, prikt u de huid en de onderhuidse ruimte door met de inleidende naald en verwijdert u de inlegnaald.
  7. Plaats een met zoutoplossing gevulde spuit op de naald en breng de naald voorzichtig met constante druk op de met vloeistof gevulde spuit.
  8. Zodra een verlies van weerstand wordt gevoeld als bewijs voor de epidurale positie, introduceert u de inlegnaald opnieuw en introduceert u de naald 2-3 mm verder om de dura mater te doorboren en de inlegnaald te verwijderen.
  9. Controleer de intrathecale positie door snel heldere vloeistof te druppelen. Breng de afvoer tot 20 cm diepte aan, bevestig de Luer-lock adapter en controleer de positie door zorgvuldige aspiratie van vloeistof.
  10. Bevestig de drainage zorgvuldig met hechtingen en sluit deze aan op het cerebrospinale vloeistofafvoersysteem.
  11. Leg de schedel achter het linkeroor bloot en voer voorzichtig een boorgattrepanatie van de huid uit met behulp van een boorbevestiging van 6 mm.
  12. Introduceer een tweede laser doppler sonde rechtstreeks in de hersenen. Bevestig de sonde zorgvuldig met hechtingen en test de signaalkwaliteit door verbinding met aangewezen hard- en software. Nogmaals, zorg ervoor dat er een stabiel signaal is met matige pulsatiliteit.
  13. Koppel alle sondes los, plaats het dier voorzichtig in rugligging en zorg voor een onaangetaste sondepositie. Zorg ervoor dat ten minste 4-5 onderzoekers deze manoeuvre uitvoeren.
  14. Sluit de sondes opnieuw aan en controleer de signaalkwaliteit opnieuw.
  15. Sluit de uitgangskanalen van de laser-Doppler hardware aan op de versterker en synchrone acquisitie hardware en software om bovendien laser/Doppler Flux gelijktijdig op te nemen met macrohemodynamische signalen.
  16. Kalibreer flux volgens eenheid (PU) met 2-puntskalibratie.
    1. Druk op Enter om het menu te openen en selecteer de instelling voor analoge uitvoer.
    2. Gebruik de weergegeven conversiefactor (5,0 V = 1000 PU) om Flux te kalibreren met 2-puntskalibratie voor gebruik met de synchrone acquisitiesoftware.
    3. Selecteer Terug om terug te keren naar het vorige menu en selecteer Meting om door te gaan met meten.
    4. Open de synchrone acquisitiesoftware. Selecteer nul alle ingangen in het menu Setup. Sluit alle ingangen aan op de gebruikte apparaten en sondes.
    5. Voer 2-puntskalibratie voor Flux uit door op het vervolgkeuzemenu van het Flux-kanaalte klikken. Selecteer 2-puntskalibratie. Stel eenhedenconversie in op aan en selecteer BPU als eenheden. Stel voor punt 1 0 V in op 0 BPU. Stel voor punt 2 5,0 V in op 1000 BPU. Selecteer seteenheden voor alle en nieuwe gegevens. Druk op OK om het menu te sluiten.
  17. Start continue cerebrospinale vloeistofdrainage met een doeldruk van 10 mmHg en drainagevolume van 20 ml h-1.

3. Katheter plaatsen

  1. Leg beide dijbeenslagaders bloot.
  2. Ligging het distale deel van de rechter femurslagader, sluit tijdelijk het proximale lumen van de slagader af met behulp van een vaatlus, voer een 2 mm snede van het vat uit met behulp van een Potts 'schaar en introduceer de geleidingsdraad.
  3. Introduceer de geleidingsdraad verder, zorg voor weerstandsvrij inbrengen en vermijd knikken van de draad; breng de katheter over de draad.
  4. Bevestig de katheter met hechtingen.
  5. Zorg voor de juiste positie door aspiratie van arterieel bloed geverifieerd met bloedgasanalyse en arteriële signaalmeting na de juiste aansluiting op de bloeddruk en trans-cardiopulmonale monitoring hard- en software.
  6. Plaats een flow-probe van 5 mm op de linker femorale slagader en test de signaalkwaliteit door aansluiting op de flowmeter.
  7. Sluit beide liezen met hechtingen.
  8. Leg de rechter halsslagader en de rechter interne halsader bloot voor het plaatsen van 8 Fr. inleidende omhulsels.
  9. Ga voor het plaatsen van de katheter op dezelfde manier te werk als beschreven in 3.2-3.4.
  10. Sluit het zijlumen van de halsslagaderinleidende mantel aan op de basisdrukbewakings- en pulmonale thermoverdunningshardware voor arteriële drukmeting.
  11. Introduceer een drukpuntkatheter in de oplopende aorta en controleer de positie door verbinding met de versterker en synchrone acquisitie hard- en software.
  12. Plaats een Swan-Ganz longslagaderkatheter via de veneuze schede in de longslagader door de ballon op te blazen met lucht op 20 cm diepte en voorzichtig in te brengen totdat een wigdruk wordt gezien in de hemodynamische curve. Laat de ballon leeglopen en trek de katheter 2 cm naar achteren. Zorg voor een bevredigende signaalkwaliteit van de pulmonale slagaderdruk. Sluit de thermistors aan op basisdrukbewaking en pulmonale thermoverdunningshardware.
  13. Gebruik sonografische begeleiding voor percutane plaatsing van een 12 Fr. 5-Lumen centrale veneuze katheter voor toediening van geneesmiddelen en centrale veneuze drukmeting in de externe rechter halsader. Gebruik de 6-stappenbenadering voor echografische plaatsing38
  14. Sluit het distale lumen van de katheter aan op de bloeddruk en trans-cardiopulmonale monitoring hard- en software. Schakel alle geneesmiddelen en infusies over naar de centraal veneuze katheter. Gebruik verschillende lumen voor pijnstillers, vloeistoffen en catecholaminen en spaar het grote lumen voor toediening van colloïden tijdens volumebelastingsstappen.

