Name: 動脈組織工学におけるエラストマーのPGSの足場 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-08T11:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 35 s
Description: 学ぶ動脈組織工学における多孔性管状足場の作製法。生分解性エラストマーと塩粒子溶出法を用い、脈動流バイオリアクターで血管平滑筋細胞を培養し、多層化した組織を構築する技術を解説します。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

著者は、PGSの合成、バイオリアクターのセットアップ、博士のための洞察力に富んだ議論のためのピータークラポのための博士ジンガオに感謝。ヒヒ頚動脈をexplantingためのモハメドEzzelarabと魏呉。この研究は国立衛生研究所（R01 HL089658）からの助成金によって支えられて。

1。管状足場製作<ol><li>足場のための鋳型として、ガラス管（小さな部品、ミラマー、フロリダ州の長さ= 70 mmの外径は= 9.0ミリメートル、肉厚= 1.0 mm）を準備する。 </li><li>脱イオン水10mlにHAの100 mgを溶解して1.0重量/容量％ヒアルロン酸（HA）（Sigma - Aldrich社、セントルイス、MO）を準備する。溶液中に気泡がなくなるまで、一晩ローテータを使用して混ぜる。 </li><li>ガラス管の上部に1.0％のHAソリューションを注ぐ。それは金型の内壁に沿ってゆっくりと流れてみましょう。解決策は、ローテータを用いて金型の底に達したときにチューブを介して反転し、金型の内壁を均等にソリューションにより被覆されるまで、この手順を繰り返します。 </li><li>塗布後、24時間、37℃の真空オーブンCにすべてのガラスチューブを乾燥させる</li><li>グラインドとポロゲンとして使用するふるい塩粒子（サイズ= 25〜32ミクロン）。 </li><li>前述の8記載のガラスチューブ（1.0％HAソリューションの内側でコーティングされた）、マンドレル（ステンレス鋼は、PTFEチューブで包まれて）、熱収縮（HS）スリーブ、及びPTFEリングを組み立てます。 </li><li>シリコンゴム製の漏斗を通してスパチュラを用いてガラスモールドに所望の大きさの塩の粒子を追加。塩粒子の均一な分布を確保するために穏やかに金型をタップします。ヘラの側面を使用して鋳型の上部に過剰な塩分の粒子を削り取る。 </li><li>塩パックのモールドを転送する前に30分間ハイブリダイゼーションインキュベーターに入れます。ハイブリダイゼーションインキュベーターの電源をオフにし、塩の融合のためのハイブリダイゼーションインキュベーターに塩詰められた金型を置きます。 </li><li>ハイブリダイゼーションインキュベーターから金型を外し、37℃の真空オーブンにそれらを乾燥℃で24時間</li><li>真空オーブンから塩パックの金型を取り外し、それらを、室温で冷ましてください。 PTFEリングを押しながらそれを押し下げることによってステンレス鋼のマンドレルを削除します。マンドレルは、金型にきつすぎる場合、それを引き出すためにニードルペンチを使用してください。モールドの底部からPTFEリングを取り外します。 </li><li> ℃で5分間HSのスリーブを収縮さ120でオーブンに型を置きます。 HSのスリーブを圧縮されているか確認してください。塩いっぱいの金型からHSのスリーブを取り外し、それらを、室温で冷ましてください。実際に使用されるまでデシケーター中に金型を保管してください。 </li><li> 20重量/容量％溶液を形成するためにテトラヒドロフラン15ml（THF）（Sigma - Aldrich社、セントルイス、MO）にPGSの3gを溶解してPGS溶液を調製します。 </li><li>ヒュームフード内でspoidを使用して、それをドロップして塩、パックされた金型の内腔にPGSソリューションを追加。 45 °約ガラスモールドに傾くと徐々に金型を回転させると内側の内腔にPGSソリューションをドロップします。 PGSのソリューションは、金型の壁面に沿って流下するかどうかを確認します。ドライスポットが観察されている場合は、より多くのソリューションを追加します。 </li><li> PGSのソリューションを追加した後、THFを蒸発させるための少なくとも30分間ヒュームフード内で金型を置きます。 </li><li> 100ミリトル、150℃で硬化PGSために予め定められた硬化時間の真空オーブン（例：24 / 36 / 48時間）に金を入れてください。 </li><li>硬化後、型を取り出し、冷却するため室温に置いてください。ゆっくりと垂直位置で脱イオン水にそれぞれの金型をつけます。気泡が足場を引き裂く原因となる可能性があるため、水の高速にそれらを浸してはいけません。 </li><li>慎重に水浴に金型を転送し、簡単にHAを溶解するためにシリコンチューブを使用して1時間の角度で配置してください。 HAは、金型から溶解されているか確認。はHAが金型から放出されていない場合は、金型からそれを解放するためにスパチュラを用いてゆっくりと足場の一端を押してください。足場のもう一方の端でこの手順を繰り返し、水浴でゆっくり前後に金型を振る。足場が金型内に移動されているか確認。 </li><li>慎重に攪拌機を持つ別の水浴に足場を移す。足場を割る可能性がしっかりと足場を、つかむしないでください。塩粒子を浸出する水を変更することで、少なくとも3日間の水浴中で足場を置きます。 </li><li>塩粒子から浸出した後、脱イオン水で満たされた15 ml遠心チューブにそれぞれの足場を転送するとフリーズして1時間ドライアイスボックスの中に置いてください。凍結乾燥機（すべてのチューブのタクシーが開かれている必要があります）に遠心管を入れて、2日間、それらを凍結乾燥。 </li><li>実際に使用されるまで前デシケーター中にすべての足場を置く。 </li></ol> 2。細胞播種のための足場の準備<ol><li>デシケーターから足場を取り出し、長さの25〜30ミリメートルとして、それらをカット。 </li><li> twoシリコーンゴム栓（直径= 20 mmの壁の厚さ= 6.35ミリメートル、中央の穴の直径= 3 mm）を準備し、2枚のPTFEのチューブを（外径= 3.97ミリメートル、内径= 2.38ミリメートル、肉厚= 0.79 mm、長さ=接続各栓の中央の穴を通して60ミリメートルと40ミリメートル）。 </li><li>長さ1.5 mmとHSのリングをカットし、足場の一端の上にそれを置く。できるだけ小さな重なり部分として足場の一端に1つのPTFEチューブ（接続されているシリコーンゴム栓）を押してください。 </li><li> ℃で10分間HSリングを縮小するために120℃オーブンに足場とPTFEチューブを置く。 HSのリングを縮めて、足場がしっかりとPTFEのチューブに接続されているか確認してください。 </li><li>足場とPTFEチューブを取り出し、冷却するため室温に置いてください。バイオリアクターチャンバーとしてポリカーボネートの管（外径= 15.5ミリメートル、内径= 9 mm、長さ= 50 mm）に足場- PTFEチューブアセンブリを置きます。 </li><li>ステップ2.3）と2.4）のように足場にPTFEチューブの他端を接続します。 </li><li>ポリカーボネートの管の両端に彼らの内面を添付するには、2つのシリコーンゴムのストッパーを調整します。 2つのアルミニウム合金板（;幅= 20 mm、長さ= 70 mm、厚さ= 6.35ミリメートル上部と下部）にシリコーンゴム栓の両方の外側面に取り付けます。プレートの側面の穴に2つのネジ棒を入れて、プレート上に親指のナットのネジを締めてプレートにポリカーボネートの管を（足場の内側に含まれる）を修正。 </li><li>各足場のseedable長さ（二HSリング間の長さ）を測定し、細胞播種のための各足場の内面の面積（πX内径X seedable長さ）を計算する。 </li><li>包むバイオリアクターチャンバーのアルミ箔付きユニットと℃で30分間120℃でオートクレーブして、それを滅菌する。 30分間120℃でオートクレーブしてバイオリアクターの各部分を（メディアタンク、ポンプチューブ、ガス交換、マニホールド、およびニードル弁）滅菌し、細胞培養フードの内部にそれらを組み立てる。 </li><li>事前に扱い、perfusionsのシリーズ（70、50、および25％エタノールで1時間、生理食塩水（PBSリン酸緩衝で足場を洗い流し、使用して24時間Mediatech、ハーンドン、バ​​ージニア州）2のH​​、およびSMC培地流回路で1.0 ml /分で、蠕動ポンプ。 </li></ol> 3。細胞播種と文化<ol><li>若年男性のヒヒ（パピオアヌビス）の頸動脈からの主な動脈平滑筋細胞（平滑筋細胞）分離して継代し、以前に9に記載のように播種前に、2次元（2D）文化の中でそれらを特徴づける。 </li><li>ウシ胎児血清（ロンザ、ウォーカー、MD）、1％L -グルタミン（Mediatech）、50μg/ mlのアスコルビン酸（フィッシャーサイエンティフィック、フェアローン、10％MCDB 131培地（Mediatech、ハーンドン、バ​​ージニア州）を用いて平滑筋細胞を拡大するNJ）、および抗生物質 - 抗真菌剤溶液（10,000 IU / mlのペニシリン、10,000μg/ mlのストレプトマイシン、および25μg/ mlのアンホテリシンB、Mediatech）。 </li><li>バイオリアクター内の流れの回路から各バイオリアクターチャンバーを切り離します。 （入口）反管腔側および管腔（コンセント）フローの両方を切断後の足場の内腔に5mlの注射器で、懸濁液を注入することにより、2 × 10 6細胞/ cm 2の密度と足場にシードの平滑筋細胞（継代4-6）。 </li><li> 37℃でハイブリダイゼーションインキュベーターにすべてのバイオリアクターチャンバーを入れ、細胞が均一に足場に広がるようにする4時間の2回転でそれらを回転させる。 </li><li>フード内でバイオリアクターの回路を流れるようにそれらを再接続ブリダイゼーションインキュベーターからバイオリアクターチャンバーを取り出します。細胞培養インキュベーター中にすべてのバイオリアクターシステムを転送します。 </li><li>ペリスタルティックポンプとタンクの負荷新鮮な培養液の軟骨にポンプチューブ（内径= 1.6 mm）を接続します。唯一の内腔の流れに続いて15分間1.0 ml /分でスルー壁の血流を（反管腔側に内腔）を起動します。 </li><li>それぞれ、一日1〜14.2ミリリットル/分（15.3ダイン/ cm 2）と21日目に120 mmHgの上の20 mmHgの1.0 ml /分（1.1ダイン/ cm 2内腔のせん断応力）から徐々に流量と圧力を上げます。 4日目でポンプチューブ（内径= 3.2 mm）と培地毎週一回に変更します。 </li></ol> 4。組織の収穫と分析のための試料調製<ol><li> 21日間培養後、培地タンクのポンプとクランプ管（入口と出口を）停止する。フードにペリスタルティックポンプと搬送バイオリアクターシステムの軟骨からポンプチューブを切り離します。 </li><li>各バイオリアクターチャンバーの入口および出口のチューブをクランプし、フローループから切り離す。インレットチューブを開いて、ポリカーボネートの管の内部に培地を収集するアウトレットチューブでシャーレを準備。ゆっくりアウトレットチューブを開き、チャンバーから培地を取り除く。 </li><li>チャンバーから反管腔側ゲージの針および管腔シリコンチューブを外し、ネジを放出することによってアルミ板を切り離します。