Name: Valutazione della procedura per eseguire la cystometria sveglia in un modello di mouse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 31 s
Description: Impara la procedura di cistometria sveglia nel topo per valutare la funzione vescicale. Questa tecnica microchirurgica standardizzata consente di ottenere dati riproducibili sulla fisiologia del tratto urinario inferiore.

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Questo studio è stato finanziato dal Dipartimento di Chirurgia dell'Università del Vermont, dal Consiglio Danese per la Ricerca Indipendente e dall'Ospedale Universitario di Odense.

Gli animali sono stati alloggiati presso l&#39;Università di Vermont Animal Care Facility secondo orientamenti istituzionali. Tutti gli esperimenti su animali sono stati eseguiti in conformità con la Guida Nazionale delle Nazioni Unite per la cura e l&#39;uso degli animali da laboratorio. 1. Implantazione tubo intravesicale <ol><li> Preparazione di tubi e strumenti per la procedura chirurgica <ol><li> Tagliare un pezzo di PE10 da 7 cm per fare il catetere per l&#39;impianto. </li><li> Creare un flare ad una estremità del tubo PE10 lentamente avanzando l&#39;estremità verso una fiamma aperta. NOTA: estrarre rapidamente il tubo non appena il flesso si sviluppa. </li><li> Applicare tre gocce di colla calda a tutti gli usi, usando la regolazione a basso tenore di calore su una pistola a colla, a 4,5, 5 e 5,5 cm dall&#39;estremità svasata all&#39;esterno del tubo PE10. Questi aiutano a fissare il tubo alla schiena dell&#39;animale. ( Figura 1 ) </li><li> Sterilizzare il tubo ammollando nel 70%Etanolo e poi sciacquarlo con NaCl di 0.9% sterile prima dell&#39;uso. Lasciare il tubo riempito per evitare di introdurre bolle d&#39;aria nel sistema. </li><li> Creare una spina a 30 guarnizioni per sigillare l&#39;estremità del catetere PE10 separando un ago da 30 gauge dal mozzo manipolando manualmente il lato prossimale a lato. Applicare una goccia di colla calda alla fine. Assicurarsi che la guarnizione sia impermeabile. ( Figura 2 ) </li><li> Utilizzare i seguenti strumenti microchirurgici: due paia di microforceps curve Dumont # 7, due coppie di microforceps curve Dumont # 5, un ago da 21 G, un hemostato diretto ultrafine, micro forbici, forbici di dissezione e un porta micro ago. </li><li> Sterilizzare tutti gli strumenti prima di avviare la procedura. </li></ol></li><li> Preparazione dell&#39;animale <ol><li> Dopo aver anestetizzato l&#39;animale, prima raggruppa la metà inferiore dell&#39;addome, poi girate l&#39;animale in preda e raschiate e pulite l&#39;area sul dorso superiore con alcol al 70% seguito da betadina. Applicare unguento veterinario agli occhi per prevenire la secchezza. Successivamente, utilizzare una coppia di forbici dritti e sbucciate e un paio di microforceps curve Dumont # 7 per eseguire una incisione cutanea di 1,5 cm tra la scapola e mettere l&#39;animale supino sopra un tappetino riscaldante (37 ° C) ricoperto di drappi sterili. </li><li> Infine, pulire l&#39;addome con alcool e betadina. </li></ol></li><li> Operazione chirurgica NOTA: eseguire tutte le procedure chirurgiche sotto un microscopio operativo con ingrandimento variabile da 3.15X a 20X. Dopo aver posizionato l&#39;animale sui teli sterili, indossare guanti sterili. Continuare a utilizzare procedure sterili durante l&#39;intero intervento chirurgico. <ol><li> Posizionare l&#39;animale in una scatola di induzione e anestetizzarsi usando 2% di isoflurano inalato con un supporto ossigeno (1 L / min). Mantenere l&#39;anestesia in tutta la procedura, posizionando la testa dell&#39;animale in un cono di naso e utilizzando il 2% di isoflurano inalato con un portatore di ossigeno (1 L / min). Inizia l&#39;intervento chirurgico dopo aver ricevuto un negRisposta dal test di pizzicotto. </li><li> Utilizzare una coppia di forbici dritti e sbattute e un paio di microforceps curve Dumont # 7 per fare una incisione addominale inferiore inferiore di 1,5 cm, attraverso la pelle. Successivamente, creare un&#39;incisione corrispondente attraverso la fascia lungo la linea alba e il muscolo per esporre la cupola e la metà superiore della vescica urinaria. Evitare di danneggiare