Summary
在这里，我们描述了从哺乳动物细胞中提取内源性微管蛋白的方案，这些微管蛋白可能缺乏或包含特定的微管修饰酶，以获得富集用于特定修饰的微管。然后，我们描述了如何用纯化的微管结合蛋白修饰提取的微管，以制备用于冷冻电子显微镜的网格。
Abstract
微管是细胞骨架的重要组成部分，参与细胞内组织、细胞分裂和迁移。根据翻译后的修饰，微管可以与各种相互作用的蛋白质形成复合物。这些微管蛋白复合物通常与人类疾病有关。了解这些复合物的结构有助于阐明其作用机制，并且可以通过冷冻电子显微镜（cryo-EM）进行研究。为了获得这种复合物进行结构研究，重要的是提取含有或缺乏特定翻译后修饰的微管。在这里，我们描述了一种从转基因哺乳动物细胞中提取内源性微管蛋白的简化方案，涉及微管聚合，然后使用超速离心沉降。然后，提取的微管蛋白可用于制备带有微管的冷冻电子显微镜网格，这些微管与纯化的感兴趣的微管结合蛋白结合。例如，我们展示了从缺乏三种已知微管蛋白去酪氨酸酶的细胞系中提取完全酪氨酸化的微管。然后将这些微管用于在冷冻电镜网格上与酶无活性的微管相关微管蛋白脱酪氨酸酶一起制造蛋白质复合物。
Introduction
微管是细胞骨架的重要组成部分;它们参与不同的功能，如细胞迁移和分裂，但也有助于细胞内组织。为了适应不同的功能命运，微管与各种微管相关蛋白（MAP）、酶和其他蛋白质相互作用，我们统称为“微管相互作用蛋白”。这些蛋白质的微管结合可以通过不同的微管蛋白修饰来引导，通常称为“微管蛋白代码”1。这种偏好的例子是有丝分裂着丝粒相关驱动蛋白（MCAK）2 和p1503的动力蛋白-dynatin-CAP-Gly结构域，其优选与酪氨酸化微管蛋白结合，而驱动蛋白马达着丝粒相关蛋白E（CENP-E）4 和驱动蛋白-25 优选缺乏C端酪氨酸的微管蛋白。
虽然可以采用多种方法来研究微管 - 蛋白质相互作用，但冷冻电子显微镜（cryo-EM）通常用于以近原子分辨率6，7研究这些相互作用。近年来，冷冻电镜结构揭示了动力蛋白8，9，10 和驱动蛋白 11 等大运动蛋白、EB3 12、13 和 MCAK 14 等 +TIP 蛋白、Tau 15，16 等其他蛋白质，甚至紫杉醇、培洛鲁赛和赞帕内酯 17 等小分子与微管相互作用。为了研究微管-蛋白质相互作用，通常从猪脑中提取微管18。在此之后，大多数体外研究，包括冷冻电镜微管结构，都是使用猪脑微管蛋白进行的。因此，这些研究的结果掩盖了微管蛋白修饰19在组织和细胞类型之间的异质性的重要性。这在研究需要或更喜欢特定修饰以结合到微管的蛋白质时会产生一个特定的问题。这可以用酪氨酸化微管蛋白来说明，酪氨酸微管脱酪氨酸酶MATCAP的底物。
去酪氨酸化是一种微管蛋白修饰，其中缺乏α-微管蛋白的C端氨基酸酪氨酸，这与有丝分裂，心脏和神经元功能有关20。虽然完全酪氨酸化的微管是MATCAP的理想底物，但由于该组织中血管抑制素21，22和MATCAP 23脱酪氨酸酶的功能，猪脑的市售微管基本上不存在22，23，24，25，26.尽管市售的HeLa微管蛋白主要含有酪氨酸微管，但可能会发生去酪氨酸化，因此，这种微管蛋白来源不太适合为冷冻电镜分析创建均匀样品。
为了刺激MATCAP与微管的结合并创建用于结构分析的均匀样品，我们寻找完全酪氨酸化的微管来源。为此，创建了MATCAP和血管素缺陷细胞系，用于提取完全酪氨酸化的微管。提取程序基于完善的方案，该方案使用微管的重复聚合和解聚循环从脑组织或细胞中提取微管蛋白18，27，28，29，30，只需一个聚合步骤并在甘油垫上离心。以MATCAP为例，我们演示了如何将这些微管用于冷冻电镜研究。为了制备冷冻电镜网格，描述了低盐浓度的两步应用方案。本文中的方法描述了以足够数量和纯度提取可定制的微管以进行冷冻电镜分析，并提供了有关如何使用这些微管在冷冻电镜网格上创建蛋白质-微管复合物的详细协议。
Protocol
注意：有关此协议中使用的所有材料和设备的详细信息，请参阅 材料表 。