ポリカーボネートの管を外し、PTFEチューブから組織の構造の一端を外してください。 </li><li> 10mlのPBSで満たされたシャーレを準備し、PTFEチューブから構成体のもう一方の端を切り離します。 PBSに構築し、三回すすぎ置く。 </li><li>長さ5 mmのようなカミソリの刃を持つ構造をカット。 -80生化学的アッセイのための° Cのフリーザーでそれをフリーズまたは組織- Tek社最適な切削温度の化合物（サクラファインテック（株）、トーランス、カリフォルニア州への機械的なテストまたはスナップ凍結のために新鮮な培地5 mlを充填した15 ml遠心チューブに移す）のための組織学/ immunofluorescence染色。 </li></ol> 5。代表的な結果： 管状PGSの足場は、塩の溶融法（図1A）で生分解性エラストマーを用いて作製した。各バイオリアクターチャンバーには、内腔および反管腔側両方のフローでの足場を提供し、メインフローのループ（図1B）とは別のユニットとして切り離すことができる。バイオリアクターシステムは、フローだけでなく、圧力（ 図1C＆D）を制御し、監視することにより、一度に培養するための4つの足場を設計されました。 バイオリアクターの培養の概略を図に示した。 2。平滑筋細胞を播種した後、各バイオリアクターチャンバーは37で回転させた° C足場の内腔に均一に細胞を分散するために4時間。とし、拍動流が徐々に増加する流量（ 図2A）と圧力（ 図2B）と14日目までの足場に適用した。 14日後は、流量と圧力は、文化の終わり（21日目）まで一定に保った。 PGS足場の表面形態を走査電子顕微鏡（SEM）により調べた。走査型電子顕微鏡写真は、足場が一貫性のある壁が（539 ± 18μm）を厚さがあったことを示した（ 図3A）とランダムに腔表面（ 図3B）をマクロとミクロの孔を配布。足場の形態学的パラメータはmicrocomputed断層撮影（マイクロCT）およびイメージング解析から測定した。平均細孔径は23.3 ± 3.9μmであり、細孔の相互接続性は99.4である± 0.62パーセント、すべての毛穴が完全に足場で相互接続されることを意味です。エタノールの変位で測定した気孔率は75.6 ± 2.7％です。 PGSコンストラクトの細胞形態をSEM（ 図4）によって調べた。多層平滑筋細胞は完全に管腔の表面をカバーし、彼らは流れ方向に垂直に配向した。これらの結果は、拍動流のバイオリアクターからの機械的な空調が足場でSMCの向きをサポートしていることを示している。 細胞外マトリックス（ECM）と弾性線維の存在は、H＆E染色とエラスチンの自己蛍光（図5）により調べた。 H＆E染色は、細胞とECMタンパク質が完全に構築PGSの内腔を覆っていたことを示した。エラスチン自家蛍光はまた、構造の管腔表面に周方向に組織化弾性繊維を示した。 PGS構造のECMタンパク質の産生は、生化学的アッセイから測定した。不溶性エラスチンとコラーゲンの内容はそれぞれ、20.2 ± 9.1組織のμgの/ mg及び6.3 ±組織の1.9μgの/ミリグラムだった。 <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig1.jpg" alt="図1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図1"> 図1。足場製作とバイオリアクターシステム。管状足場製作の（A）の回路図。 （B）バイオリアクターチャンバー。足場は、PTFEのチューブに接続してポリカーボネートチューブに入れ、シリコーンゴム栓及びアルミ合金板で固定した。 （ゲージの針で）内腔（シリコンチューブによる）と反管腔側フロー：各チャンバーは2つの流路を持っています。インキュベーター内に配置された（C）バイオリアクターシステム。それはメディアタンク、蠕動ポンプモジュール、ガス交換、圧力トランスデューサ、二つの多様体（上部と下部）、及びニードル弁が含まれています。 （D）バイオリアクターシステムは、インキュベーターの外に配置。それは、圧力モニター、流量制御ユニット、データ収集システム、およびコンピュータが含まれています。 <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig2.jpg" alt="図2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図2"> 図2バイオリアクターの培養の模式図。 （A）文化プロトコル。 （B）の各時点（1日目、4、7、および14）で圧力プロファイルを適用。 <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig3.jpg" alt="図3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図3"> 図3。PGS足場の表面形態。 （A）断面図。 （B）ルーメン。 <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig4.jpg" alt="図4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図4"> 図4。PGSの細胞形態を構築する。 （A）ルーメン。 45 °カットの（B）断面図。両方の図中の矢印は流れの方向を表しています。 <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig5.jpg" alt="図5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="図5"> 図5組織学とPGSのエラスチン自家蛍光が構築。 （A）H＆E染色。 （B）対応するエラスチンの自家蛍光。 L：ルーメン。倍率：40X。スケールバー：50μmである。

