Summary
Líquido de alimentación insectos tienen la capacidad de adquirir cantidades diminutas de líquido de superficies porosas. Este protocolo describe un método para determinar directamente la capacidad de los insectos a ingerir líquidos de superficies porosas utilizando soluciones de alimentación con nanopartículas magnéticas, fluorescentes.
Abstract
Líquido de alimentación insectos ingieren una gran variedad de líquidos, que están presentes en el ambiente como piscinas, películas, o confinados a pequeños poros. Estudios de adquisición líquido requieren evaluar las relaciones estructura y función del mouthpart; sin embargo, mecanismos de absorción de líquido históricamente se infieren de las observaciones de la arquitectura estructural, a veces acompañado con evidencia experimental. Aquí, Divulgamos un nuevo método para evaluar la capacidad de absorción de líquido con mariposas (Lepidoptera) y moscas (Diptera) con pequeñas cantidades de líquidos. Insectos se alimentan con una solución de sacarosa 20% mezclada con nanopartículas magnéticas, fluorescentes de papeles de filtro de tamaño de poro determinado. El cultivo (estructura interna para guardar líquidos) se extrae del insecto y colocado en un microscopio confocal. Un imán es agitado por el cultivo para determinar la presencia de nanopartículas, que indican si los insectos son capaces de ingerir líquidos. Esta metodología se utiliza para revelar un mecanismo alimentación generalizado (acción capilar y formación de puente líquido) que es potencialmente compartido entre Lepidoptera y Diptera cuando alimentación de superficies porosas. Además, este método puede utilizarse para estudios de mecanismos de entre una variedad de insectos de alimentación de líquido, los importantes incluidos en la transmisión de la enfermedad y biomimética y potencialmente otros estudios que implican tamaño nano o micro conductos de alimentación donde transporte líquido requiere verificación.
Introduction
Muchos grupos de insectos tienen piezas bucales (probóscide) adaptado para alimentarse de líquidos, tales como néctar, frutas, la descomposición de sap flujos (por ejemplo 1de Diptera, Lepidoptera2, Hymenoptera3), xilema (Hemiptera4), lágrimas (Lepidoptera 5) y sangre (Phthiraptera6, Siphonaptera7, Diptera7,8de Hemiptera, Lepidoptera9). La capacidad de los insectos se alimentan de fluidos es relevante para la salud del ecosistema (por ejemplo, polinización,10), enfermedad transmisión4,11, biodiversification2,12y estudios de evolución convergente13. A pesar de la amplia variedad de fuentes de alimentos, un tema entre algunos insectos de alimentación de fluido es la capacidad de adquirir pequeñas cantidades de líquidos, que podrían limitarse a gotitas de tamaño micro o nano, películas líquidas o superficies porosas.
Dada la amplia diversidad de insectos de alimentación de líquido (más del 20% de las especies animales14,15) y su capacidad para alimentarse de una variedad de fuentes de alimentos, entendiendo su alimentación comportamientos y mecanismos de absorción de líquido es importante en muchos campos. Funcionalidad del mouthpart insectos, por ejemplo, ha desempeñado un papel en el desarrollo de tecnología biomimética, p. ej., dispositivos de microfluidos que pueden realizar tareas como la adquisición de pequeñas cantidades de líquidos utilizando métodos similares a los empleados por insectos16. Un problema fundamental en los estudios de los mecanismos de absorción de líquido, sin embargo, es determinar no sólo cómo insectos se alimentan de líquidos, pero adquirir evidencia experimental que apoya el mecanismo. Únicamente mediante el comportamiento (por ejemplo, sondeando con la probóscide12,17) como un indicador de alimentación es insuficiente porque no confirma la exitosa absorción de líquidos, ni provee un medio para determinar la ruta que fluidos de viaje su paso a través de los insectos. Además, realizar experimentos con pequeñas cantidades de líquidos mejor representa escenarios naturales de alimentación donde los fluidos son un recurso limitante2,12.