1. 细胞培养
注意：所有细胞培养都应在无菌层流罩中进行。
- 为了遵循该协议，首先在37°C水浴中解冻一瓶冷冻细胞。在这里，我们使用缺乏三种已知去酪氨酸酶VASH1，VASH2和MATCAP的转基因HCT116细胞系来产生酪氨酸微管蛋白。
- 准备含有 10 mL 适当细胞培养基的 Ø 10 cm 板。
注意：在该协议中，DMEM（Dulbecco的改良Eagle培养基）补充了10%v / v FCS（胎牛血清）和青霉素/链霉素抗生素（培养基）用于转基因HCT116细胞系。 - 计数细胞，并在制备的10cm平板中接种~2.5×106 个活细胞（~20%汇合）。轻轻摇动板以使细胞均匀分布。将培养皿在用5%（v / v）CO2 气体的37°C细胞培养箱中孵育，直到细胞达到80%-90%汇合。
注意：通常，HCT3细胞需要116天，但时间可能取决于所使用的特定接种密度和细胞系。 - 使用移液器或真空吸液器丢弃细胞培养基，并洗涤培养皿2 x 5 mL PBS。
注意：注意不要将PBS过于用力地分配到细胞单层上，因为这会使细胞从板上分离。 - 加入1-2mL胰蛋白酶，并将细胞在培养箱中孵育2-5分钟以分离细胞。
- 向平板中加入 2 mL 培养基以淬灭胰蛋白酶。
- 将细胞悬液分成三到五个相等的部分，并重新接种它们以在培养基中扩增细胞，直到获得6-12个汇合的15cm板。
2. 收获
- 用 10 mL PBS （1x） 轻轻洗涤细胞以去除任何细胞培养基。
- 通过在室温下用补充有5mM EDTA（无菌/过滤）的3mL冰冷PBS孵育细胞5分钟，然后使用细胞刮刀，将细胞从板上分离。
- 将细胞收集在冰上的 50 mL 管中，然后向下旋转（10 分钟，250 × g）。
- 在 50 mL 管上用体积刻度记录收获的细胞的体积。
注意：预期体积可以在 ~0.5 mL 和 4 mL 之间。暂停步骤：将细胞沉淀在LN 2中快速冷冻，并储存在-20°C直至使用。请注意，细胞沉淀只能储存几周或几个月。如果沉淀保存时间更长，则可能导致产量降低或根本没有微管。
- 在 50 mL 管上用体积刻度记录收获的细胞的体积。
3. 微管提取
注意：将步骤 3.1-3.5 的所有内容保存在冰上;从步骤3.6开始的所有东西都应保持温暖（30-37°C）。
- 制备 10 mL 冰冷裂解缓冲液，含有 100 mM 管/KOH（pH 6.9）、2 mM EGTA/KOH、1 mM MgCl2、1 mM PMSF 和 1 片蛋白酶抑制剂片剂（迷你）。
- 将收获的细胞沉淀重悬于1：1 v / v裂解缓冲液中（如果对确切体积有疑问，请少用而不是多用裂解缓冲液）。
- 通过超声处理裂解细胞：15 秒开，45 秒关，安培 30，四个周期（通过实验确定条件，并根据超声仪改变）。
- 超声处理后，收集样品进行 SDS-PAGE 分析：2 μL 裂解物 + 18 μL 水 + 5 μL 5x SDS 样品缓冲液。
注意：在标准光学显微镜下检查细胞是否确实完全裂解。
- 超声处理后，收集样品进行 SDS-PAGE 分析：2 μL 裂解物 + 18 μL 水 + 5 μL 5x SDS 样品缓冲液。
- 将裂解的细胞移液到离心管中。在超速离心机转子中以4°C以100，000× g 旋转1小时以清除裂解物。
注意： 确保转子中的所有口袋干燥清洁，以确保离心机的正确平衡。 - 使用注射器取出清除的裂解物。注意不要打扰颗粒以及顶部的浮动层。
- 收集清除裂解物的样品：2 μL 裂解物 + 18 μL 水 + 5 μL 5x SDS 样品缓冲液。
- 小心地冲洗颗粒，并通过旋转P10移液器吸头穿过颗粒来舀起一点颗粒;加入 200 μL 水和 50 μL SDS 缓冲液。
- 用1mM GTP和20μM紫杉醇补充上一步的上清液以聚合微管;对于 1 mL 的体积，加入 10 μL 2 mM 紫杉醇和 10 μL 100 mM GTP。