<ol><li>The American Heart Association Statistics Committee Stroke Statistics Subcommittee. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((American+Heart+Association%3A+Heart+disease+and+stroke+statistics-2009+update%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">American Heart Association: Heart disease and stroke statistics-2009 update.</a> Circulation. 119, 480-486 (2009).</li>
<li>Isenberg, B. C., Williams, C., Tranquillo, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small-diameter+artificial+arteries+engineered+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Small-diameter artificial arteries engineered in vitro.</a> Circ Res. 98, 25-35 (2006).</li>
<li>Conte, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ideal+small+arterial+substitute%3A+a+search+for+the+Holy+Grail%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">The ideal small arterial substitute: a search for the Holy Grail.</a> FASEB J. 12, 43-45 (1998).</li>
<li>Wang, X., Lin, P., Yao, Q., Chen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+small-diameter+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Development of small-diameter vascular grafts.</a> World J Surg. 31, 682-689 (2007).</li>
<li>L'Heureux, N., Paquet, S., Labbe, R., Germain, L., Auger, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+completely+biological+tissue-engineered+human+blood+vessel%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">A completely biological tissue-engineered human blood vessel.</a> FASEB J. 12, 47-56 (1998).</li>
<li>Niklason, L. E., Gao, J., Abbott, W. M., Hirschi, K. K., Houser, S., Marini, R., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+arteries+grown+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Functional arteries grown in vitro.</a> Science. 284, 489-493 (1999).</li>
<li>Wang, Y., Ameer, G. A., Sheppard, B. J., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+tough+biodegradable+elastomer%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">A tough biodegradable elastomer.</a> Nat Biotechnol. 20, 602-606 (2002).</li>
<li>Crapo, P. M., Gao, J., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seamless+tubular+poly%28glycerol+sebacate%29+scaffolds%3A+high-yield+fabrication+and+potential+applications%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+A%22%5BJournal%5D)">Seamless tubular poly(glycerol sebacate) scaffolds: high-yield fabrication and potential applications.</a> J Biomed Mater Res A. 86, 354-363 (2008).</li>
<li>Gao, J., Ensley, A. E., Nerem, R. M., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Poly%28glycerol+sebacate%29+supports+the+proliferation+and+phenotypic+protein+expression+of+primary+baboon+vascular+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+A%22%5BJournal%5D)">Poly(glycerol sebacate) supports the proliferation and phenotypic protein expression of primary baboon vascular cells.</a> J Biomed Mater Res A. 83, 1070-1075 (2007).</li>
<li>Murphy, W. L., Dennis, R. G., Kileny, J. L., Mooney, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Salt+fusion%3A+an+approach+to+improve+pore+interconnectivity+within+tissue+engineering+scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Salt fusion: an approach to improve pore interconnectivity within tissue engineering scaffolds.</a> Tissue Eng. 8, 43-52 (2002).</li>
<li>Gao, J., Crapo, P. M., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macroporous+elastomeric+scaffolds+with+extensive+micropores+for+soft+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Macroporous elastomeric scaffolds with extensive micropores for soft tissue engineering.</a> Tissue Eng. 12, 917-925 (2006).</li>
<li>Wilson, E., Mai, Q., Sudhir, K., Weiss, R. H., Ives, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+strain+induces+growth+of+vascular+smooth+muscle+cells+via+autocrine+action+of+PDGF%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Mechanical strain induces growth of vascular smooth muscle cells via autocrine action of PDGF.</a> J Cell Biol. 123, 741-747 (1993).</li>
<li>Leung, D. Y., Glagov, S., Mathews, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclic+stretching+stimulates+synthesis+of+matrix+components+by+arterial+smooth+muscle+cells+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Cyclic stretching stimulates synthesis of matrix components by arterial smooth muscle cells in vitro.</a> Science. 191, 475-477 (1976).</li>
<li>Kim, B. S., Nikolovski, J., Bonadio, J., Mooney, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclic+mechanical+strain+regulates+the+development+of+engineered+smooth+muscle+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Cyclic mechanical strain regulates the development of engineered smooth muscle tissue.</a> Nat Biotechnol. 17, 979-983 (1999).</li>
<li>Yang, J., Motlagh, D., Webb, A. R., Ameer, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+biphasic+elastomeric+scaffold+for+small-diameter+blood+vessel+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Novel biphasic elastomeric scaffold for small-diameter blood vessel tissue engineering.</a> Tissue Eng. 11, 1876-1886 (2005).</li>
<li>Stankus, J. J., Soletti, L., Fujimoto, K., Hong, Y., Vorp, D. A., Wagner, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+cell+microintegrated+blood+vessel+constructs+through+electrohydrodynamic+atomization%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Fabrication of cell microintegrated blood vessel constructs through electrohydrodynamic atomization.</a> Biomaterials. 28, 2738-2746 (2007).</li>
<li>Nieponice, A., Soletti, L., Guan, J., Deasy, B. M., Huard, J., Wagner, W. R., Vorp, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+tissue-engineered+vascular+graft+combining+a+biodegradable+scaffold%2C+muscle-derived+stem+cells+and+a+rotational+vacuum+seeding+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Development of a tissue-engineered vascular graft combining a biodegradable scaffold, muscle-derived stem cells and a rotational vacuum seeding technique.</a> Biomaterials. 29, 825-833 (2008).</li>
</ol>