4. Chirurgische voorbereiding

  1. Voer een mini-laparotomie uit, mobiliseer de blaas, breng een foleykatheter in voor urinedrainage, blaas de ballon op met zoutoplossing en bevestig de katheter met zakjesnaden.
  2. Sluit de katheter aan op een urineopvangzak met de hoeveelheid urine in ml.
  3. Verhoog de FiO2 tot 1,0 en dien 0,1 mg kg-1 pancuronium intraveneus opnieuw toe.
  4. Voer een mediane sternotomie uit door elektrocauterie te gebruiken voor het voorbereiden op het borstbeen. Ontleed het borstbeen voorzichtig van het omliggende weefsel. Voer retrosternale plaatsing van een kompres uit om verwondingen te voorkomen.
  5. Stop de ventilatie en verdeel het bot met een oscillerende zaag. Ga door met ventileren en verlaag FiO2 tot 0,3. Gebruik elektrocauterie om bloedingen te verminderen en sluit het borstbeen af met botwas.
  6. Mobiliseer zorgvuldig de top van de linkerlong en verdeel het linker laterale deel van het diafragma om chirurgische blootstelling te vergemakkelijken.
  7. Stel de dalende aorta proximaal bloot aan de coeliakiestam door zachte terugtrekking van de linkerlong, zorgt voor ongestoorde beademing en vermijdt trauma aan de linkerlong (figuur 2A) en deel het omliggende weefsel (figuur 2B). Dien 7 ml kg-1 hydroxyethylzetmeelcolloïde toe als hemodynamische stabilisatie nodig is.
  8. Plaats een overgreep rond de dalende aorta om een goede belichting te garanderen(figuur 2C).
  9. Bevestig een stroomsonde rond de dalende thoracale aorta(figuur 2D). Zorg voor een goede signaalkwaliteit door aansluiting op de flowmodule en synchrone acquisitie hard- en software. Gebruik contactgel om de signaalkwaliteit te verbeteren indien nodig.
  10. Bevestig een vatlus rond de dalende aorta, distaal aan de stroomsonde om het gebied van aortakruisklemmen te markeren.

5. Beoordeling en gegevensverzameling

  1. Nul alle katheters en niveaukatheters met behulp van met vloeistof gevulde lijnen die op het juiste atriale niveau zijn geplaatst.
  2. Plaats naald-ECG-elektroden en sluit deze aan op de synchrone acquisitie hard- en software.
  3. Beoordeling van trans-cardiopulmonale thermoverdunning en aortastroom- en drukmetingen zijn eerder beschreven 34.
  4. Voor cardiale outputmeting met behulp van thermoverdunning van de longslagader, voert u 3 injecties uit met 10 ml koude zoutoplossing en let op de gemiddelde waarde die wordt weergegeven door basisbewakingshardware.
  5. Start de laser-Doppler-software door simpelweg op Startte drukken en stel een markering in voor elke meetstap door de stappen zorgvuldig te labelen als M0 tot M5.

6. Experimenteel protocol

  1. Voer nulmetingen uit (M0).
  2. Voer hemodynamische optimalisatie uit met behulp van volumebelastingsstappen van 7 ml kg-1 hydroxyethylzetmeelcolloïde. Voer elke volumebelastingsstap gedurende 5 minuten uit met behulp van infusies onder druk. Na voltooiing van elke volumebelastingsstap, wacht u 5 minuten voor evenwicht. Begin met volumebelasting totdat de toename van de cardiale output <15% is.
  3. Herhaal metingen (M1) na voltooiing van hemodynamische optimalisatie.
  4. Induceer ischemie/reperfusie gedurende in totaal 48 minuten supra-coeliakie aorta kruisklemming door een aortaklem op het gemarkeerde gebied te plaatsen.
  5. Breng aortaklemmen aan in oplopende volgorde van intervallen van 1,2, 5, 10 en 30 minuten om de overleving van de dieren tijdens het onderzoeksprotocol te verbeteren.
  6. Ga door met aorta-kruisklemmen na elk interval na maximaal 5 minuten of na normalisatie van de femorale slagaderstroom.
  7. Voer handmatige instroom occlusie van de inferieure vena cava uit om bloeddrukstijgingen van > 100 mmHg gemiddelde arteriële druk te voorkomen.
  8. Dien bolusinjecties van noradrenaline of epinefrine toe tijdens de klemfase, indien nodig, om verlagingen van de gemiddelde arteriële druk onder 40 mmHg te voorkomen.
  9. Herhaal de metingen aan het einde van het kleminterval van 30 minuten voorafgaand aan de reperfusie (M2).
  10. Open de klem geleidelijk om hemodynamische stabiliteit te garanderen. Sluit de klem als de bloeddruk te snel daalt en laat stabilisatie toe.
  11. Dien 7 ml kg-1 hydroxyethylzetmeelcolloïden toe, evenals extra bolusinjecties van 10-20 μg noradrenaline en / of epinefrine voor stabilisatie. Dien 2 ml kg-1 van 8,4% natriumbicarbonaat toe als de pH onder de 7,1 daalt. Zorg voor een goede aanpassing van de ademhalingsfrequentie om normocapnie te garanderen.
  12. Herhaal metingen 1 uur na reperfusie (M3).
  13. Herhaal hemodynamische optimalisatie zoals beschreven onder 6.2 en herhaal metingen (M4).
  14. Voer de laatste metingen 4,5 uur na de inductie van ischemie/reperfusie (M5) uit.

7. Euthanasie

  1. Dien intraveneus 40 mmol kaliumchloride toe voor euthanasie om ventriculaire fibrillatie en asystolie te induceren.
  2. Beëindig de beademing en verwijder alle katheters.

8. Orgaanoogst

  1. Plaats het dier in buikligging en verwijder de naaldsondes en de drainage.
  2. Stel de wervelkolom bloot door huidincisie en verwijdering van spierweefsel met behulp van een scalpel en een tang.
  3. Gebruik een oscillerende zaag om de wervelboog paramediaan aan beide zijden te verdelen en verwijder het dorsale deel van het wervelbot door het processus spinosus voorzichtig zijwaarts te bewegen om de resterende verbindingen los te maken.
  4. Gebruik een tang om het ruggenmerg voorzichtig van de caudale naar de schedeluiteinden te tillen en gebruik een scalpel om de spinale zenuwen door te snijden om het ruggenmerg te verwijderen.
  5. Bewaar het ruggenmerg in 4% formaline tot verder gebruik voor histopathologische evaluatie of microsfeerkwantificering.