注意：紫杉醇可能会引起皮肤刺激、严重的眼睛损伤、呼吸道刺激、遗传缺陷、对未出生婴儿的损害和器官的损害。长期或反复接触会对器官造成损害。请勿以任何方式呼吸、喷洒或除尘该物质。戴橡胶丁腈手套，防止皮肤接触。 - 将补充GTP /紫杉醇的上清液在37°C孵育30分钟，以使微管组装。
- 在此孵育步骤中，让转子和超速离心机升温至30°C。
- 准备缓冲液：将 0.6 mL 甘油加入 0.4 mL 裂解缓冲液中，并用 20 μM 紫杉醇补充混合物。将缓冲液预热至37°C。
- 向超速离心管中加入 800 μL 缓冲液。将补充GTP/紫杉醇的裂解液小心地移液放在缓冲液的顶部。
注意：通过非常轻柔地移液来防止缓冲缓冲液和裂解物混合。 - 在超速离心机转子中以100，000× g 在30°C下旋转30分钟。标记离心管的朝外边缘，以轻松识别微管沉淀应形成的位置。
- 使用移液管小心地取出缓冲液，注意不要干扰微管沉淀。
- 收集缓冲液样品：2 μL + 18 μL 水 + 5 μL 5x SDS 样品缓冲液。
- 用温热的裂解缓冲液仔细清洗沉淀3次以除去甘油。轻轻分配沉淀旁边的温热缓冲液（不要将液体直接冲洗在沉淀上），旋转试管几次以从沉淀和管壁中去除尽可能多的甘油，然后吸出并重复。
注意：如果甘油没有正确洗掉，网格将在电子照明下很快熔化。这可能通过高粒子运动来证明，从而产生模糊的图像。 - 使用以下成分制备重悬缓冲液：100 mM 管/KOH（pH 6.9）、2 mM EGTA/KOH 和 1 mM MgCl2，并将缓冲液加热至 37 °C。
- 用切割的尖端将洗涤的沉淀轻轻重悬于~50μL预热的重悬缓冲液中，并将管保持在37°C。
- 收集重悬沉淀级分的样品：2 μL + 18 μL 水 + 5 μL 5x SDS 样品缓冲液。
提示：切割尖端可防止微管断裂。准备一个金属加热块至37°C，并将其保存在聚苯乙烯盒中，以便样品管可以轻松运输，而无需将其冷却至室温。
- 收集重悬沉淀级分的样品：2 μL + 18 μL 水 + 5 μL 5x SDS 样品缓冲液。
4. 冷冻电镜网格准备
- 通过安装吸墨纸来准备跳入式冷冻机设备。将低温冰箱加热至30°C，并将加湿度设置为100%。允许~30分钟以平衡温度和湿度。
- 将跳入式冰箱的设置准备到两个应用程序中，并运行一次整个程序以确保设置正确。确保第一次应用的力为 10、2 秒印迹时间和 0 秒等待时间，第二次施用的力为 10、6.5 秒印迹时间和 10 秒等待时间。
- 对冷冻电镜网格在 30 mA 下辉光放电 60 秒。
- 用LN2冷却聚苯乙烯容器组件，通过将乙烷气体冷凝到冷金属杯中，在金属杯中制备液态乙烷。
- 用以下组分制备稀释缓冲液：100 mM PIPES/KOH （PH 6.9）、2 mM EGTA/KOH 和 1 mM MgCl2，并将其加热至 37 °C。
- 在将其应用于网格之前，用稀释缓冲液以1：1 v / v稀释微管相互作用蛋白，以确保盐浓度降低（我们使用50mM NaCl的最终盐浓度）。将混合物保持在37°C。
- 用镊子拿起一个发光的网格，然后将它们按入跳入冰箱。
- 将装有液态乙烷的聚苯乙烯容器放置在小型冰箱中，并运行准备好的程序：首先将 3.5 μL 微管溶液涂在网格上，让跳入式冰箱吸干网格，然后立即应用 3.5 μL 新鲜稀释的蛋白质，最后，让柱塞印迹并将网格浸入液体乙烷中。
- 将网格转移到网格存储盒中，并将它们存储在 LN2 杜瓦瓶中直至成像。
Representative Results