利害の衝突は宣言されません。

ここで説明する生分解性エラストマーを使用して製造技術はいくつかの機能を備えています。 （1）我々は、離型剤としてヒアルロン酸（HA）を使用。 HAは水溶性なので、足場は簡単に水の中への浸漬した後、ガラスモールドからリリースされました。ソリューションの低濃度（&lt;0.5重量/容量％）は粘性がないと我々はガラス管の上にそれを注ぐときにダウンするため、高速に流れるので、この報告書では、我々はHAソリューションの1.0重量/容量％を使用。解決策は、チューブの底を下に飛び、このステップを繰り返すと、コートのHAソリューションに一様に、我々は、ガラス管を介して反転。このHAコーティングは、最終的な足場を解放するための私達の製造手順が重要です。 （2）我々は、ガラス管に塩を保持するために熱収縮（HS）スリーブを使用していました。塩が密にガラス管とHSのスリーブの内壁との間の空間に充填されているので、HSスリーブがチューブの底部にマンドレルとPTFEリングを削除した後に塩を保持。我々は、℃で5分間120℃オーブンに型を置くことによって容易にHSのスリーブを削除して、管状塩のテンプレートを得ることができる。 （3）我々は塩溶融法を使用。それはよく塩溶融法は、核融合の時間10を変化させて細孔の相互接続性および機械的特性を改善できることが知られている。我々はPGSを使用するので、微細孔がおそらく我々は以前に11を説明するように硬化PGS中に形成されるグリセリンの水蒸気によって生成された一方さらに、、マクロ細孔は、浸出プロセス中に塩の粒子によって製造された。したがって、この方法では、塩の粒子だけでなく、条件を硬化PGSを変更することでさまざまなマクロとミクロ構造と多孔質管状の足場を製作する可能性を秘めています。 バイオリアクターからの機械的な空調は、拍動流の血流を提供しています（最大流量を意味する= 14 ml /分、最大せん断応力= 15.3ダイン/ cm 2、周波数= 0.5〜1.7 Hz）とにつながったPGS足場、と生理的に関連する圧力SMCの成長と方向（ 図4）。これらの結果は、以前の研究では、この周波数でその周期的なストレッチを報告と一致しており、せん断応力は、SMCの増殖12、およびECMタンパク質の生産13,14を増加させる。 SMCの成長と方向に加えて、PGSは、バイオリアクター内で3週間の文化の中で特に円周方向に編成弾性繊維（ 図5）、サポートされているECMタンパク質の生産を構築する。は弾性繊維は、これらの構文で検出されなかった一方、小径動脈の構造としてエラストマー足場を使用していくつかの研究では、ネイティブ動脈15、スピナーフラスコ16,17を使用して準拠した足場の急速なSMCの統合に匹敵する機械的強度と破裂圧力を示している。我々の結果は、バイオリアクターからの周期的な半径方向の膨張は、可能性エラスチンの合成と組織に貢献PGS足場、の平滑筋細胞に、より効果的に機械的なシグナル伝達を改善することをお勧めします。 血管平滑筋細胞は我々のアプローチ、静止内皮でのECMタンパク質を生産し、臨床的に成功した小口径動脈の構造を開発するために必要な機械的強度を向上させる細胞のみであったため。我々は、内皮細胞が私たちの培養条件と機械的なコンディショニング9歳コンフルエントな単層およびサポートされている表現型のタンパク質の発現を生成した平滑筋細胞と共培養したと報告している。したがって、ここで説明する我々のアプローチに基づいて、共培養の実験条件の変更は、堅牢な結果構文の機能を改善し、nonthrombogenic生成するために次のステップになる、と動脈準拠のネイティブ動脈に似て構築する。

<table border="1"><tbody><tr><th>試薬の名前</th><th>会社</th><th>カタログ番号</th></tr><tr><td>ヒアルロン酸のナトリウム塩</td><td>シグマアルドリッチ</td><td> H7630 </td></tr><tr><td>テトラヒドロフラン</td><td>シグマアルドリッチ</td><td> 401757 </td></tr><tr><td> MCDB 131 </td><td> Mediatech </td><td> 15から100 - CV </td></tr><tr><td>ウシ胎仔血清</td><td>ロンザ</td><td> BW14 - 502F </td></tr><tr><td> L -グルタミン</td><td> Mediatech </td><td> 25から005 - CV </td></tr><tr><td>アスコルビン酸</td><td>フィッシャーサイエンティフィック</td><td> A62 - 500 </td></tr><tr><td>抗生物質、抗真菌ソリューション</td><td> Mediatech </td><td> 30から004 - CI </td></tr><tr><td>リン酸緩衝生理食塩水（PBS） </td><td> Mediatech </td><td> 21から031 - CV </td></tr><tr><td>組織- Tek社最適な切削温度の化合物、4583 </td><td>サクラファインテック</td><td> 25608-930 </td></tr></tbody></table>