Fase de proyección de imagen de contraste se utilizó con la mariposa monarca (Danaus plexippus L.) para evaluar cómo las mariposas se alimentan de pequeñas cantidades de líquidos de superficies porosas12de rayos x. Mariposas monarca usa acción capilar a través de espacios entre proyecciones cuticulares (legulae dorsal) a lo largo de la probóscide para hacer fluidos confinados a pequeños poros en el canal de alimentación. Los fluidos entrantes forman una película en la pared del canal de alimentos que crece y se derrumba en un puente líquido por meseta inestabilidad12,18, que luego es transportada al intestino de la mariposa por la acción de la bomba de succión en la cabeza. Aunque la proyección de imagen contraste fase de rayos x es una herramienta óptima para la visualización de flujo de fluidos en insectos12,19,20,21, la técnica no es fácilmente disponible y más conveniente el método es necesario para la evaluación rápida de la capacidad de un insecto para líquidos de absorción e ingerirlos.
Para determinar si el mecanismo de alimentación de D. plexippus se aplica a otros lepidópteros y también a las moscas (Diptera) (ambos grupos se alimentan de líquidos de superficies porosas), Lehnert et al. 13 aplica una técnica para evaluar la capacidad de un insecto que se alimentan de pequeñas cantidades de líquidos de superficies porosas, que se divulga en detalle aquí. Aunque el protocolo descrito aquí es para estudios que utilizan húmedos y superficies porosas, la metodología puede modificarse para otros estudios, tales como abordar mecanismos de alimentación de piscina. Además, las aplicaciones se extienden a otros campos, incluyendo la tecnología microfluídica y Bioinspirados.
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Protocol
1. insectos especies, preparación de soluciones y la configuración de la estación de alimentación
Nota: las mariposas de la col (Pieris rapae L., Pieridae) son seleccionados como la especie de Lepidoptera representante porque se han utilizado en estudios previos de capacidades de absorción de líquido y mouthpart morfología22,23. Moscas domésticas (Musca domestica L., Muscidae) y las moscas de botella azul (Calliphora vomitoria L., Calliphoridae) se usan porque se observan a menudo alimentándose de superficies porosas13.
- Orden p. rapae como larvas de un insecto proveedor y posterior en artificiales de la dieta (véase Tabla de materiales) hasta que pupan y emergen como adultos en una cámara ambiental de 23 ° C y un fotoperiodo de 18 L: 6. Orden M. domestica y C. vomitoria como pupas y posterior en las mismas condiciones ambientales que p. rapae. No alimentar moscas y mariposas adulto después de que emergen de las pupas antes de los experimentos de alimentación.
- Preparar una solución de sacarosa al 20% (control) y una solución de nanopartículas de sacarosa 20% para comprobar la absorción de líquido. Preparar la solución de nanopartículas mediante la adición de nanopartículas magnéticas fluorescentes (óxido de hierro con una capa de ácido poliacrílico, aproximadamente 20 nm de diámetro)24 a una solución de sacarosa 20% (1 mg/mL dH2O nanopartículas con 20% de sacarosa solución 1:1). Preparar una solución de 1 x de tampón fosfato salino (PBS) (10 x diluido a 1 x en dH2O, pH 7.4), que se utiliza para disecciones.
- Configurar una estación de alimentación que consiste en un manipulador manual con una abrazadera y una etapa de alimentación separada (una plataforma plana) (figura 1). Colocar un portaobjetos cóncavo en la etapa de alimentación y filtros de red de nylon con un diámetro de tamaño de poro de 11, 20, 30, 41 y 60 μm y membrana filtros con diámetros de tamaño de poros de 1, 5, 8 o 10 μm cerca de los experimentos de alimentación.
2. Protocolo de alimentación
- Envolver los cuerpos, piernas y alas de los insectos en un papel doblado. Coloque el insecto de modo que sólo la cabeza y partes bucales están expuestos. Coloque las alas de los insectos entre dos portaobjetos, que se mantienen unidas por la pinza en el manipulador para que el insecto está suspendido por encima de la etapa de alimentación (figura 1).