我们研究了通过冷冻电镜与酪氨酸微管结合的微管蛋白去酪氨酸酶MATCAP。为此，我们从缺乏所有三种已知去酪氨酸酶VASH1 / 2和MATCAP的转基因HCT116细胞系中提取了完全酪氨酸化的微管。我们使用 6-12 个融合的 15 cm 培养皿从大约 0.5-4 mL 的细胞沉淀中提取微管（图 1）。在第二个离心步骤（步骤3.11）之后，这会产生可见但小而透明的沉淀（图1I）。微管产量通常为~75μg。如果沉淀不可见，这可能表明前面的步骤之一存在问题，例如微管聚合温度不正确，使用的GTP或紫杉醇的质量问题，或添加过多的裂解缓冲液，导致微管蛋白浓度太低而无法聚合。为了评估提取的微管的质量和浓度，我们在Coomassie染色的SDS凝胶上分析了样品（图2A）。这些分析表明，提取的微管相对纯净。从BSA定量得出的插值微管浓度为~1.4mg / mL。这与用分光光度计测量的数字非常吻合（图2B，C）。
新鲜提取的微管可直接用于制作冷冻电镜样品。微管在显微照片上应该看起来完整且丰富。对于进一步的冷冻电镜分析，关键是每个显微照片的微管密度较低，以避免微管相互交叉（图3A）。破裂的微管或不可见的微管可能表明微管解聚（例如，由于低温或GTP水解）或印迹和浸入冷冻参数设置不正确。微管周围的背景是密集的，可能是未聚合的微管蛋白。
MATCAP的分子量为53 kDa，其球状催化结构域略低于微管蛋白单体的大小。因此，可以通过肉眼检测到微管上MATCAP的装饰。不结合MATCAP的微管显示出“光滑”的边缘，而结合MATCAP的微管具有“粗糙”的边缘，其特征在于微管表面上的电子致密点（图3B）。在计算的2D类别中，也可以区分MATCAP结合和MATCAP未结合的微管，尽管由于形状和大小，这可能与其他微管相互作用蛋白不同（图3C）。为了确认密度确实属于感兴趣的蛋白质，可以利用实验确定或预测的结构。我们还建议制作一个包含微管的控制网格，仅用于比较。这表明微管是否在足够高的浓度下聚合并完整提取，并且浸入冷冻过程是否正确执行。我们注意到，随着第二次MATCAP应用，网格中的微管丰度降低。
图1：实验步骤的视觉指导。 （A）裂解前的细胞沉淀;（B）在离心前在超速离心管中超声处理细胞;（C）超声处理后的细胞在超速离心管中离心;（四）注射器用清除的上清液;（五）除去上清液后的残余沉淀，包括“白色浮层”;（F） P10尖端，带有用于SDS考马斯凝胶的细胞碎片沉淀;（G） 孵育前补充GTP/紫杉醇的上清液;（H） GTP/紫杉醇在超速离心管中的甘油垫顶部孵育上清液;（I）第二离心步骤后清洗微管沉淀。 请点击此处查看此图的大图。
图2：微管纯度和浓度测定 。 （A）库马斯染色SDS页凝胶，显示提取方案期间采集的样品和BSA浓度比较。S1和P1分别对应于第一个离心步骤后的上清液和沉淀。S2和P2同样对应于第二个离心步骤。（B） 从 A得出的相对BSA量的非线性回归线。在P2（微管）泳道中50 kDa附近微管带的插值表明最终浓度为1.42 mg/mL。（C）由两个人测量的重悬微管（P2）的分光光度分析，并校正了TUBA1A和TUBB3的组合消光系数（0.971），表明平均值和标准偏差浓度为1.46mg / mL±0.14mg / mL。 请点击此处查看此图的大图。
图 3：示例显 微照片。 （A） 显示与 MATCAP 结合的微管的示例显微照片。绿色框指示的微管完好无损，装饰良好，可用于冷冻电镜分析。橙色框指示的微管是一个完整的装饰性微管，但靠近其左侧的微管;因此，它不太适合包含在冷冻电镜分析中。红框中的微管交叉并断裂。这些应从冷冻电镜分析中排除。（B）左侧面板绿色包围微管的放大视图。红色箭头表示仅出现在应用了MATCAP的显微照片中微管上的黑点，因此可能对应于与微管结合的MATCAP。（C）从 A 中挑选的微管颗粒的2D类示例，显示高和低装饰，以及来自不同数据集的2D类，我们没有观察到MATCAP（最右边的面板）进行装饰。比例尺 = （A） 50 nm， （B） 25 nm， （C） 10 nm。 请点击此处查看此图的大图。
图 4：源自 MATCAP 缺陷和 VASH1/2 缺陷三重敲除 （TKO） HCT116 细胞、商用猪脑和 HeLa 微管蛋白的微管的免疫印迹分析。 缩写：TKO = 三重淘汰赛;mAb = 单克隆抗体;pAb = 多克隆抗体。 请点击此处查看此图的大图。
Discussion