動脈組織工学におけるエラストマーのpgsの足場

Elastomeric PGS Scaffolds in Arterial Tissue Engineering

心血管疾患は、米国における死亡の主要原因の一つであり、特に、冠動脈疾患は、人口の高齢化や増加する肥満1増加する。現在、自家血管、同種移植片、および合成グラフトを使用してバイパス手術一般的に動脈代替2に使用するとして知られています。しかし、これらの移植片は動脈の内径が低い可用性、血栓性合併症、コンプライアンスの不整合、および後期内膜過形成3,4による6 mmより小さい場合の用途は限られています。これらの制限を克服するために、組織工学が正常にnonthrombogenic、堅牢、そして準拠している小口径動脈の構造を開発するための有望な代替手段として適用されている。いくつかの先行研究では、トライラメラ構造を持つ小口径動脈の構造、ネイティブ動脈5,6に匹敵する優れた機械的特性および破裂圧力を開発しました。高い引張強度と剛性材料または細胞シート足場からのコラーゲン産生を増加させることにより破壊圧力は、これらの構造はまだ移植後グラフト不全を引き起こすことが大きな問題である低エラスチンの生産とコンプライアンスを、有していた。これらの問題を考慮して、機械的なコンディショニングを組み合わせたelastometric生体材料は弾力性を提供し、細胞外マトリックスの産生を増加させ、細胞の向きをサポートする血管細胞、により効率的に機械的なシグナルを実施するという仮説を立てた。 このレポートの目的は、多孔質管状の足場の製造技術と動脈組織工学への適用のための動的な機械的な空調を導入することである。我々は、塩の溶融法で多孔質管状の足場を製造する生分解性エラストマー、ポリ（グリセロールのセバシン酸）（PGS）7を使用していました 。成人原発ヒヒ平滑筋細胞（平滑筋細胞）が3週間のための私達の設計された拍動流のバイオリアクターで培養足場の内腔に播種した。 PGSの足場は、一貫性のある厚さを有し、ランダムに分布し、マクロとミクロの孔。 SMCの向きと足場の強化されたECMの産生をサポートしている拍動流のバイオリアクターからの機械的な調整。これらの結果は、エラストマーの足場とバイオリアクターの文化の機械的な調整が動脈組織工学のための有望な方法であることを示唆している。

拍動流のバイオリアクターで培養した血管平滑筋細胞とエラストマーPGSの足場は比較的短い培養期間でネイティブECM生産との有望な小口径動脈の構造につながる可能性があります。

動脈組織工学におけるエラストマーのPGSの足場

心血管疾患は米国における主要な死因の一つであり、特に冠動脈疾患は人口の高齢化に伴い増加しています。そして...