- Administrar una gota de 30 μl de la solución de sacarosa al 20% o la solución al 20% sacarosa nanopartículas con una micropipeta en el centro de la diapositiva cóncava. Coloque un solo papel de filtro de un tamaño específico de poro portaobjetos cóncavo para que el centro del papel de filtro se alinea con la gota de la solución de nanopartículas. El contacto entre la gota y el papel de filtro da como resultado la solución que se separa a lo largo el papel de filtro, llenar los poros (figura 1).
Nota: El papel de filtro se coloca sobre la gota, en lugar de al revés, para reducir al mínimo la presencia potencial de las nanopartículas sobre el papel de filtro donde se alimentan los insectos. - Coloque el insecto con el manipulador de modo que sólo las regiones distales de las piezas bucales pueden contactar con el papel de filtro impregnado en la etapa de alimentación (figura 1). Utilice un pasador de insectos para extender las piezas bucales en el papel de filtro y permitir que el insecto para alimentarse de 45 s.
- Para minimizar la posibilidad de insectos alimentándose de películas líquidas que pueden estar presentes en la superficie del papel filtro, coloque las piezas bucales para que estén en contacto con una parte del papel de filtro que está tocando la parte plana de la diapositiva (es decir. no directamente sobre la parte cóncava de la diapositiva). Si el insecto no expresa un interés en la alimentación, las piezas bucales pueden guardarse para el papel de filtro con el pasador de insectos el tiempo de la alimentación.
3. disecciones
- Poner la solución de PBS en un vidrio de reloj de 50 mm que hay suficiente solución para cubrir el cuerpo de los insectos. Colocar el vidrio de reloj bajo un estereoscopio y posición insecto disección equipo (resorte micro disección, tijeras, alfileres insectos, pinzas de disección de punta fina) al lado del estereoscopio.
- Después de alimentar, retirar el insecto desde el papel de tejido y manténgalo con alas cerradas. Quitar la cabeza, las patas y las alas del insecto con las tijeras de disección micro muelle y coloque el insecto en la solución de PBS en el vidrio de reloj (figura 2).
- Si es necesario, anestesiar insectos antes de disecciones. Utilice pinzas para sujetar el insecto por la cutícula cerca de la región distal del abdomen. Con la mano dominante, utilizar el micro de primavera tijeras de disección para cortar la cutícula en sentido anterior a lo largo de la parte lateral del abdomen, comenzando en el extremo posterior, hasta el tórax. Tenga especial cuidado para asegurar que se corta sólo la cutícula y que el tubo digestivo en los insectos no está dañado (figura 2).
- Hacer recortes adicionales de la cutícula con las tijeras de disección para abrir el abdomen para revelar el tubo digestivo interior (figura 2). Quitar la cutícula abdominal, grasa corporal y otras estructuras con la ayuda de insectos pasadores y reubicarlas fuera el vidrio de reloj para la posterior eliminación, dejando sólo el tórax y el tubo digestivo en el vidrio de reloj.
Nota: La disección revelará el cultivo, que es una estructura de forma de saco (una extensión del canal alimenticio) situada cerca de la confluencia del tórax y el abdomen. - Si el cultivo no está expuesto, hacer incisiones adicionales en el tórax con las tijeras hasta que quede expuesto el cultivo. Una vez que el cultivo es visible, corte las partes restantes del insecto, dejando sólo el tubo digestivo con el cultivo en el vidrio de reloj (figura 2).
Nota: El cultivo de lepidópteros es casi transparente y celofán-como en la naturaleza, que puede ser difícil de reconocer si no se llena de fluidos y ampliado o si se corta durante la disección. - Utilice fórceps de disección de punta fina para colocar la cosecha en un cubreobjetos de (24 x 24 mm) para posterior proyección de imagen (figura 2).
4. determinación de nanopartículas ingeridas
- Posición del cultivo sobre el cubreobjetos con la pinza disección punta fina usando cuidado para evitar la ruptura de la cosecha. Utilice el canal CY3 (o contraste de fases) en un microscopio confocal invertido para obtener imágenes de 20 aumentos. El cultivo de la imagen inmediatamente después de la disección para evitar que se resequen.