la vescica applicando la trazione verso l&#39;alto a ciascun strato di tessuto usando una coppia di microforceps curve Dumont # 7. Tenere la viscera addominale dall&#39;essiccazione aggiungendo gocce di calda fisiologica salina. </li><li> Ruotare l&#39;animale sul suo fianco per accedere all&#39;incisione sulla nuca del collo. Spingere un hemostat stretto sottocutaneo anche se l&#39;incisione. Il canale sottocutaneo dovrebbe iniziare sul retro e continuare lungo il lato. </li><li> Una volta che la punta dello strumento raggiunge il fondo della gabbia toracica, ruotare la punta verso la linea mediana e dentro l&#39;addome (ci sarà un leggero pop quando piercing i muscoli della parete addominale). Continuare a far avanzare l&#39;emostato fino a quando la punta viene esposta all&#39;incisione addominale sotto lo strato muscolare. ( Figura 3 ) </li><li> Afferrare l&#39;estremità &quot;non sporgente&quot; del tubo con l&#39;hemostat e ritirare lentamente l&#39;utensile, tirando l&#39;estremità del tubo attraverso l&#39;incisione sul retro del collo. Regolare l&#39;estremità svasata del tubo in modo che si trovi direttamente sopra la cupola della vescica. </li><li> Fare una cravatta allentata di sutura monofilamento 6-0 (non assorbibile) e metterla in cima alla cupola della vescica. Questa cravatta verrà utilizzata in seguito per fissare il tubo nella vescica. </li><li> Mettere un piccolo rotolo di tessuto privo di lanugine nell&#39;addome e dietro la vescica per aiutare a stabilizzarlo e ad elevarlo. </li><li> Preparatevi di inserire l&#39;estremità svasata del catetere PE10 nella vescica. <ol><li> Nella mano non dominante, tenere la cupola della vescica con le microforceps curve Dumont # 7 e mantenere questa presa fino a quando il catetere è collocato nella vescica. </li><li> Usare un ago da 21 gaugeO fare una cistotomia nell&#39;apice della cupola. Procuratevi delicatamente la cistotomia con una coppia chiusa di microforceps curvilinee # 5 per assicurarvi che il catetere possa facilmente passare attraverso il foro. </li><li> Tenendo ancora la cupola della vescica nella mano non dominante, mettere l&#39;estremità svasata del catetere PE10 nella vescica (spingere il flare verso il basso fino al collo della vescica in modo che non scivoli mentre si blocca). </li><li> Legare la sutura monofilamento 6-0 intorno alla cupola della vescica e del tubo con il legame posto anteriormente al tubo. Assicurarsi di legare la sutura come alta su la vescica per evitare di ridurre artificialmente la capacità della vescica. ( Figura 4 ) </li><li> In alternativa, fissare il catetere utilizzando una sutura stringa borsa come segue. Effettuare una sutura della corda della borsa sciolti sulla cupola della vescica usando il monofilamento 6-0. Seguire i punti 1.3.8.1 - 1.3.8.3 per eseguire la cistotomia e inserire il catetere. Fissare il tubo legando la sutura della corda della borsa. ( Figura 5 )</li></ol></li><li> Verificare la chiarezza e la tenuta del tubo nella vescica collegando una siringa da 0,5 ml di insulina con un ago da 30 gauge all&#39;estremità distale del tubo. Riempire lentamente la vescica con 0.1 - 0.2 mL di NaCl 0.9% fino a quando una goccia compare all&#39;orecchio uretrale, quindi svuotare la vescica aspirando. È importante che la vescica sia riempita e svuotata. </li><li> Se non si verificano perdite alla cupola, incatenare la vescica con un paio di microforceps curve e tirare delicatamente il tubo finché il flare non si appoggia all&#39;interno della cupola della vescica. </li><li> Prima di chiudere, rimuovere il piccolo rotolo di tessuto e assicurarsi che la vescica sia nella sua posizione normale. </li><li> Chiudere la parete addominale in due strati (muscolo e pelle) con sutura da 6-0. È preferibile approssimare il muscolo retto addominale suturando solo i bordi della fascia addominale anteriore (parete anteriore della guaina rectus). </li><li> Per proteggere il tubo negli animali, con delicatezzaL&#39;animale sul suo addome. Inserire la porzione sottocutanea dell&#39;ancora metallica nell&#39;incisione interscapolare. ( Figura 12 ) Utilizzare una sutura da 6-0 per fissare il tubo e ancorare circondandoli con una sutura a materasso verticale. </li><li> Assicurarsi