このビデオでは、動脈組織工学のために多孔性管状スキャホールドを作製し、動的な機械的刺激を加える方法について説明します。まず、生分解性エラストマーと溶融融合法を用いてスキャホールドを作製します。その後、細胞播種のための準備を行い、バイオリアクターシステムに組み込みます。バイオリアクター内で、血管平滑筋細胞をスキャホールドに播種し、培養します。数週間後、組織を回収し、走査電子顕微鏡観察、H&amp;E染色、およびエラスチンの自己蛍光を用いて解析します。得られた平滑筋は、多層構造であり、かつ垂直方向に配向しています。粒子ブリーチングのようなこの手法の主な利点は、ガラス型を用いてヒアルロン酸から多孔質管状足場を作製できることです。型を除去すると、足場が完成します。まず、ガラス管を用いて足場型を準備します。管をホルダーに固定し、前日に調製したヒアルロン酸溶液を管の中に注入します。ヒアルロン酸が内壁に沿ってゆっくりと流れ落ちます。溶液がモールドの底に到達したら、モールドを反転させます。モールドの内壁が溶液で均一にコーティングされるまで、この手順を繰り返します。コーティング後、準備したすべてのガラス型を真空オーブンにて37 °Cで24時間乾燥させます。通常、ガラス型の乾燥中に4つの型を同時に準備します。塩粒子の注ぎ込み準備として、SVE塩粒子を25〜32 µmまで粉砕します。翌日、準備したガラス製モールドマンドレル、PTFEチューブ、熱収縮スリーブ、およびPTFEリングを組み立てます。まず、65 mmの長さに切ったPTFEチューブにマンドレルを挿入し、120 °Cで5分間加熱します。PTFEを収縮させるため、待機している間にハイブリダイゼーションインキュベーターを37 °Cで少なくとも30分間予熱しておきます。チューブでマンドレルを覆ったら、熱収縮スリーブをマンドレルに押し込み、自由に動くようにします。次に、マンドレルをガラス型の中に入れ、マンドレルの底にA-P-T-F-Eリングを取り付けます。PTFEリングがガラス型の底にぴったりとフィットしていることを確認してください。次に、スパチュラとシリコンゴム製漏斗を使用して、塩粒子粥をガラス型に加えます。その後、粒子が均一に分散するようにスパチュラで型を軽く叩き、余分な塩を削り取ります。ここで加温インキュベーターの電源を切り、速やかに塩を充填した型を入れます。その後30分かけて塩が融着し、その後、真空オーブンにて37 °Cで24時間、型を乾燥させます。冷却後、翌日にPTFEリングを固定しながら押し出すことで、金型からステンレス製マンドレルを取り出します。必要に応じて、ラジオペンチを使用してください。その後、金型の底部からPTFEリングを取り除きます。次に、型を加熱してスリーブを収縮させ、収縮したスリーブを型から取り出します。型は次に使用するまで冷却し、フード内のデシケーターで保管してください。スポイトを用いてガラス型を45度に傾け、型をゆっくりと回転させながら内腔にPGS溶液を滴下します。PGS溶液がモールドの壁面に沿って流れ落ちているかを確認します。乾燥した箇所がある場合は、PGSを追加してください。その後、ドラフト内で少なくとも30分間、THFを揮発させます。THFが完全に揮発したら、真空オーブンでモールドをキュアします。1日間硬化させた後、型を室温まで冷却し、24 °Cの脱イオン水にゆっくりと垂直に浸します。急激に傾けると気泡が発生し、スキャフォールドが破れる原因となります。型を慎重にウォーターバスに移してください。シリコンチューブを使用して斜めに配置し、ヒアルロン酸を1時間かけて溶解させます。1時間後になってもヒアルロン酸が型から離れない場合は、型を浸したまま、スパチュラを用いてヒアルロン酸を両端からゆっくりと押し出し、その後、型をゆっくりと振ってください。次に、ガラス型の中でスキャフォールドが移動していないかを確認し、移動している場合は、ピンセットでスキャフォールドをゆっくりと引き出して型から取り出します。次に、繊細なスキャフォールドを脱イオン水バスに慎重に移し、緩やかに攪拌して塩粒子を浸出させます。この工程には少なくとも3日かかり、水は毎日交換する必要があります。塩がすべて浸出された後、各スキャフォールドを脱イオン水で満たした15 milliliter遠心チューブに移し、ドライアイスボックスで1時間凍結させます。凍結した遠心チューブのキャップを開けた状態で、凍結乾燥機に3日間設置します。凍結乾燥後、スキャフォールドを使用するまでデシケーター内で保存します。まず、スキャフォールドを25〜30 mmの長さに切断します。次に、各ストッパーの中央の穴にPTFEチューブを通し、2つのシリコンゴムストッパーを準備します。次に、熱収縮チューブを1.5 mmの長さに切り、スキャフォールドの一端にスライドさせます。ストッパーに接続されたPTFEチューブを、熱収縮チューブの下に入り込む程度のわずかな重なりを持たせてスキャフォールドの同じ端に押し込み、スキャフォールドとチューブを強固に接続します。その後、オーブン内で熱収縮チューブを収縮させ、アセンブリを室温まで冷却させます。ここで、バイオリアクターチャンバーとして機能する50 mmのポリカーボネートチューブをスキャフォールドに被せ、シリコンゴムストッパーの内表面で固定します。前述と同様に、もう一つのPTFEチューブとストッパーをhsリングでスキャフォールドの反対端に固定し、チャンバーを完成させます。2つ目のストッパーはポリカーボネートチューブの反対端に取り付けます。次に、ストッパーの外表面を2枚のアルミニウム合金プレートに固定します。2本のネジ山付きロッドを各プレートのサイドホールに差し込み、サムスクリューでプレートを固定します。その後、スキャフォールドをバイオリアクターに取り付けます。次に、2つのhsリング間の距離である各スキャフォールドの可視長を測定し、それらの内表面積を算出します。細胞播種用です。オートクレーブを用い、アルミ箔で個別に包装したチャンバーとバイオリアクターユニットの各部品を滅菌します。滅菌後、細胞培養フード内でバイオリアクターを組み立てます。ペリスタポンプを使用し、フロー回路内で1 mm/minの速度で一連の灌流を行い、スキャフォールドの前処理および洗浄を行います。まず、70% ethanol、50% ethanol、次いで25% ethanolを用いて、それぞれ1時間ずつ洗浄します。これら3回のエタノール洗浄の後、PBSで2時間洗浄します。最後に、バイオリアクターにSMC培地を24時間灌流させると、細胞播種および実験の準備が整います。次に、付属の論文の指示に従い、1cm²あたり200万個の細胞をバイオリアクターに播種し、その後21日間にわたってチューブ内の培地を交換し、ポンプ速度を調整します。構築物内の圧力は、培養1日目の約4 mmHgから、培養2週間後には100 mmHg以上に徐々に上昇します。培養3週間後、細胞を回収し、付属の論文に規定された方法で解析の準備を行います。これらの管状PGSスキャフォールドは、ソルトフュージョン法によって作製されました。走査電子顕微鏡写真により、すべてのスキャフォールドが均一な壁厚を有しており、断面に部分的な欠陥がないことが示されました。また、すべてのスキャフォールドの内腔表面に、ランダムに分布したマクロ孔およびマイクロ孔が観察されました。細胞培養後、多層化したSMCは流れの方向に対して垂直な配向で増殖しました。さらに、細胞とDCMタンパク質がすべてのPGS構築物の管腔を完全に被覆していました。また、エラスチンの自己蛍光により、構築物の管腔表面において円周方向に組織化された弾性繊維が確認されました。このビデオを視聴することで、多孔質管状スキャフォールドの作製方法、細胞の観察、および設計済みのバイオリアクターを用いたスキャフォールドの培養方法について理解することができます。