该方法描述了如何从细胞系中快速提取内源性微管蛋白，并随后在冷冻电镜网格上装饰这些微管。微管对温度敏感。它们在寒冷的环境中解聚，在温暖的环境中聚合31.因此，在4°C下执行超声处理和清除自旋（步骤1.1-1.5）以溶解微管蛋白至关重要。如果有任何因素很好地稳定了微管，以至于它们在此步骤中不会解聚，则这些微管和稳定因子将在初始清除自旋后丢弃在沉淀中。在（重新）聚合微管后，重要的是始终保持含有聚合微管的溶液温暖。我们从HCT116细胞中提取微管，这些细胞缺乏VASH1，VASH2和MATCAP蛋白。其他细胞系以及组织可用于提取微管29，尽管污染物，微管蛋白同种型和产量可能与此处描述的有很大不同。含有修饰酶的过表达质粒也可用于引入特定的微管蛋白修饰。
其它方案18，27，28，29，30使用微管的多个聚合和解聚循环来获得没有其他相互作用蛋白质的微管。在这里，我们简化了这些协议，并且只聚合一次微管。由于这种单一聚合，这些微管可能与其他微管相互作用的蛋白质共沉淀。然而，我们发现该协议为冷冻电镜目的提供了足够纯的微管。如果特定测定需要更纯的样品，则额外的聚合和解聚循环可以产生更纯的样品，尽管这可能以牺牲微管产量为代价。在该协议中，我们使用紫杉醇聚合微管。然而，紫杉醇可以使微管晶格偏向一定的扭曲和上升，这可能会干扰目标蛋白质的微管亲和力。如果紫杉醇不适合，可以使用其他微管稳定试剂;这些试剂的例子是非紫杉烷分子，如培洛鲁赛特或不可水解的GTP变体，如GMPCPP17，32。
为了在结构上研究与冷冻电镜网格上的微管结合的蛋白质，需要将足够数量的感兴趣蛋白质与微管结合。一个常见的问题是，在溶液中稳定的蛋白质复合物在网格上分崩离析。为了在网格上形成蛋白质复合物，首先将微管分层，然后将低盐浓度的微管结合蛋白施加到微管包被的网格上，从而直接在网格上组装蛋白质复合物至关重要。其他人也同样报道了用于成功微管修饰的低盐33，34方案和两步应用34，35，36方案。由于静电电荷减少，较低的盐浓度可能会使蛋白质复合物偏向更稳定的相互作用。然而，由于盐浓度低，感兴趣的蛋白质有沉淀的风险。因此，强烈建议将蛋白质保持在生理相关的盐浓度或附近，直到玻璃化网格之前不久。这种两步应用方案可以防止蛋白质复合物在印迹或冷冻步骤中分崩离析。在这个协议中，我们使用了Vitrobot。然而，更快的玻璃化方法（VitroJet）或使用无印迹网格（Puffalot）或具有两种特性的设备（变色龙）可能会克服两步应用，但这些目前尚未广泛用于测试。
重建的冷冻电镜密度的最终分辨率可能受到许多因素的影响，包括微管结合蛋白相对于微管的运动以及可以实现的装饰水平。更高的微管装饰可能有利于在3D密度重建中获得的最终分辨率。这可以受到几个因素的限制，例如在微管结合蛋白纯化过程中获得的最高蛋白质浓度，微管相互作用蛋白在不聚集的情况下可以承受的最低盐浓度，以及微管相互作用蛋白的结合模式（例如，蛋白质可以跨越多个微管蛋白二聚体，从而阻碍1：1的结合比）。尽管冷冻电镜重建的分辨率可能会受到稀疏修饰的微管的影响，但计算分析可以规避许多问题，例如最近报道的微管 - 蛋白质复合物结构，该结构装饰极其稀疏8。
我们在这里描述的协议提供了一种快速、低成本的方法来获得适合冷冻电镜目的的微管。与市售的猪脑微管蛋白相比，源自MATCAP缺陷和血管抑制素缺陷的HCT116细胞的微管完全酪氨酸化（图4）。商业HeLa微管蛋白是一种昂贵的试剂，原则上酪氨酸化相对均匀，含有很少的其他修饰4 ，例如谷氨酰化，但批次可能会有所不同，并且只能在 体外实现修饰。从定制细胞系中提取微管的一个优点是必须灵活地过度表达或删除微管蛋白修饰酶，如微管蛋白去酪氨酸酶，以创建更均匀的微管池。这有利于冷冻电镜样品的装饰和均匀性，并最终有利于冷冻电镜密度图和源自该样品的分子结构的易用性和质量。
Disclosures
作者没有利益冲突需要披露。
Acknowledgments