che una bolla di colla rimanga sopra e sotto la pelle per evitare che il tubo si estrae. Tagliare il tubo di circa 2 cm sopra la pelle. </li><li> Inserire delicatamente la spina a 30 gauge (punto 1.1.5) nell&#39;estremità del tubo per evitare che l&#39;urina venga fuoriuscita. </li></ol></li><li> Iniettare 0,5 ml di NaCl 0,9% per via sottocutanea per l&#39;idratazione. Dare analgesia postoperatoria subito dopo l&#39;intervento chirurgico e mantenere per 48 h. <ol><li> Riporre l&#39;animale nella sua gabbia posta sotto una lampada a infrarossi. Mantenere un&#39;osservazione costante finché l&#39;animale non si muove liberamente sulla gabbia. </li></ol></li><li> Monitorare l&#39;animale quotidianamente e lasciarlo recuperare per 5 giorni prima della registrazione. </li></ol> 2. Svegliatevi della cistiRegistrazione di ometria <ol><li> Preparazione del programma di registrazione, trasduttore di pressione e pompa di infusione. <ol><li> Prima di anestetizzare l&#39;animale, collegare la pompa di infusione, il trasduttore di pressione e la girante 22 G utilizzando tubi PE50. ( Figura 6 ) </li><li> Aprire il programma di registrazione (vedere tabella dei materiali per un esempio), su un computer per calibrare la pressione del sistema e prepararsi alla registrazione. Assicurarsi di utilizzare le stesse impostazioni durante la calibrazione e la registrazione. <ol><li> Riempire una siringa da 20 ml con 10-15 ml di temperatura ambiente 0,9% NaCl e caricare nella pompa di infusione. Programmare la pompa per infondere ad una velocità di 0,6 mL / h. </li><li> Fissare il trasduttore di pressione alla stessa altezza della vescica animale o del fondo della gabbia di registrazione. </li><li> Fissare il girevole a 22 giri fino alla fine del trasduttore di pressione (PE50 - tubo - trasduttore di pressione a girevole) NOTA: Il girevole è usato per impedire che il tubo si torsi o si sbatteL&#39;animale si muove. </li><li> Avanzate la pompa della siringa per scorrere lo 0,9% di NaCl attraverso il sistema. Accertarsi di rimuovere tutte le bolle d&#39;aria prima della calibrazione. </li><li> Con il programma di registrazione in esecuzione, utilizzare un righello per calibrare la pressione (cm / H 2 O). Spostare lentamente l&#39;estremità del telaio PE50 da 0 a 30 cm. Regolare lo zero se necessario. NOTA: Il contrassegno di 0 cm dovrebbe essere al medesima altezza del pavimento della gabbia di registrazione e del trasduttore di pressione. </li></ol></li><li> Sospendere il girevole a 22 giri sopra al centro della gabbia di registrazione. Assicurarsi che il fondo della gabbia consente l&#39;urina a cadere sul dispositivo di raccolta del bilanciere posizionato sotto la gabbia. Regolare l&#39;altezza del tirante in modo che il mouse possa muoversi liberamente intorno alla gabbia senza sforzarsi o allungare il tubo. ( Figura 7 ) </li><li> Al termine, verificare che il sistema e tubi PE50 esterni siano pieni di NaCl 0.9% e tutte le bolle d&#39;aria sono state rimosse. </li></ol></li><li> PrepL&#39;animale per la registrazione <ol><li> Anestetizzare l&#39;animale con 2% di isoflurano inalato e metterlo sul suo addome. Rimuovere la spina da 30 gauge e far scorrere il tubo PE10 (catetere della vescica) nell&#39;estremità del telaio PE50. Utilizzare la colla a caldo per formare una tenuta stagna. </li><li> Disattivare l&#39;anestesia e mettere l&#39;animale nella registrazione tramite un pavimento a filo parallelo, che permetterà che l&#39;urina scenda direttamente su un dispositivo di raccolta posto in cima ad un bilanciamento analitico. ( Figura 7 ) </li><li> Avviare la registrazione una volta che l&#39;animale si trova nella gabbia, ma non inizia a infondere. Monitorare l&#39;animale fino a recuperare completamente dall&#39;anestesia. Una volta che la pressione della vescica si stabilizza, iniziare a infondere 0,9% di NaCl ad una velocità di 0,6 mL / h. NOTA: Fare una nota nel programma di registrazione quando vengono apportate modifiche. È importante avere un record di quando l&#39;infusione inizia, si arresta o si verificano irregolarità. </li><li> Controllare il sistema per perdite e assicurarsi che l&#39;animale abbia facilitàAl cibo e all&#39;acqua. </li><li> Continuare a registrare in una stanza tranquilla fino a ottenere tre cicli di riproduzione riproducibili. NOTA: L&#39;animale deve essere completamente disturbato durante la registrazione. Preferibilmente, utilizzare monitoraggio video remoto per osservare il comportamento. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Materiale ottimale e dimensione del tubo intravesicale Per determinare il diametro del tubo di effetto sulle registrazioni a pressione, abbiamo provato diversi tubi microfluidici; PE50 (0,58 mm ID), poliuretano PU027 (0,4 mm ID), PE25 (0,46 mm ID) e PE10 (0,28 mm ID). Per ogni tubo, la pressione è stata registrata con la pompa di infusione in esecuzione a 1 mL / h, mentre si muove rapidamente il tubo verticalmente da 0 a 30 cm. Gli esperimenti iniziali in vivo hanno tentato di utilizzare tubi P...

La cistometria di riempimento (FC) è un metodo diagnostico che prevede l&#39;inserimento di un catetere nella vescica urinaria per registrare la pressione durante il riempimento lento della vescica. Introdotto per la prima volta nel 1927 come metodo diagnostico clinico per valutare la funzione del tratto urinario inferiore, è rimasto ampiamente utilizzato. 1 Nelle applicazioni di ricerca, FC può essere utilizzato per testare la funzione vescicale nei modelli animali sani e malati e per studiare gli effetti degli agenti farmacologici. I modelli animali roditori sono comunemente usati per indagare la funzione del tratto urinario inferiore. 2 In questo gruppo di mammiferi, FC è stato sviluppato per l&#39;uso in ratti. 3 Qui, la metodologia per implantare un tubo nella vescica urinaria e eseguire FC è stata ben descritta e utilizzata da molti ricercatori con un livello accettabile di riproducibilità. 4 La disponibilità di ceppi di origine transgenica e di colata rendono i topi una specie preziosa per numerose aree di ricerca,Compreso il campo della disfunzione del tratto urinario inferiore. La metodologia utilizzata per eseguire la cistometria del mouse varia notevolmente tra i laboratori, rendendo difficile il confronto dei risultati. 5 Rispetto ai modelli ex vivo , FC conserva l&#39;anatomia del tratto urinario inferiore, consentendo di valutare la funzione coordinata tra la vescica e la sua uscita durante le fasi di stoccaggio e di annullamento del ciclo di micturition. Precedenti ricerche dimostrano che numerosi, comunemente usati anestetici sopprimono la contrazione della micturition. Agenti che conservano la contrazione muscolare liscia della vescica urinaria (uretano, α-cloralosio, ketamina e xilazina), consentendo all&#39;animale di micturate, riducono ancora significativamente la capacità funzionale della vescica e sopprimono la neurotrasmissione. 6 , 7 , 8 , 9 Anche se tecnicamente più impegnativo, FC ha eseguito in awGli animali ambulanti ake conservano l&#39;integrità funzionale del riflesso della micturition. La funzione del tratto urinario inferiore è influenzata da diversi fattori, tra cui il gonfiore della parete della vescica post-operatoria, lo stress causato dal dolore e dal disagio e dalle influenze ambientali. Utilizzando una tecnica chirurgica che riduce al minimo i danni dei tessuti durante l&#39;impianto di tubi e metodi di registrazione che riducono il movimento del tubo, permettendo allo stesso tempo l&#39;animale ad ambulare liberamente, sono essenziali per ottenere registrazioni accurate e riproducibili. Se eseguito in modo adeguato, in vivo FC in animali liberamente in movimento può fornire dati che riflettono affidabilmente la funzione fisiologica della vescica. 10 FC in animali liberamente in movimento possono fornire dati sui seguenti parametri; Pressione basale o basale: pressione minima tra due micturition. Pressione intermittente: pressione media tra due micturition. Pressione soglia: pressione intravesica immPrima della micturition. Pressione massima: pressione massima della vescica durante un ciclo di micturition. Attività spontanea (o pressione media oscillatoria intermedia): pressione dell&#39;intermitturazione minus pressione basale. Contrazioni non vuote: aumento della pressione intravesica durante la fase di riempimento, non associata al rilascio di fluido. Compatibilità della vescica: capacità della vescica divisa per pressione di soglia minus pressione basale. Frequenza di micturition: numero di micturitions per unità di tempo. Intervallo di intermittenza: Periodo tra due pressioni di vuoto massime. Capacità della vescica: volume infuso diviso per il numero di micturition. Una descrizione dettagliata di questi parametri e terminologia standardizzata è stata precedentemente pubblicata. 