9. Statistische analyse

  1. Gebruik statistische software.
  2. Zorg voor een normale verdeling door inspectie van histogrammen en log-transform variabelen indien nodig.
  3. Onderwerp de afhankelijke variabelen - ruggenmerg Flux, cardiale output, hartslag, slagvolume, systolische arteriële druk, gemiddelde arteriële druk, diastolische arteriële druk, centrale veneuze druk, systemische vasculaire weerstand - evenals microperfusie van het bovenste en onderste ruggenmerg zoals beoordeeld met fluorescerende microsferen indien gewenst - aan algemene lineaire gemengde modelanalyses, met behulp van de routinematige GENLINMIXED voor continue gegevens met een identiteitsverbindingsfunctie.
  4. Gebruik basislijnaanpassingen.
  5. Geef modellen op met vaste effecten voor variabele basislijn en meetpunt. Beschouw meetpunt als herhaalde metingen bij dieren.
  6. Rapporteer p-waarden van vaste effecten voor meetpunt voor elke parameter.
  7. Gebruik voor fluorescentiemicrosfeeranalyse van het ruggenmerg (onderste ruggenmerg, bovenste ruggenmerg) daarnaast als vast effect en interactie tussen regio en meetpunt om interacties tussen regio's en meetpunt te evalueren en ook p-waarden van vaste effecten voor interactie te rapporteren.
  8. Berekende baseline gecorrigeerde marginale gemiddelden met 95% betrouwbaarheidsinterval (CI) voor alle afhankelijke variabelen op meetpunten M1-M5, gevolgd door paarsgewijze vergelijkingen via tests met het kleinste significante verschil.
  9. Druk variabelen uit als gemiddelde (95% BI). Druk het diergewicht uit als gemiddelde ± standaardafwijking.
  10. Presenteer niet-gecorrigeerde p-waarden.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Alle zes de dieren overleefden tot de voltooiing van het protocol. Het gewicht van het dier was 48,2 ± 2,9 kg; vijf dieren waren mannelijk en één dier was vrouwelijk. Het inbrengen van de ruggenmergsnaaldsonde en het meten van de flux van het ruggenmerg was bij alle dieren haalbaar.

Voorbeelden van real-time microcirculatie-opnames van het ruggenmerg in combinatie met cerebrale microcirculatie- en macrohemodynamische opnames tijdens aorta-kruiskleming voor ischemie-inductie en tijdens unclamping en reperfusie zijn weergegeven in figuur 3A, figuur 3B. De verstoring van de dalende aortastroom werd gevolgd door een duidelijke afname van de ruggenmergflux, terwijl de druk in de opgaande aorta toenam(figuur 3A). Reperfusie leidde tot tegengestelde effecten(figuur 3B).

Statistische analyse van macro- en microcirculatieparameters is weergegeven in tabel 1. Gemengde model-geschatte marginale gemiddelden en hun betrouwbaarheidsintervallen wijzen op een duidelijke vermindering van de ruggenmergflux tijdens ischemie. Daarentegen nam de cerebrale flux aanzienlijk toe tijdens ischemie, zoals aangegeven door de geschatte marginale gemiddelden en hun betrouwbaarheidsintervallen. Dit ging gepaard met een toename van de arteriële druk, hartslag en systemische vasculaire weerstand, terwijl de cardiale output en het slagvolume afnamen. Fluorescerende microsfeeranalyse toonde een duidelijke afname van de microcirculatie van het ruggenmerg in het onderste ruggenmerg, terwijl er geen significante verandering was in het bovenste ruggenmerg, zoals aangegeven door de geschatte marginale gemiddelden en hun betrouwbaarheidsintervallen. Reperfusie leidde tot tegengestelde effecten. Hoewel er aan het einde van het protocol een verdere afname was van de cardiale output, het slagvolume en de arteriële druk, waren de ruggenmergflux en de microcirculatiebloedstroom van het ruggenmerg stabiel.

De resultaten van deze studie tonen het vermogen van laser / doppler naald probes om real-time veranderingen in de microperfusie van het ruggenmerg te detecteren. Zoals verwacht was de afname van de microcirculatie van het ruggenmerg tijdens ischemie drastisch met minimale microcirculatieflux. Herstel van ruggenmerg Flux trad op na reperfusie. Lagere spinale perfusie, zoals beoordeeld met fluorescerende microsferen, vertoonde een vergelijkbaar gedrag, waardoor de methode werd ondersteund. Zoals verwacht vertoonden de bovenste ruggenmergperfusie en cerebrale Flux verschillend gedrag. Hoewel de microcirculatie van het ruggenmerg stabiel was, nam de macrocirculatie aan het einde van het protocol af, wat een verlies van hemodynamische coherentie liet zien. Terwijl de stroming in de dalende aorta nul was tijdens ischemie, leidde reperfusie tot een herstel van de aortastroom. Histopathologische analyse toonde milde necrose van het ruggenmerg met Kleinman-scores voor het onderste ruggenmerg tussen 0 en 2 en voor het bovenste ruggenmerg tussen 0 en 1.

Figure 1
Figuur 1:Plaatsingvan laser/Doppler naaldsonde in het ruggenmerg. (A) Chirurgische blootstelling van wervelstructuren. (B) Punctie van het ruggenmerg met behulp van een aderkatheter. (C) Inbrengen van de naaldsonde na verwijdering van de inlegnaald. (D) Fixatie van de naaldsonde. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. 

Figure 2
Figuur 2: Blootstelling van de dalende aorta en plaatsing van de stroomsonde en de vaatlus. A)Blootstelling van de dalende aorta na mobilisatie van de top van de linkerlong en verdeling van het linker-laterale deel van het diafragma. (B) Verdeling van het omliggende weefsel voor chirurgische blootstelling. (C) Plaatsing van een greep rond de dalende aorta om een goede cirkelvormige blootstelling te garanderen. (D) Plaatsing van de stroomsonde en de vaatlus rond de dalende aorta. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 3
Figuur 3:Monsteropnamen van microcirculatie- en macrohemodynamische signalen tijdens ischemie en reperfusie. Monsteropnamen van ECG, druk in de opstijgende aorta zoals gemeten met behulp van een microtipkatheter, stroming in de dalende aorta zoals gemeten met behulp van een ultrasone stroomsonde, ruggenmerg en cerebrale microcirculatoire FLUX zoals gemeten met laser / Doppler naaldsondes. (A) 50 s monster tijdens ischemie inductie door supra-coeliakie aorta kruisklemming. B) monster van 20 s tijdens reperfusie-inductie door voorzichtige heropening van de aorta-dwarsklem. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. 