我们感谢Sixma，Brummelkamp和Perrakis小组的所有成员，感谢他们富有成效的科学讨论和愉快的工作环境，特别是，我们感谢Jan Sakoltchik（“人2”）帮助确定 图3C中描述的蛋白质浓度。我们还要感谢NKI冷冻电镜设施和莱顿大学荷兰电子纳米学中心（NeCEN）的支持。这项工作得到了授予T.R.B.的NWO Vici赠款016.Vici.170.033的支持。AP和T.R.B.是Oncode调查员，并从NWO ENW（OCENW.M20.324）。 L.L.获得了奥地利科学基金（FWF JB4448-B）的资助。这项研究得到了荷兰癌症协会和荷兰卫生、福利和体育部的机构资助。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Material | |||
| 0.05% trypsin-EDTA | Gibco | 25300-054 | Cell culture |
| 10 cm plate | Falcon | 353003 | Cell culture |
| 15 cm plate | Thermo FisherScientific | 168381 | Cell culture |
| 50 mL tubes | Sarstedt | 62.547255 | Cell culture |
| 300 mesh quantifoil holey carbon copper grid R1.2/1.3 | Quantifoil Micro Tools | N1-C14nCu30-01 | Cryo-EM grid preparation |
| Cell scrapers | Falcon | 353085 | Cell culture |
| DMEM | Gibco | 41966-029 | Cell culture |
| EDTA | Merck | 108418 | Cell culture |
| EGTA | Sigma Aldrich | E3899 | Microtubule extraction |
| Ethane gas | Cryo-EM grid preparation | ||
| FCS | Serana | s-FBS-EU-015 | Cell culture |
| Glycerol | VWR | 24.397.296 | Microtubule extraction |
| GTP | Fisher Scientific | G8877-1G | Microtubule extraction |
| HCT116 VASH1 VASH2 MATCAP KO cells | self made | Wild type HCT116 cells RRID: CVCL_0291 | Cell culture |
| KOH | Merck | 1.05033 | Microtubule extraction |
| MgCl2 | Merck | 105833 | Microtubule extraction |
| Microtubule binding protein | self made | Cryo-EM grid preparation | |
| Needle | BD microlance | 300600 | Microtubule extraction |
| Paclitaxel | Santa Cruz Biotechnology | sc-212517 | caution toxic, microtubule extraction |
| PBS | Fisher Scientific | BP399 | Cell culture |
| Penicillin and streptomycin | Sigma Aldrich | P0781-100mL | Cell culture |