11 FC può essere eseguito usando un metodo di infusione intravesica a ciclo continuo o singolo ciclo. La cistometria continua permette di registrare più cicli di micturition e di scegliere i dati rappresentativi basatiSulla riproducibilità. La sua precisione nella misurazione della capacità della vescica è limitata a causa del volume residuo sconosciuto. Inoltre, è impegnativo raccogliere piccoli volumi vuoti (che a base di ceppo e sesso variano da 30 a 184 μL) nei topi liberamente ambulanti. Utilizzando questo metodo per registrare il volume vuoto è meno accurato rispetto ad una preparazione anestetizzata, ma è superiore in quanto evita gli effetti soppressivi degli anestetici sulla funzione della vescica. La cistometria a ciclo unico deve essere utilizzata per valutare la capacità della vescica. In questo metodo la vescica viene svuotata mediante aspirazione prima dell&#39;infusione e la capacità viene calcolata in funzione della velocità di infusione moltiplicata per il tempo alla massima pressione. Sebbene sia stata pubblicata la tecnica di esecuzione della cistometria nei piccoli roditori, ha descritto l&#39;intervento eseguito in un topo e ha raccomandato che la cistometria del mouse dovrebbe essere eseguita sotto anestesia uretanica. 10 L&#39;obiettivo di questa comunicazione è tO descrivere sia le tecniche microchirurgiche usate per l&#39;impianto di un tubo intravesico nella cupola della vescica urinaria e la configurazione sperimentale utilizzata per registrare la funzione del tratto urinario inferiore, in vivo , durante il riempimento continuo della vescica e la micturition in un topo sveglio liberamente in movimento. Inoltre, sono stati eseguiti esperimenti per affrontare come la lunghezza del tubo, il diametro e il materiale, nonché la metodologia per eseguire in vivo FC, influenzano la registrazione. Questo protocollo sperimentale riassume le tecniche precedentemente pubblicate e propone una serie di modifiche basate sui risultati sperimentali.

<table><tbody><tr><td>Tubo in polietilene (PE) 10</td><td>Instech</td><td>BTPE-10</td><td>Adatto a connettori/spine 30G Tubo</td></tr><tr><td>in polietilene (PE) 50</td><td>Instech</td><td>BTPE-50</td><td>Adatto a connettori/spine 22G</td></tr><tr><td>girevole in acciaio inossidabile a canale singolo da 22 G</td><td>Instech</td><td>375/22</td><td></td></tr><tr><td>Molla di prolunga in acciaio ad alto tenore di carbonio (9/64" OD)</td><td>Grainger</td><td>1NAH1</td><td>Protegge i tubi PE50 - Tagliati a misura</td></tr><tr><td>Connettore 22 G</td><td>Instech</td><td>SP22/12</td><td></td></tr><tr><td>Yutaoz Pistola per colla adesiva professionale Hot Melt</td><td>Yutaoz</td><td></td><td>Utilizzare l'impostazione a bassa temperatura (100 &deg; C) - Qualsiasi pistola per colla a caldo con un intervallo di temperatura regolabile funzionerà</td></tr><tr><td>Surebonder DT-2010 stick di colla per tutti gli usi</td><td>Surebonder</td><td></td><td>Qualsiasi colla a caldo per tutti gli usi funzionerà</td></tr><tr><td>Dumont #5 micropinze curve</td><td>World Precision Instruments</td><td>500232</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 micropinze curve</td><td>World Precision Instruments</td><td>14188</td><td></td></tr><tr><td>Mini forbici da dissezione - dritte</td><td>World Precision Instruments</td><td>503240</td><td></td></tr><tr><td>Micro pinza per zanzare (12,5 cm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500451</td><td></td></tr><tr><td>Forbici da dissezione - diritte</td><td>World Precision Instruments</td><td>14393</td><td></td></tr><tr><td>Porta aghi Castroviejo</td> World <td>Precision Instruments</td><td>503258</td><td></td></tr><tr><td>isoflurano, USP</td><td>Phoenix</td><td></td><td>2%, portata 1 L/min</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td></td><td></td><td>0,05 