M1 M2 M3 M4 M5
Ruggenmerg Flux 61.35 (41.96-89.70) 6.78 (4.63-9.91) 58.97 (40.33-86.22) 66.05 (45.17-96.57) 59.09 (40.41-86.40)
Belangrijkste effect meetpunt: p < 0,001 Paarsgewijze vergelijking M1 p < 0,001 p = 0,878 p = 0,777 p = 0,886
Cerebrale Flux 41.12 (28.17-60.04) 71.73 (49.13-104.73) 60.34 (41.33-88.10) 59.91 (36.93-78.71) 49.82 (34.12-72.74)
Belangrijkste effect meetpunt: p = 0,023 Paarsgewijze vergelijking M1 p = 0,001 p = 0,045 p = 0,173 p = 0,341
Microperfusie van het ruggenmerg (ml/min/g) Bovenste ruggenmerg 0.071 (0.058-0.087) 0.063 (0.052-0.078) 0.088 (0.072-0.11) 0.082 (0.067-0.100) 0.083 (0.068-0.102)
Paarsgewijze vergelijking M1 p = 0,420 p = 0,146 p = 0,344 p = 0,281
Belangrijkste effect meetpunt: p < 0,001
Onderste ruggenmerg 0.079 (0.065-0.097) 0.031 (0.026-0.039) 0.111 (0.090-0.136) 0.089 (0.073-0.110) 0.105 (0.086-0.129)
Interactie Meetpunt · Ruggenmerg regio: p < 0.001 Paarsgewijze vergelijking M1 p < 0,001 p = 0,021 p = 0,400 p = 0,051
Cardiale output (l/min) 4.15 (3.69-4.61) 3.13 (2.67-3.60) 3.30 (2.84-3.76) 3.67 (3.20-4.13) 2.67 (2.00-2.93)
Belangrijkste effect meetpunt:: p < 0.001 Paarsgewijze vergelijking M1 p < 0,001 p = 0,007 p = 0,125 p < 0,001
Hartslag (bpm) 74.42 (53.70-95.15) 131.09 (110.36-151.82) 88.92 (68.19-109.65) 80.62 (59.89-101.35) 99.38 (78.65-120.11)
Belangrijkste effect meetpunt: p = 0,002 Paarsgewijze vergelijking M1 p < 0,001 p = 0,314 p = 0,666 p = 0,092
Slagvolume (ml) 55.50 (49.20-61.81) 25.33 (19.03-31.64) 37.00 (30.69-43.31) 45.33 (39.03-51.64) 27.17 (20.86-33.47)
Belangrijkste effect meetpunt: p < 0,001 Paarsgewijze vergelijking M1 p < 0,001 p < 0,001 p = 0,004 p < 0,001
Systolische arteriële druk oplopend aorta (mmHg) 94.36 (85.20-103.52) 122.05 (112.89-131.20) 76.72 (67.56-85.88) 88.36 (79.20-97.52) 73.36 (64.20-82.52)
Belangrijkste effect meetpunt: p < 0,001 Paarsgewijze vergelijking M1 p < 0,001 p = 0,006 p = 0,321 p = 0,002
Gemiddelde arteriële druk oplopende aorta (mmHg) 78.18 (68.68-87.67) 107.29 (97.80-116.78) 59.08 (49.58-68.57) 70.38 (60.89-79.87) 58.35 (48.85-67.84)
Belangrijkste effect meetpunt: p < 0,001 Paarsgewijze vergelijking M1 p < 0,001 p = 0,005 p = 0,217 p = 0,004
Diastolische arteriële druk oplopende aorta (mmHg) 59.20 (49.41-69.00) 93.76 (83.97-103.56) 45.18 (35.38-54.98) 52.48 (42.69-62.28) 45.33 (35.54-55.13)
Belangrijkste effect meetpunt: p < 0,001 Paarsgewijze vergelijking M1 p < 0,001 p = 0,038 p = 0,302 p = 0,040
Systemische vasculaire weerstand (dyn x sec x cm-5) 1421.13 (1236.94-1632.74) 208089.94 (181128.10-239085.87) 1335.36 (1162.29-1534.21) 1412.62 (1229.54-1622.97) 1807.46 (1573.21-2076.60)
Belangrijkste effect meetpunt: p < 0,001 Paarsgewijze vergelijking M1 p < 0,001 p = 0,407 p = 0,938 p = 0,005
Stroming (l/min) Aflopende Aorta 3.27 (0.96-5.58) 0 3.27 (0.96-5.58) 3.54 (1.23-5.85) 4.54 (2.32-6.85)
Belangrijkste effect meetpunt: p = 0,003 Paarsgewijze vergelijking M1 p = 0,998 p = 0,844 p = 0,381

Tabel 1: Veranderingen in hemodynamische parameters tijdens het protocol. Waarden worden gegeven als voor de basislijn gecorrigeerde geschatte marginale gemiddelden met 95% betrouwbaarheidsintervallen. Voor elke parameter worden niet-gecorrigeerde p-waarden van F-tests van de belangrijkste effecten van het meetpunt gegeven, evenals van interactie-effecten tussen regio en meetpunt voor microperfusie van het bovenste en onderste ruggenmerg. Niet-gecorrigeerde p-waarden van paarsgewijze vergelijkingen van individuele meetpunten met M1 worden ook gepresenteerd. Meetpunten zijn: M1 = Hemodynamische optimalisatie voorafgaand aan ischemie/reperfusie, M2 = Tijdens ischemie, M3 = 1 h na reperfusie M4 = Hemodynamische optimalisatie na ischemie/reperfusie, M5 = 4,5 h na inductie van ischemie/reperfusie.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Dwarslaesie geïnduceerd door ruggenmergischemie is een belangrijke complicatie van aortaherstel met een enorme impact op de uitkomst van de patiënt1,2,3,4,10,11,12. Microcirculatiegerichte therapieën om dwarslaesie te voorkomen en te behandelen zijn het meest veelbelovend. Het protocol biedt een reproduceerbare methode voor real-time microcirculatie van het ruggenmerg en biedt de mogelijkheid om de effecten van nieuwe therapeutische benaderingen op de microcirculatie van het ruggenmerg onder ischemie / reperfusieomstandigheden te evalueren.