| PIPES | Merck | P8203 | Microtubule extraction |
| PMSF (in EtOH) | Roche | 16837091001 | Microtubule extraction |
| SDS sample buffer | self made | Quality assessment | |
| Syringe | BD plastipak | 309658 | Microtubule extraction |
| Ultra protease tables mini | Fisher Scientific | NC0975224 | Microtubule extraction |
| Whatman blotting paper | Whatman | 47000-100 | Cryo-EM grid preparation |
| Equipment | |||
| Flow hood | cell culture | ||
| GloQube | Quorum | Cryo-EM grid preparation | |
| Grid storage box | SWISSCI | 41018 | Cryo-EM grid storage |
| Heating block, electric or metal | to warm the buffers | ||
| Incubator, cell culture | NUAIR | cell culture | |
| LN2 dewar | Cryo-EM grid storage | ||
| Plunge-tweezers | Electron Microscopy Sciences | 0508-L5-PS | Cryo-EM grid preparation, hole drilled in top to fit the vitrobot |
| Polystyrene box | to keep the buffers warm | ||
| Sonicator | Qsonica | Q700 | Microtubule extraction |
| Standard light microscope | Olympus | CKX 41 | Quality assessment |
| TLA 100.3 rotor | Beckman Coulter | Microtubule extraction | |
| TLA 120.2 rotor | Beckman Coulter | Microtubule extraction | |
| Tubes for TLA 100.3 rotor | Beckman Coulter | 326819 | Microtubule extraction |
| Tubes for TLA 120.2 rotor | Beckman Coulter | 347356 | Microtubule extraction |
| Ultracentrifuge | Beckman Coulter | Optima MAX-XP | Microtubule extraction |
| Vitrobot | FEI, ThermoFischer Scientific | mark IV | Cryo-EM grid preparation |
| Vitrobot polystyrene container assembly with metal ethane cup | ThermoFisher Scientific | 200703 | Cryo-EM grid preparation |
| Water bath | cell culture |
References
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