mg/kg</td></tr><tr><td>0,9% Cloruro di sodio Irrigazione, USP</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Ethilon monofilamento nero, sutura non assorbibile</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Legame vescicale</td></tr><tr><td>6-0 Vicryl viola intrecciato, sutura assorbibile</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Sutura muscolare, in esecuzione</td></tr><tr><td>6-0 Prolene monofilamento blu, sutura non assorbibile</td><td>Ethicon</td><td></td><td>Sutura cutanea, materasso verticale, interrotto</td></tr><tr><td>KD Legato 210 pompa di infusione/prelievo</td><td>KD Scientific</td><td></td><td>1,5 mL/h</td></tr><tr><td>Trasduttore di pressione monouso</td><td>Digitimer</td><td>NL108T2</td><td></td></tr><tr><td>Amplificatore di pressione</td><td>Digitimer</td><td>NL108A</td><td></td></tr><tr><td>Power1401-3 interfaccia di acquisizione dati</td><td>Digitimer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spike2&nbsp;</td><td>Cambridge Electronic Design Limited</td><td></td><td>Software per la registrazione della pressione su PC</td></tr><tr><td>Microscopio operatorio chirurgico Leica MZ6 (3,2 - 20X)</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>Ingrandimento</td></tr></tbody></table>

valutazione della procedura per eseguire la cystometria sveglia in un modello di mouse

Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

La revoca della cistometria è stata utilizzata da molto tempo per valutare la funzionalità della vescica in topi liberamente spostati, tuttavia i metodi specifici utilizzati variano tra i laboratori. Lo scopo di questo studio era quello di descrivere la procedura microchirurgica impiegata per l&#39;impianto di un tubo intravesico e la tecnica sperimentale per la registrazione della pressione vescicale urinaria in un topo sveglio, in movimento libero. Inoltre, vengono presentati dati sperimentali per mostrare come la chirurgia, così come il tipo e la dimensione del tubo, influenzano la funzione del tratto urinario inferiore e la sensibilità di registrazione. L&#39;effetto del diametro del tubo sulla registrazione a pressione è stato valutato sia in tubo di polietilene e poliuretano con diversi diametri interni. Successivamente, il tubo più performante di entrambi i materiali è stato impiantato chirurgicamente nella cupola della vescica urinaria dei topi maschi C57BL / 6. La frequenza di micturition di 12 ore, durante la notte, è stata registrata in animali sani e intatti e animali 2, 3, 5 e 7 giorni dopo la chirurgia. Al raccolto, vesciche wSono stati valutati per segni di gonfiore utilizzando osservazione lorda e successivamente sono state trattate per l&#39;analisi patologica. Il più grande grado di gonfiore della vescica è stato osservato nel giorno 2 e 3, che è correlato con i dati comportamentali di annullamento che evidenziano una significativa riduzione della funzionalità della vescica. Al giorno 5, l&#39;istologia della vescica e la frequenza di annullamento erano normalizzati. Sulla base della letteratura e delle prove fornite dai nostri studi, proponiamo le seguenti fasi per la registrazione in vivo della pressione intravesica e del volume annullato in un mouse sveglio: 1) eseguire l&#39;intervento chirurgico utilizzando un microscopio operativo e strumenti microchirurgici, 2) utilizzare polietilene-10 Tubazioni per ridurre al minimo gli artefatti di movimento e 3) eseguire cistometria al giorno 5 postoperatorio, quando si risolve il gonfiore della vescica.

Non c&#39;era alcuna differenza significativa tra i materiali di tubo e i diametri nella consistenza dell&#39;ascesa di pressione e cadere all&#39;interno del sistema durante l&#39;occlusione del tubo. L&#39;impianto di tubo intravesicale post-gonfiore della parete della vescica era significativo per i materiali di polietilene (PE) e poliuretano (PU). Il giorno 2 si è sviluppata una rigonfiata gonfiore sottocutaneo. Ha occupato la metà della sezione trasversale della vescica, portando ad...

Questo studio descrive le procedure chirurgiche e le tecniche sperimentali per eseguire la cistometria sveglia in un mouse in movimento. Inoltre, fornisce prove sperimentali per sostenere la sua ottimizzazione e standardizzazione.