Er zijn enkele kritische methodologische stappen in dit experimentele model. Om verlies van dieren te voorkomen, moeten onderzoekers ervaring hebben met anesthesiologische technieken (het inbrengen van cerebrospinale vloeistofdrainage, sonografische vasculaire toegang en hemodynamische therapie tijdens blootstelling aan aorta, aorta-kruisklemming en reperfusie) en met chirurgische technieken (sternotomie, blootstelling aan bloedvaten, chirurgische blootstelling van de dalende aorta). Het inbrengen van de ruggenmergbaaldsonde vereist ervaring, diepgaande kennis van de anatomie en degelijke technische vaardigheden. In onze ervaring is de leercurve echter aanzienlijk steil en de meeste ervaren onderzoekers zullen in korte tijd succes behalen, hoewel meerdere pogingen moeten worden vermeden om ruggenmergletsels te voorkomen die de methodologie kunnen beïnvloeden.

Een andere kritieke stap is de verandering van de rechter laterale naar liggende positie om dislocatie of schade aan de naaldsonde van het ruggenmerg te voorkomen. Voor deze manoeuvre worden 4-5 personen aanbevolen, een goede vulling van de inbrengplaats is essentieel en er moet zorgvuldige voorzichtigheid worden betracht om de sonde niet te ontwrichten. Blootstelling van de dalende aorta vereist ook enkele kritische stappen. De top van de linkerlong moet worden gemobiliseerd om een zachte terugtrekking van de linkerlong mogelijk te maken om het operatieveld bloot te leggen. Bovendien moet het linkerzijwaartse deel van het diafragma worden ontleed om de blootstelling te vergemakkelijken. Tijdens de voorbereiding van de aorta is optimale communicatie nodig tussen de onderzoekers die een operatie uitvoeren en degenen die anesthesie en hemodynamisch management bieden om voldoende cardiopulmonale stabiliteit te garanderen. Tijdens aorta-kruisklemming wordt handmatige compressie van de inferieure vena cava aanbevolen om veneuze terugkeer te verminderen. Zonder deze manoeuvre kunnen ernstige nabelastingsverhogingen optreden die kunnen leiden tot schadelijk myocardinfarct39,40.

Reperfusie moet voorzichtig worden uitgevoerd met vloeistoffen, vasopressoren en inotropen die klaar zijn voor gebruik. Tijdens reperfusie treden dramatische veranderingen op die kunnen leiden tot ernstige hypotensie, hartritmestoornissen en falen van de bloedsomloop41. Voorzichtige observatie van hemodynamisch gedrag, snelle initiatie van interventies, evenals het gebruik van een gestructureerde en zachte uitvoering tijdens deze kritieke fase kunnen echter verlies van dieren voorkomen. Bovendien induceert het gebruik van oplopende intervallen van aorta-kruisklemming, gevolgd door tijdsperioden om de regeneratie te verbeteren, zoals gebruikt in het protocol, ischemische pre-conditioneringseffecten die de hemodynamische stabiliteit tijdens reperfusie verbeteren42,43.

Het model biedt de mogelijkheid om de microcirculatie van het ruggenmerg te volgen naast macrocirculatoire evaluatie. Vanwege het verlies van hemodynamische coherentie dat vaak wordt gezien bij hoogrisicochirurgie en ernstig zieke patiënten, is directe evaluatie van de microcirculatie van het ruggenmerg noodzakelijk13,30. Sublinguale microcirculatie wordt vaak gebruikt ter vervanging van directe microcirculatie-evaluatie in het orgaan van belang44. Dissociatie tussen sublinguale microcirculatie en vitale organen is echter aangetoond, met de nadruk op de waarde van directe microcirculatie-evaluatie in het ruggenmerg, zoals gebruikt in het experimentele model45. Ten slotte heeft het model het voordeel van real-time monitoring van de bloedstroom van het ruggenmerg in vergelijking met fluorescerende microsfeerevaluatie, die wordt beperkt door intermitterend gebruik en postmortale analyse46. De impact van real-time beoordeling kan het best worden gezien bij het bekijken van voorbeeldopnamen tijdens ischemie en reperfusie-inductie, die snelle veranderingen in microperfusie van het ruggenmerg laten zien. Er moet echter rekening mee worden gehouden dat het inbrengen van laser-Doppler-sondes in het ruggenmerg kan leiden tot kleine, maar aanzienlijke verwondingen van het ruggenmerg.

Omdat de integriteit van het ruggenmerg mogelijk de hemodynamische parameters kan beïnvloeden, kan dit een nadeel zijn van de methode. Het gebruik van laser-Doppler-technieken om de microperfusie van het ruggenmerg te beoordelen, is echter eerder gebruikt47,48,49,50. Bovendien, hoewel we geen hemodynamische veranderingen na het inbrengen van de sonde hebben waargenomen, konden we hemodynamische effecten die door deze methode worden geïnduceerd niet uitsluiten. Opgemerkt moet worden dat hemodynamische veranderingen ook kunnen worden geïnduceerd door het gebruik van microsfeerinjecties, die echter van ondergeschikt belang zouden zijn bij grote dieren51. Bovendien kan de sensorische of motorische functie worden beïnvloed door het inbrengen van de sonde en daarom moet het gebruik van sensorische of motorisch opgewekte potentiaalbeoordeling met voorzichtigheid worden uitgevoerd in combinatie met laser-Doppler-evaluatie.