- Mantenga una agitación magnética (41,3 mm de longitud y 8 mm de diámetro) en la mano que no está en control de la etapa de funcionamiento del microscopio.
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Representative Results
El estudio de patrones en la capacidad de absorción de líquido entre insectos de alimentación de líquido requiere determinación de alimentación cuando se produce. El protocolo aquí descrito se utiliza para probar la hipótesis limitación de tamaño de poro entre Lepidoptera y Diptera13. La hipótesis limitación de tamaño de poro afirma que insectos de alimentación de líquido no pueden alimentar de poros llenos de líquido, si el diámetro de tamaño de poro es más pequeño que el diámetro de los conductos alimentación12. Líquidos entrantes de la superficie porosa deben formar un puente líquido estable, a través de la meseta inestabilidad18, para superar la presión capilar manteniendo los líquidos en los poros y proporcionar una superficie líquida de la bomba de succión actuar sobre. Insectos con la alimentación de tubos de diferentes tamaños (figura 3) se predicen que se diferencian en el tamaño de poro más pequeño que puede alimentar.
El tamaño del poro limitantes para cada especie se calcula basándose en la capacidad de alimentar en un tamaño específico de poro del papel filtro de13con un 50% de los individuos muestreados. Insectos que se alimenta la solución de sacarosa al 20% (control) no tenía nanopartículas en sus cultivos. Después de insectos fueron disecados para evaluar si las nanopartículas fueron ingeridas, sus piezas bucales se fotografiada con un microscopio confocal para medir los conductos en las regiones distales y proximal (figura 3). Se realizaron mediciones distales y próximas porque podría servir como indicador de la situación crítica donde líquidos entrar las piezas bucales, es decir, una estrecha relación entre los tamaños de conducto mouthpart y limitar el tamaño de los poros podía proporcionar indirecta evidencia de estructuras mouthpart que facilitan la acción capilar. Se midieron los diámetros del canal de la probóscide del p. rapae alimentos cerca de la región de punta (medida distal) y en el 30% de la longitud de la probóscide (región proximal). El diámetro medio de cinco pseudotráqueas fue utilizado como la medida distal y se midió el diámetro de la abertura oral como la próxima medida para cada muestra de mosca.
Este protocolo reveló una estrecha relación entre los tamaños de conducto distal mouthpart y el tamaño de poro más pequeño de los cuales insectos pueden alimentarse (figura 4). Evidencia indica que la absorción flúida para la especie de díptero ocurre primero en las pseudotráqueas (medida del mouthpart distal) en lugar de la oral apertura (medida del mouthpart proximal) al alimentar de superficies porosas (figura 4). Curiosamente, la arquitectura estructural de las pseudotráqueas es similar a la de lepidópteros piezas bucales y consta de estructuras cuticulares que pueden promover la absorción de líquido por capilaridad, un ejemplo de evolución convergente13. La estrecha relación entre la limitación de tamaño de poro y tamaños de conducto mouthpart proporciona la evidencia que apoya la acción capilar como un componente importante para la absorción flúida entre Lepidoptera y Diptera.
Figura 1: montaje Experimental y alimentación estación de. (A) la configuración consiste en envolver el insecto en un papel de seda (tp) y colocar las alas de los insectos entre dos portaobjetos (sl), que se mantienen unidas por una abrazadera (cl) conectada a un manipulador (ma) con mandos ajustables (ak). Probóscide de los insectos (pr) se reduce a una etapa de alimentación (st), que tiene un papel de filtro (PF) que se coloca sobre una gota (dr) de la solución de nanopartículas que se administra a un portaobjetos cóncavo (cs). (B) esquema que muestra la colocación de la gota y el papel de filtro en el portaobjetos cóncavo. Solución (C) la gota de la nanopartícula extiende (flechas) a través del papel filtro por capilaridad para crear una superficie porosa de la alimentación. Imagen de microscopio de fluorescencia (D) vista dorsal de isopor filtro Mostrar poros (po) (10 μm) con solución de nanopartículas (aumento de X 20, canal CY3). Se observó ninguna película líquida en la superficie. (E) Microscopio Confocal z-pila imagen nanopartículas solución (ns) en los poros del filtro de isopor (10 μm). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: disección y nanopartículas detección. (A) fórceps (fo) se utilizan para asegurar el insecto (M. domestica se muestra aquí, fl). (B) el insecto de alas, cabeza y piernas se retiran. Tijeras (C) (sc) se utilizan para cortar abierto el lado lateral del abdomen. Reproductiva (D) estructuras (huevos, por ejemplo) y las partes del tubo digestivo se quitan con pinzas adicionales. Estructuras adicionales (E) se eliminan para aislar el cultivo (cr). (F) aislados de cultivos listo para detectar la presencia de nanopartículas. (G) el cultivo se coloca sobre un cubreobjetos (cs) y se traslada a un microscopio confocal invertido. Una barra de agitación magnética (ma) es agitada cerca del cultivo para producir movimiento de nanopartículas. (H) movimiento de nanopartículas (contorneado en círculos rojos) en el cultivo de C. vomitoria con microscopía de contraste de fase. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Lepidoperan y estructuras mouthpart díptero. (A) imagen de tomografía láser ablación mostrando la probóscide lepidópteros (pr), que se compone de dos galeae maxilares alargados que se unen mediante la vinculación de las estructuras (legulae) que crean un canal de alimentación (fc) para la absorción de líquido. El recuadro (imagen de microscopio confocal) muestra la dorsal legulae (dl) cerca de la región distal de la probóscide. Los espacios entre la legulae dorsal proporcionan acción capilar para llevar líquidos en el canal de alimentación. (B) en forma de C cada galea tiene una tráquea (tr), nervios y musculatura intrínseca (im). Piezas bucales díptero (C) consisten en una tribuna (ro), Trunculus y un labelo distal (lb) que tiene conductos pequeños, pseudotráqueas (pt) (se muestra en la imagen confocal de recuadro), que irradian desde una central apertura oral (op).La imagen de tomografía láser ablación también muestra el ojo compuesto (ce) y los palpos maxilares (mp). (D) los alimentos canal, que conecta con la abertura oral está compuesta parcialmente por el labrum (la) y la labia (lm). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: relación entre las partes bucales de insectos y poro tamaños de que puede alimentar a. El tamaño del poro limitante se relaciona con el diámetro (media ± SEM) de los conductos distales mouthpart en lugar de los canales de la próxima comida. A continuación se muestra la Musca domestica C. vomitoria. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Funcionalidad de insectos mouthpart históricamente se infiere de los estudios de morfología gruesa (e.g., funcionalidad de lepidópteros probóscide relacionadas con un consumo de paja de25,26); sin embargo, estudios recientes que incorporan evidencias experimentales han dado como resultado un cambio de paradigma en nuestra comprensión de la complejidad de partes bucales de insectos y las relaciones de estructura y función2,12,13 , 22 , 27. aunque modernas técnicas imagenológicas, tales como análisis de microscopia electrónica23, microscopia confocal de la22, tomografía micro (micro-CT)28y tomografía de ablación láser (figura 3), proporcionan oportunidades de detallan estudios de morfología, pruebas de funcionalidad deben ser acompañado con experimentación.
El método descrito aquí revela que la capilaridad puede ser un mecanismo esencial empleado por los insectos cuando la alimentación del contacto con superficies porosas. Con comportamiento de alimentación (por ej., sondeo de12,17) solo no habría revelado este mecanismo, de alimentación como algunos individuos que sondeaba las superficies con sus piezas bucales no pudieron particularmente los previstos alimentar, papeles de filtro con poros de diámetros de tamaño más pequeños que el diámetro de los conductos mouthpart. Además, la inspección del cultivo para determinar si fue llena de líquido también sería insuficiente, como la cantidad de líquidos ingeridos en estos experimentos eran demasiado pequeños para la evaluación visual, es decir, los cultivos de algunos insectos aparecieron desinflados, pero las nanopartículas estaban todavía presentes indicando que se ingestión líquidos.