Valutazione della procedura per eseguire la cystometria sveglia in un modello di mouse

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among ...

L'obiettivo generale di questa procedura microchirurgica è impiantare un catetere intravesicale nella vescica urinaria e registrare la funzione del tratto urinario inferiore in un topo sveglio. Questo metodo può contribuire all'acquisizione di dati sperimentali riproducibili mediante cistometria in animali svegli e alla valutazione della funzione vescicale in modelli murini sani e malati. L'obiettivo principale di questa tecnica è fornire un metodo standardizzato, basato su dati sperimentali, per eseguire la cistometria di riempimento in un modello murino.Per preparare il tubo per l'innesto, tagliare innanzitutto un pezzo di tubo pe10 lungo sette centimetri e avanzare lentamente un'estremità verso una fiamma libera per creare un imbuto, ritirando rapidamente il tubo non appena si forma l'imbuto. Quindi utilizzare l'impostazione di bassa temperatura di una pistola per colla applicando tre gocce di colla universale a caldo a 4,5, 5 e 5,5 centimetri dall'estremità svasata del tubo. Usare le forbici per tagliare le irregolarità dalle bolle di colla.Applicare colla a caldo a un'estremità di un ago da 30 gauge, che verrà utilizzato per tappare il tubo pe10 dopo l'innesto. Successivamente, verificare l'assenza di risposta alla pressione sulle dita dei piedi e applicare un unguento sugli occhi dell'animale. Dopo aver sterilizzato la parte superiore della schiena e l'addome inferiore con alcol e betadina, praticare un'incisione di 1,5 centimetri tra le scapole e posizionare l'animale in posizione supina su un tappetino riscaldante a 37 gradi Celsius ricoperto con drappi sterili sotto un microscopio stereoscopico.Ora effettuare un'incisione cutanea mediana inferiore addominale lunga 1,5 centimetri. Successivamente, praticare un'incisione corrispondente attraverso la fascia lungo la linea alba e il muscolo per esporre la cupola e la metà superiore della vescica urinaria. Mantenendo le viscere addominali umide con soluzione fisiologica calda, ruotare l'animale sul fianco per accedere all'incisione sulla nuca.Spingere un emostatico stretto attraverso l'incisione in modo sottocutaneo per creare un canale sottocutaneo sulla schiena, proseguendo lungo il fianco dell'animale. Una volta che la punta dello strumento raggiunge la base della gabbia toracica, ruotare la punta verso la linea mediana all'interno dell'addome e continuare ad avanzare l'emostatico finché la punta non appare attraverso l'incisione addominale al di sotto del tessuto muscolare. Quando la punta dell'emostatico è all'interno dell'incisione, pizzicare la pelle sopra la spalla ed esercitare una trazione per aiutare a stabilizzare l'animale fino a quando la punta dello strumento non diventa visibile attraverso l'incisione addominale.Ora utilizzare l'emostatico per afferrare l'estremit&agrave; non svasata del tubo e ritrarre lentamente l'emostatico, estraendo l'estremit&agrave; del tubo dall'incisione nella parte posteriore del collo e posizionando l'estremit&agrave; svasata del tubo direttamente al di sopra della volta della vescica. Stabilizzare la vescica con un piccolo rotolo di tessuto senza lanugine. Posizionare un punto di sutura monofilamento 6-O non assorbibile legato in modo lento sulla sommit&agrave; della volta della vescica.Utilizzando la mano non dominante e la pinzetta microcurva Dumont numero sette, afferrare la cupola della vescica e, con un ago da 21 gauge nella mano dominante, praticare una cistotomia all'apice della cupola. Esplorare delicatamente la cistotomia con una coppia di pinzette microcurve numero cinque chiuse per assicurarsi che il catetere possa passare agevolmente attraverso l'apertura, quindi inserire l'estremità svasata del catetere pe10 nella vescica, spingendo la svasatura fino al collo della vescica in modo che non scivoli fuori durante il fissaggio. Con il legaccio monofilamento posizionato anteriormente al tubo, stringere il punto di sutura 6-O attorno alla cupola della vescica e al tubo il più in alto possibile sulla vescica per evitare una riduzione artificiale della capacità vescicale.In alternativa, posizionare una sottile sutura a punto di borsa sulla cupola della vescica, praticare una cistotomia come appena dimostrato e inserire l'estremità svasata del catetere nella puntura. Quindi annodare la sutura intorno alla cupola e al tubo, come dimostrato per la sutura piatta. In entrambi i casi, prestare attenzione a fissare il tubo senza causare lesioni estese alla parete della vescica.Se viene prelevato troppo tessuto, la capacità della vescica sarà ridotta. Se ne viene prelevato troppo poco, la connessione perderà. Per verificare la tenuta e la posizione del tubo all'interno della vescica, collegare una siringa per insulina da 0,5 millilitri dotata di un ago da 30 gauge all'estremità distale del tubo e riempire lentamente la vescica con 0,1-0,2 millilitri di cloruro di sodio 0,9% fino a quando non appare una goccia all'orifizio uretrale.Se la sigillatura &egrave; incompleta, avvolgere i lembi del filo intorno alla vescica e annodare nuovamente. Quindi svuotare la vescica mediante aspirazione. Se non si verificano perdite nella cupola, stabilizzare la vescica con una coppia di pinze microcurve ed estrarre delicatamente il tubo fino a quando la flangia risulti appoggiata contro l'interno della cupola della vescica.Ripetere il test di tenuta utilizzando il metodo precedentemente descritto. Tagliare le estremità del filo di sutura, rimuovere il rullo di tessuto e riposizionare la vescica nella sua normale sede. Quindi utilizzare un punto continuo di sutura 6-O per chiudere la parete addominale in due strati.E delicatamente ruotare l'animale sulla sua pancia. Inserire la parte sottocutanea dell'ancora metallica nell'incisione intrascapolare e utilizzare un monofilamento 6-O per fissare il tubo e l'ancora con una sutura a punto materasso verticale. Verificare che una bolla di colla sia presente al di sopra e al di sotto della cute per impedire che il tubo si stacchi, quindi tagliare il tubo a circa due centimetri sopra la superficie cutanea.Quindi inserire delicatamente un tappo da 30 gauge all'estremità del tubo per impedire la fuoriuscita di urina. Prima di effettuare la lettura, utilizzare un tubo PE50 per collegare la pompa di infusione, il trasduttore di pressione e il raccordo girevole da 22 gauge. Successivamente, posizionare l'animale sperimentale anestetizzato in posizione prona e rimuovere il tappo da 30 gauge.Collegare il cavo all'ancora, inserire il catetere vescicale nell'estremità del pe50 e utilizzare colla a caldo per creare una sigillatura impermeabile. Posizionare il topo sul pavimento di rete e iniziare la registrazione.Quindi, quando l'animale si riprende dall'anestesia e la pressione vescicale si stabilizza, iniziare a infondere cloruro di sodio allo 0,9% a un flusso di 0,6 millilitri all'ora. Tipicamente, al secondo giorno dopo l'inserimento del catetere, si sviluppa un grave edema sottomucoso che occupa metà della sezione trasversale della vescica, causando un'occlusione della cavità. Al quinto giorno l'edema si risolve completamente, lasciando le aree sottomucose infiltrate da cellule infiammatorie che hanno parzialmente invaso la muscolaris.La maggiore entità del gonfiore tissutale osservata nei giorni due e tre correla con la corrispondente eliminazione comportamentale, con gli animali che mostrano una funzione vescicale significativamente compromessa in questi momenti temporali. Come previsto dai dati istologici, la frequenza di minzione si normalizza entro il quinto giorno postoperatorio. La pressione intravesicale in un animale sveglio e libero di muoversi, con artefatti da movimento minimi, è caratterizzata da una pressione di base di 10-15 centimetri di acqua, che può rimanere invariata o aumentare gradualmente di non più di 10 centimetri di acqua durante il ciclo di riempimento.Seguita da un brusco aumento e successiva diminuzione della pressione di tipo impulsivo durante la minzione. Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere completata in 30 minuti se eseguita correttamente. Nel tentativo di eseguire questa procedura, è importante ricordare di minimizzare i danni alla vescica per preservare la fisiologia del tessuto.Seguendo questa procedura, è possibile eseguire altri metodi, come la cistometria con riempimento a ciclo singolo, per rispondere ad ulteriori domande sulla capacità funzionale della vescica. Dopo aver visto questo video, si dovrebbe avere una buona comprensione di come impiantare microchirurgicamente un tubo nella vescica urinaria e di come utilizzare la cistometria con riempimento in animali svegli per valutare la funzione del tratto urinario inferiore nei topi.

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