In dit opzicht kan de microsfeerinjectietechniek voordelig zijn. Bovendien mogen de technieken niet worden gebruikt voor chronische onderzoeken; dit geldt echter ook voor microsfeerinjecties, die beperkt zijn tot acute onderzoeken omdat ze afhankelijk zijn van postmortemweefselanalyse. De meeste studies met laser-Doppler-technieken werden uitgevoerd bij kleine dieren47,48,49,50 Hier beschrijven we een techniek voor gebruik bij varkens, als een groot diermodel, dat de vertaling naar klinische studies zou kunnen vergemakkelijken. De paramediaan-introducerende techniek overwint het probleem van grote processus spinosus bij varkens, wat de juiste plaatsing van ruggenmergsondes bemoeilijkt. Bovendien heeft de techniek het voordeel dat laminectomie of verwijdering van dura-weefsel niet nodig is, waardoor een constant verlies van vloeistof wordt voorkomen. Aangezien de cerebrospinale vloeistofdruk een enorme impact heeft op de perfusie van het ruggenmerg32, heeft het model het voordeel van het meten en optimaliseren van de cerebrospinale vloeistofdruk naast de microperfusie van het ruggenmerg en zal het het effect van cerebrospinale vloeistofdruk op de microperfusie van het ruggenmerg in toekomstige projecten aanpakken.

Het protocol heeft enkele beperkingen die moeten worden vermeld. Absolute waarden van ruggenmerg Flux verschillen aanzienlijk tussen dieren als gevolg van verschillen in exacte sondepositie en nabijheid van grotere ruggenmergvaten. Daarom moeten basislijnaanpassingen worden uitgevoerd bij het vergelijken van waarden. Intra-individuele verschillen tussen meetpunten zijn echter zeer consistent zolang zorgvuldige voorzichtigheid wordt betracht om bewegingen van de naaldsonde tijdens het protocol te voorkomen. Bovendien was deze studie niet bedoeld als een vergelijkingsstudie tussen de Laser-Doppler en de fluorescerende microsfeermethoden. Gezien het aantal dieren hebben we geen correlatieanalyse uitgevoerd tussen deze twee methoden.

Hoewel beide methoden een vergelijkbaar gedrag vertoonden met significante reducties tijdens ischemie en herstel na reperfusie voor beide, moet een vergelijking van de methoden in de toekomst worden aangepakt met behulp van goed ontworpen studies. Niettemin maakte het gebruik van microsferen bovendien evaluatie van verschillende gedragingen voor microperfusie van het bovenste en onderste ruggenmerg mogelijk. Bovendien onthulde histopathologische analyse slechts matige spinale necrose in vergelijking met andere modellen van ischemie van het ruggenmerg37. Het verlengen van de duur van ischemie en het weglaten van pre-conditioneringsmaatregelen kan leiden tot ernstigere veranderingen die door sommige onderzoekers gewenst kunnen zijn. Hoewel we alleen milde histopathologische veranderingen hebben geëvalueerd, kan dit anders zijn bij een langere duur van ischemie. In dit opzicht kan een langere periode na ischemie/reperfusie voorafgaand aan de beëindiging van het protocol ook hebben geleid tot ernstigere histopathologische veranderingen. Het protocol maakte echter hemodynamische stabiliteit een uur na reperfusie mogelijk zonder dat extra of zelfs continue inotrope of vasopressortoepassing nodig was.

Voor de evaluatie van verschillende hemodynamische interventies biedt dit model optimale omstandigheden. Hoewel we vloeistofoptimalisatie gebruikten als een voorbeeld van hemodynamische interventie, kunnen andere benaderingen met deze methode worden geëvalueerd. Hoewel dit protocol microcirculatie-evaluatie biedt in een model van ischemie / reperfusie, beperkt de duur van ischemie de evaluatie van therapeutische benaderingen tijdens ischemie voorafgaand aan reperfusie. Bovendien trad tijdens ischemie een variatie in hemodynamische veranderingen op (bijv. Hypertensie, hypotensie, tachycardie, bradycardie en hartritmestoornissen). Handmatige instroom occlusie beïnvloedt verder hemodynamische variabelen tijdens deze fase. Daarom wordt het protocol niet aanbevolen voor de evaluatie van therapeutische benaderingen tijdens ischemie voorafgaand aan reperfusie. Andere experimentele instellingen, zoals het gebruik van embolisatie- of ligatietechnieken, kunnen echter worden gecombineerd met de evaluatie van de ruggenmerglaser / Doppler-naaldsonde, zoals beschreven in dit protocol.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Constantin J.C. Trepte heeft een ereprijs ontvangen voor lezingen van Maquet. Alle andere auteurs verklaren geen belangenconflicten te hebben. Deze studie werd ondersteund door de European Society of Anaesthesiology Young Investigator Start-Up Grant 2018.

Acknowledgments

De auteurs willen graag Lena Brix, V.M.D, Institute of Animal Research, Hannover Medical School, evenals mevrouw Jutta Dammann, Facility of Research Animal Care, Universitair Medisch Centrum Hamburg-Eppendorf, Duitsland, bedanken voor het bieden van pre- en perioperatieve dierverzorging en hun technische assistentie bij het hanteren van dieren. De auteurs willen verder Dr. Daniel Manzoni, afdeling Vaatchirurgie, Hôpital Kirchberg, Luxemburg, bedanken voor zijn technische bijstand.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
CardioMed Flowmeter Medistim AS, Oslo, Norway CM4000 Flowmeter for Flow-Probe Femoral Artery
CardioMed Flow-Probe, 5mm Medistim AS, Oslo, Norway PS100051 Flow-Probe Femoral Artery
COnfidence probe,  Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA MA16PAU Flow-Probe Aorta
16 mm liners
DIVA Sevoflurane Vapor Dräger Medical, Lübeck, Germany Vapor
Hotline Level 1 Fluid Warmer Smiths Medical Germany GmbH, Grasbrunn, Germany HL-90-DE-230 Fluid Warmer
Infinity Delta Dräger Medical, Lübeck, Germany Basic Monitoring Hardware
Infinity Hemo Dräger Medical, Lübeck, Germany Basic Pressure Monitoring and Pulmonary Thermodilution Hardware
LabChart Pro ADInstruments Ltd., Oxford, UK v8.1.16 Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Software
LiquoGuard 7 Möller Medical GmbH, Fulda, Germany Cerebrospinal Fluid Drainage System
Millar Micro-Tip Pressure Catheter (5F, Single, Curved, 120cm, PU/WD) ADInstruments Ltd., Oxford, UK SPR-350 Pressure-Tip Catheter Aorta
moor VMS LDF moor Instruments, Devon, UK Designated Laser-Doppler Hardware
moor VMS Research Software moor Instruments, Devon, UK Designated Laser-Doppler Software
Perivascular Flow Module Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA TS 420 Flow-Module for Flow-Probe Aorta
PiCCO 2, Science Version Getinge AB, Göteborg, Sweden v. 6.0 Blood Pressure and Transcardiopulmonary Monitoring Hard- and Software
PiCCO 5 Fr. 20cm Getinge AB, Göteborg, Sweden Thermistor-tipped Arterial Line 
PowerLab ADInstruments Ltd., Oxford, UK PL 3516 Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Hardware
QuadBridgeAmp ADInstruments Ltd., Oxford, UK FE 224 Four Channel Bridge Amplifier for Laser-Doppler and Invasive Blood Pressure Aquisition
Silverline Spiegelberg, Hamburg, Germany ELD33.010.02 Cerebrospinal Fluid Drainage
SPSS statistical software package  IBM SPSS Statistics Inc., Armonk, New York, USA v. 27 Statistical Software
Twinwarm Warming System Moeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany 12TW921DE Warming System
Universal II Warming Blanket Moeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany 906 Warming Blanket
VP 3 Probe, 8mm length (individually manufactured) moor Instruments, Devon, UK Laser-Doppler Probe
Zeus Dräger Medical, Lübeck, Germany Anesthesia Machine