La habilidad para manejar pequeños insectos, manipular sus partes bucales con un pin de insectos y realizar cuidadosa disecciones representan algunos de los pasos críticos y las limitaciones de la metodología descrita. Hubo casos, por ejemplo, donde las disecciones resultaron en la reducción de la cosecha, que inutilizó el insecto para el estudio porque el contenido de la cosecha (posiblemente contiene la solución de nanopartículas) mezclado con la solución de PBS en el vidrio de reloj, lo que hace difícil verificar la ingestión de nanopartículas. Además, la fluorescencia del auto de la cutícula del insecto puede interferir utilizando microscopia fluorescente como el único medio para visualizar las nanopartículas; sin embargo, la proyección de imagen confocal con contraste de fases elimina este problema y proporciona otro medio para evaluación visual (figura 2), que destaca por utilizar nanopartículas magnéticas es óptima en comparación con sólo nanopartículas fluorescentes. Aunque este protocolo proporciona un medio para evaluar la capacidad para los insectos que ingieren líquidos, una de las limitaciones es que no proporciona un medio para visualizar las nanopartículas, mientras que son ser ingeridas; por lo tanto, eliminando la posibilidad de estudiar la dinámica de fluidos durante el proceso de absorción.
La técnica aquí descrita ofrece un método para evaluar la capacidad de ingerir pequeñas cantidades de líquidos de los insectos. Dada la enorme diversidad de insectos de alimentación de líquido, este protocolo podría ser empleado en otros estudios de insectos con conductos de tamaño micro y nano en sus piezas bucales. Además, futuros estudios podrían utilizar una técnica similar para determinar la ruta que fluidos recorren el tubo digestivo, por ejemplo, evitando la cosecha como se observa en algunos insectos alimentan de sangre, o estudios que examinan los líquidos cuánto tiempo permanecen en particular estructuras, como el intestino medio o intestino grueso, como el tiempo entre alimentación, disecciones y la proyección de imagen se tienen en cuenta.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue financiado por National Science Foundation (NSF) subsidio no. IOS 1354956. Agradecemos al Dr. Andrew D. Warren (centro de McGuire para lepidópteros y biodiversidad, Florida Museo de Historia Natural, Universidad de Florida) permiso utilizar las imágenes de la mariposa.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 20% sucrose solution | Domino Sugar | Sugar needed to produce the sucrose solution with dH2O | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Sigma-Aldrich | P5493 | 10X concentration diluted to 1X in dH2O for insect dissections |
| Single depression concave slide | AmScope | BS-C6 | Slide is necessary for feeding stage setup |
| Filter paper | EMD Millipore | NY6004700 (60 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY4104700 (41 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY3004700 (30 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY2004700 (20 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY1104700 (11 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TCTP04700 (10 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TETP04700 (8 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TMTP04700 (5 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | RTTP04700 (1 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Iris microdissecting scissors | Carolina Biological Supply Company | 623555 | Scissors used for dissections |
| Insect pins (#1) | Bioquip Products | 1208B1 | Pins used during dissections and feeding trials |
| Extra-fine point dissecting forceps | Carolina Biological Supply Company | 624684 | Dissecting equipment |
| Leica M205 C Stereoscope | Leica Microsystems | M205 C | Stereoscope used for dissections |
| Inverted confocal microscope | Olympus | IX81 | Fluorescent microscope used to detect magnetic nanoparticles |
| Fisherbrand PTFE Disposable Stir Bar | Fisherscientific | S68067 | Magnet used to detect nanoparticles |
| Kimtech Science Kimwipes | Kimberly-Clark Professional | 34155 | Tissues used to secure insects during feeding trials |
| House fly (Musca domestica) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Blue bottle fly (Calliphora vomitoria) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Cabbage butterfly (Pieris rapae) larvae | Carolina Biological Supply Company | 144102 | insects for experiments |
| Finnpipette F1 | ThermoFisher Scientific | 4641080N | micropipette for dispensing liquids |
| Finntip 250 pipette tips | ThermoFisher Scientific | 9400250 | micropipette tips |
| Microscope Glass cover slides (=coverslips) (24 x 24 mm) | AmScope | CS-S24-100 | coverslips for viewing the insect's crop on confocal microscope |
References
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