elastomeric-pgs-scaffolds-in-arterial-tissue-engineering

Research

JoVE Journal

Bioengineering

バイオエンジニアリング（生体工学）

当社グループは、植込み型小径人工血管を再生成する心臓血管系の生理的拍動性のストレスを模倣したバイオリアクター培養システムを開発しました。...

拍動バイオリアクターを用いた工学生物学ベースの人工血管

このプロトコルは、その周囲の細胞外マトリックスからヒントを得るために、複数の表現型に分化するよう誘導される幹細胞の固有の能力を活用に焦点を当てています。このメソッドの原稿は、同時に脂肪由来幹細胞を共区別するために、PEG-フィブリンおよびコラーゲンから成る二層ハイドロゲルを利用したモデルでは、我々の説明とその特性を拡張する...

ASCの分化を制御するための二層ゲルをエンジニアリング

ポリ（グリセロール - ドデカン）という小説の生分解性ポリマーから新たに設計されたコレクタを経由して、より大きな沈着領域にまたがるエレクトロ長繊維（PGD）の合成及び製造が報告された。繊維は、マウス多能性幹細胞に由来する細胞の増殖を支持することができた。...

マウス胚性幹細胞からの神経組織エンジニアリングのためのポリエレクトロ繊維状足場（グリセロール - ドデカン）

ここでは、二重播種部分的人工多能性幹細胞がマウスにグラフトするための機能的な組織工学血管移植片を生成するためのプロトコルを提示する（PiPSC）は - 脱細胞化血管足場バイオリアクターに由来内皮細胞 - 平滑筋細胞およびPiPSC由来。...

マウスモデルにおける組織工学血管の生成とグラフト

スキャフォールドは、細胞ニッチの複雑な生化学的および生物物理学的な微小環境を再現する必要があります。ここでは、界面高分子電解質錯体化繊維をプラットフォームとして使用して、持続的な生化学的放出を伴う複合多成分高分子足場を作成する方法を示します。...

生体分子の時間的に制御された放出のための界面高分子電解質繊維の複合足場

ポリ（N-イソプロピルアクリルアミド） - グラフト - コンドロイチン硫酸からなる注射可能な組織工学足場は、（のPNIPAAm-G-CS）含有アルギン酸微粒子を調製しました。接着強度、膨潤性及び生体適合性、インビトロでは、この研究で分析されています。ここで開発された特性決定技術は、他の熱ゲル化システムにも適用可能です。...

組織工学のためのアルギン酸微粒子と熱ゲルポリ（N-イソプロピルアクリルアミド） - グラフト - コンドロイチン硫酸複合材料の合成

この研究では、溶融混合と選択的浸出の組み合わせを使用して、ポリ(乳酸)/ポリエチレングリコール(PLA/PEG)の足場を調製しました。ここで論じた方法は、気孔率と細孔サイズの両方を高度に制御することにより、3層の足場を開発することを可能にした。機械的特性も生理学的環境で評価されました。...

傾斜孔サイズを有するポリ（乳酸）スキャフォールドを製造するために簡便かつ環境に優しいルート

非破壊と長周期のステップでプロトコルの血管リモデリングと生分解性高分子足場ベース組織設計血管拍動性刺激によるリアルタイム文化における足場分解プロセスの監視光干渉断層計を使用してご紹介します。...

光干渉断層計を用いた分解足場ベース組織設計血容器開発の非破壊モニタリング

ここに提示される、血管および他の管状構造のティッシュ工学のために適した中空足場の1ステップの製造のための簡単な使用、コア/シェル、三次元バイオプリンティングの組み立てである。...

管状構造の組織工学のためのコア/シェル印刷足場

食道再建は困難な処置であり、食道粘膜や筋肉の再生を可能にし、人工移植として移植できる組織工学的食道の開発が必要である。ここでは、足場製造、バイオリアクター栽培、各種外科技術など、人工食道を生成するためのプロトコルを紹介します。...

ラットにおける円周食道再建のための組織工学型移植片

このプロトコルの目的は、剪断応力と環状ストレッチの分離を可能にするバイオリアクターを使用して、材料駆動組織再生を調査するために、管状の電気スピン足場でヒトマクロファージと筋線維芽細胞の動的共培養を実行することです。...

フローとストレッチの下でバイオ材料の炎症と再生能力を評価するマルチキューバイオリアクター

学ぶ動脈組織工学における多孔性管状足場の作製法。生分解性エラストマーと塩粒子溶出法を用い、脈動流バイオリアクターで血管平滑筋細胞を培養し、多層化した組織を構築する技術を解説します。

動脈組織工学におけるエラストマーのPGSの足場

さらに動画を探す