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Etz, C. D., et al. Contemporary spinal cord protection during thoracic and thoracoabdominal aortic surgery and endovascular aortic repair: a position paper of the vascular domain of the European Association for Cardio-Thoracic Surgerydagger. The European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 47 (6), 943-957 (2015).
  2. Schraag, S. Postoperative management. Best Practice & Research Clinical Anaesthesiology. 30 (3), 381-393 (2016).
  3. Cambria, R. P., et al. Thoracoabdominal aneurysm repair: results with 337 operations performed over a 15-year interval. Annals of Surgery. 236 (4), 471-479 (2002).
  4. Becker, D. A., McGarvey, M. L., Rojvirat, C., Bavaria, J. E., Messe, S. R. Predictors of outcome in patients with spinal cord ischemia after open aortic repair. Neurocritical Care. 18 (1), 70-74 (2013).
  5. McGarvey, M. L., et al. The treatment of spinal cord ischemia following thoracic endovascular aortic repair. Neurocritical Care. 6 (1), 35-39 (2007).
  6. Fukui, S., et al. Development of collaterals to the spinal cord after endovascular stent graft repair of thoracic aneurysms. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 52 (6), 801-807 (2016).
  7. Augoustides, J. G., Stone, M. E., Drenger, B. Novel approaches to spinal cord protection during thoracoabdominal aortic interventions. Current Opinion in Anesthesiology. 27 (1), 98-105 (2014).
  8. Bicknell, C. D., Riga, C. V., Wolfe, J. H. Prevention of paraplegia during thoracoabdominal aortic aneurysm repair. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 37 (6), 654-660 (2009).
  9. Feezor, R. J., Lee, W. A. Strategies for detection and prevention of spinal cord ischemia during TEVAR. Seminars in Vascular Surgery. 22 (3), 187-192 (2009).
  10. Heidemann, F., et al. Incidence, predictors, and outcomes of spinal cord ischemia in elective complex endovascular aortic repair: An analysis of health insurance claims. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
  11. Rizvi, A. Z., Sullivan, T. M. Incidence, prevention, and management in spinal cord protection during TEVAR. Journal of Vascular Surgery. 52 (4), Suppl 86-90 (2010).
  12. Wortmann, M., Bockler, D., Geisbusch, P. Perioperative cerebrospinal fluid drainage for the prevention of spinal ischemia after endovascular aortic repair. Gefasschirurgie. 22, Suppl 2 35-40 (2017).
  13. Saugel, B., Trepte, C. J., Heckel, K., Wagner, J. Y., Reuter, D. A. Hemodynamic management of septic shock: is it time for "individualized goal-directed hemodynamic therapy" and for specifically targeting the microcirculation. Shock. 43 (6), 522-529 (2015).
  14. Moore, J. P., Dyson, A., Singer, M., Fraser, J. Microcirculatory dysfunction and resuscitation: why, when, and how. British Journal of Anaesthesia. 115 (3), 366-375 (2015).
  15. De Backer, D., Creteur, J., Preiser, J. C., Dubois, M. J., Vincent, J. L. Microvascular blood flow is altered in patients with sepsis. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 166 (1), 98-104 (2002).
  16. De Backer, D., Creteur, J., Dubois, M. J., Sakr, Y., Vincent, J. L. Microvascular alterations in patients with acute severe heart failure and cardiogenic shock. American Heart Journal. 147 (1), 91-99 (2004).
  17. Sakr, Y., Dubois, M. J., De Backer, D., Creteur, J., Vincent, J. L. Persistent microcirculatory alterations are associated with organ failure and death in patients with septic shock. Critical Care Medicine. 32 (9), 1825-1831 (2004).
  18. Trzeciak, S., et al. Early microcirculatory perfusion derangements in patients with severe sepsis and septic shock: relationship to hemodynamics, oxygen transport, and survival. Annals of Emergency Medicine. 49 (1), 88-98 (2007).
  19. Donati, A., et al. From macrohemodynamic to the microcirculation. Critical Care Research and Practice. 2013, 892710 (2013).
  20. Hamamoto, Y., Ogata, T., Morino, T., Hino, M., Yamamoto, H. Real-time direct measurement of spinal cord blood flow at the site of compression: relationship between blood flow recovery and motor deficiency in spinal cord injury. Spine. 32 (18), Phila Pa 1976 1955-1962 (2007).
  21. Soubeyrand, M., et al. Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury. Spine. 37 (22), Phila Pa 1976 1376-1382 (2012).
  22. Han, S., et al. Rescuing vasculature with intravenous angiopoietin-1 and alpha v beta 3 integrin peptide is protective after spinal cord injury. Brain. 133, Pt 4 1026-1042 (2010).
  23. Muradov, J. M., Ewan, E. E., Hagg, T. Dorsal column sensory axons degenerate due to impaired microvascular perfusion after spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 249, 59-73 (2013).
  24. Guillen, J., , FELASA guidelines and recommendations. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51, 311-321 (2012).
  25. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. Osteoarthritis Cartilage. 20, 256-260 (2012).
  26. Ospina-Tascon, G., et al. Effects of fluids on microvascular perfusion in patients with severe sepsis. Intensive Care Medicine. 36 (6), 949-955 (2010).
  27. Pottecher, J., et al. Both passive leg raising and intravascular volume expansion improve sublingual microcirculatory perfusion in severe sepsis and septic shock patients. Intensive Care Medicine. 36 (11), 1867-1874 (2010).
  28. De Backer, D., Ortiz, J. A., Salgado, D. Coupling microcirculation to systemic hemodynamics. Current Opinion in Critical Care. 16 (3), 250-254 (2010).
  29. van Genderen, M. E., et al. Microvascular perfusion as a target for fluid resuscitation in experimental circulatory shock. Critical care medicine. 42 (2), 96-105 (2014).
  30. Ince, C. Hemodynamic coherence and the rationale for monitoring the microcirculation. Critical care. 19, Suppl 3 8 (2015).
  31. Kise, Y., et al. Directly measuring spinal cord blood flow and spinal cord perfusion pressure via the collateral network: correlations with changes in systemic blood pressure. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 149 (1), 360-366 (2015).
  32. Haunschild, J., et al. Detrimental effects of cerebrospinal fluid pressure elevation on spinal cord perfusion: first-time direct detection in a large animal model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (2), 286-293 (2020).
  33. Wipper, S., et al. Impact of hybrid thoracoabdominal aortic repair on visceral and spinal cord perfusion: The new and improved SPIDER-graft. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 158 (3), 692-701 (2019).
  34. Kluttig, R., et al. Invasive hemodynamic monitoring of aortic and pulmonary artery hemodynamics in a large animal model of ARDS. Journal of Visualized Experiments. (141), e57405 (2018).
  35. Detter, C., et al. Fluorescent cardiac imaging: a novel intraoperative method for quantitative assessment of myocardial perfusion during graded coronary artery stenosis. Circulation. 116 (9), 1007-1014 (2007).
  36. Wipper, S., et al. Distinction of non-ischemia inducing versus ischemia inducing coronary stenosis by fluorescent cardiac imaging. International Journal of Cardiovascular Imaging. 32 (2), 363-371 (2016).
  37. Etz, C. D., et al. Spinal cord blood flow and ischemic injury after experimental sacrifice of thoracic and abdominal segmental arteries. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (6), 1030-1038 (2008).
  38. Saugel, B., Scheeren, T. W. L., Teboul, J. L. Ultrasound-guided central venous catheter placement: a structured review and recommendations for clinical practice. Critical care. 21 (1), 225 (2017).
  39. Marty, B., et al. Partial inflow occlusion facilitates accurate deployment of thoracic aortic endografts. Journal of Endovascular Therapy. 11 (2), 175-179 (2004).
  40. Matyal, R., et al. Monitoring the variation in myocardial function with the Doppler-derived myocardial performance index during aortic cross-clamping. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 26 (2), 204-208 (2012).
  41. Miller, R. D. Miller'sanesthesia. 8th Edition. , Elsevier. Philadelphia. (2015).
  42. Martikos, G., et al. Remote ischemic preconditioning decreases the magnitude of hepatic ischemia-reperfusion injury on a swine model of supraceliac aortic cross-clamping. Annals of Vascular Surgery. 48, 241-250 (2018).
  43. Lazaris, A. M., et al. Protective effect of remote ischemic preconditioning in renal ischemia/reperfusion injury, in a model of thoracoabdominal aorta approach. Journal of Surgical Research. 154 (2), 267-273 (2009).
  44. Ince, C., et al. Second consensus on the assessment of sublingual microcirculation in critically ill patients: results from a task force of the European Society of Intensive Care Medicine. Intensive Care Medicine. 44 (3), 281-299 (2018).
  45. Edul, V. S., et al. Dissociation between sublingual and gut microcirculation in the response to a fluid challenge in postoperative patients with abdominal sepsis. Annals of intensive care. 4, 39 (2014).
  46. Schierling, W., et al. Sonographic real-time imaging of tissue perfusion in a porcine haemorrhagic shock model. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (10), 2797-2804 (2019).
  47. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243 (2018).
  48. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Meliorating microcirculatory with melatonin in rat model of spinal cord injury using laser Doppler flowmetry. Neuroreport. 27 (17), 1248-1255 (2016).
  49. Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Melatonin prevents blood vessel loss and neurological impairment induced by spinal cord injury in rats. Journal of Spinal Cord Medicine. 40 (2), 222-229 (2017).
  50. Phillips, J. P., Cibert-Goton, V., Langford, R. M., Shortland, P. J. Perfusion assessment in rat spinal cord tissue using photoplethysmography and laser Doppler flux measurements. Journal of Biomedical Optics. 18 (3), 037005 (2013).
  51. Glenny, R. W., Bernard, S. L., Lamm, W. J. Hemodynamic effects of 15-microm-diameter microspheres on the rat pulmonary circulation. Journal of Applied Physiology. 89 (1985), 499-504 (2000).

Tags

Geneeskunde Nummer 166 Dwarslaesie dwarslaesie ruggenmergperfusie hemodynamische therapie microcirculatie cerebrospinale vloeistofdruk Laser-Doppler
Real-time beoordeling van ruggenmergmicroperfusie in een varkensmodel van ischemie / reperfusie
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Behem, C. R., Friedheim, T., Wipper, … More

Behem, C. R., Friedheim, T., Wipper, S. H., Pinnschmidt, H. O., Graessler, M. F., Gaeth, C., Holthusen, H., Rapp, A., Suntrop, T., Haunschild, J., Etz, C. D., Trepte, C. J. C. Real-Time Assessment of Spinal Cord Microperfusion in a Porcine Model of Ischemia/Reperfusion. J. Vis. Exp. (166), e62047, doi:10.3791/62047 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter