Enkle hjemmelavede værktøjer til at håndtere frugt fluer —Drosophila melanogaster

Summary

Beskrevet her er brugen af flere hjemmelavede værktøjer til at overføre, chill, og dræbe voksne Drosophila, samt at rense glas kultur hætteglas og indsamle æg. Disse værktøjer er nemme at lave og er ret effektive i håndteringen af Drosophila.

Abstract

Frugten flyver, Drosophila melanogaster, er meget udbredt både i biologisk forskning og biologi uddannelse. Håndtering af voksne fluer er almindeligt, men vanskeligt i praksis, som voksne fluer flyver. Demonstreret her er, hvordan man laver nogle enkle og omkostningseffektive værktøjer til at løse vanskelige problemer i håndteringen af Drosophila. Huller i skum propper er lavet, og pipettespidser eller tragte indsættes i hullerne. Fluer bevæger sig derefter kun i én retning ind i pipettespidsen/tragten, hvilket giver effektiv kontrol over overførslen af voksen Drosophila til eller fra et hætteglas. Eksisterende protokoller er blevet ændret for cool-bedøvelsesmidler fluer ved afkøling i knust is og overføre dem til en kold, hård is overflade. Is er dækket med et stykke medicinsk gaze, der holder immobiliserede fluer fra det kondenserede vand, når de undersøges under et stereomicroskop. Fluerne er endelig aflives til optælling og sortering eller kasseres ved microwaving. En flaske formet bur er også blevet udviklet til opsamling af æg, samt en arbejdsbesparende anordning og ledsagende protokol til rengøring glas kultur hætteglas.

Introduction

Frugten flue, Drosophila melanogaster, er en model organisme udbredt i biologisk forskning og biologi uddannelse til at studere en bred vifte af emner^1,2. De grundlæggende problemer med håndtering Drosophila er overførsel af voksne fra hætteglas til hætteglas og immobilisering af fluer, så de er lettere at håndtere, som alle voksne (bortset fra nogle mutanter^3,4) kan flyve.

Konventionelt, en forsker overførsler flyver fra et hætteglas til et andet ved at holde to hætteglas mund til mund, tappe fluer ned eller tillade fluer at flyve op i et andet hætteglas, derefter adskille og genkoble begge hætteglas⁴. Det kræver naturligvis, at åbningen af to hætteglas med samme diameter, og det er svært at kontrollere mængden af fluer overført. I mellemtiden, dette kræver hurtige hænder til at få arbejdet gjort, og undslippe herreløse fluer kan resultere i problemer for laboratoriet eller klasseværelset. Tilføjelse af ekstra jomfru fluer eller mandlige fluer til et allerede forberedt kors er en anden rutineopgave i Drosophila eksperimenter. Konventionelt, skal fluer være immobiliseret i Cross hætteglasset før tilsætning af ekstra fluer.

Voksne Drosophila er rutinemæssigt bedøvet af ETHER, co₂, eller Chilling⁵. Sammenlignet med ether og co₂ eksponering, Chilling er den mest omkostningseffektive agent for immobilisering voksne Drosophila og den mindst skadelige for både fluer og forskere (især unge studerende)^6,7. Men vand, der kondenserer kontinuerligt på den kolde overflade eller kammer Wets fluer. Det er svært at bestemme fænotyper af våde fluer, og de kan nemt blive beskadiget under manipulation^8,9. Dette har holdt chillings metoden fra at blive mere bredt accepteret.

Værktøjer til fly dokumentation og en metode til flyve køling er tidligere beskrevet¹⁰. Heri, en modificeret Chilling anæstesi teknik er rapporteret, der er sikker, pålidelig, og muligt for Drosophila eksperimenter. Også beskrevet i dette papir er 1) metoder til at dræbe voksne til optælling, sortering eller kassere, 2) arbejdsbesparende anordninger og protokoller til rengøring glas kultur hætteglas, og 3) en simpel bur til opsamling af æg. De let designede og omkostningseffektive værktøjer, der er beskrevet her, kan bruges til at løse de vanskelige problemer med flyve håndtering, og disse metoder er blevet testet og har vist sig at være robuste, pålidelige og nemme at håndtere for erfarne og uerfarne forskere.

Protocol

1. klargøring af værktøj og tilbehør

1. Spids/tragt propper
   1. Få to svamp propper (diameteren af stikkene skal være lidt større end den indvendige diameter af hætteglassene, der anvendes til at overføre fluer). Lav et hul i centrene af svamp propper med en opvarmet elektrisk loddekolbe.
   2. Få to 1 mL pipettespidser, skær en i halvt på tværs med en skarp kniv, og kassér den spidde ende. Skær derefter 1,5 cm af den spidde ende af den anden pipettespids. Lim resterne af de to pipettespidser sammen med en alt-formål klæbemiddel til at lave en aflang pipettespids (figur 1a).
   3. Indsæt en tragt og den aflange pipette i svamp stikkene for at lave en spids og en tragt prop (i det følgende benævnt T-og F-propper) og hætte pipettespidsen med et 100 μL mikrocentrifuge glas (figur 1a).
      Bemærk: Længden af tragt stammen skal være større end højden af stikket. Hvis den er kortere end eller lig med højden af stikket, vil fluer flygte fra Stem åbningen. Enden af tragt stammen skal være placeret mindst 2 cm over overfladen af kulturmediet eller bunden af et tomt hætteglas. Små tragte (f. eks. disk diameter < 60 mm) med små indvendige stilk-diametre (< 5 mm) er at foretrække. Enten et glas eller en plastik tragt kan bruges til at lave en F-prop. Dog er plast tragte at foretrække for biologi klasser, da de bryder mindre let end glas tragte.
2. Microdissecting nåle
   1. Få mekaniske blyanter, der føles behagelige i hånd-og insekt stifter, der matcher diametrene (f. eks. 0,5 mm, 0,7 mm) af deres blygenopfyldninger.
   2. Skær de brede ender af insektstifterne med et par tænger og fil den skårne flade. Udskift ledningen med stifterne (figur 1b). Tryk på Klik knappen og fodre ud 0.5 – 1 cm af en nål til at foretage en Dissection. Rengør stiften og skub den helt tilbage i blyant akslen efter en dissektions aktivitet for at gøre det sikkert for enhver person at håndtere.
      Bemærk: Microdissecting nåle er nyttige ikke kun i dissektioner af organer såsom larve spytkirtler, men også i optælling og sortering døde voksne fluer.
3. Hårde Icepacks
   1. Få flere refreezable hårde Icepacks (store Icepacks er at foretrække). Figur 1c viser en Icepacks, der fungerede godt, som måler 26,5 cm x 14,5 cm x 2,5 cm og har top og bund sider, der er helt fladt.
   2. Skær medicinsk gaze (nonsterile) i stykker, der er lidt mindre end de kolde overflader af Icepacks de dækker. For eksempel er et stykke medicinsk gaze lidt mindre end 26,5 cm x 14,5 cm foretrækkes at dække en is vist i figur 1c.
      Bemærk: Det nødvendige tilbehør til disse køling værktøjer omfatter: en is boks (vi brugte en 25 cm x 15 cm x 15 cm skum kasse til en person og 37 cm x 28 cm x 20 cm boks for mere end én person), som bruges til at opbevare knust is; et par fine-punkt pincet, som bruges til at gribe kølet fluer med deres vinger og overføre dem til et hætteglas; et par beskyttende arbejdshandsker, som bruges til at tage kølede Icepacks ud af a-20 °C fryser; og plastfolie, som anvendes til at dække scenen af en stereomikroskopet.
4. Drosophila æg kollektion bur
   Bemærk: Færdiglavede Drosophila æg kollektion bure er tilgængelige fra mange bioteknologiske virksomheder¹¹. Beskrevet her er en lille akryl flaske-formet æg samling bur til 60 mm Petri skåle (figur 1d venstre; burens design vises i midten). Den kan tilpasses til andre Petri skålstørrelser (f. eks. 100 mm, 35 mm). Dette tillader overførsel af fluer ind eller ud af buret med lethed. Et simpelt bur kan tilberedes som følger.
   1. Brug en snap cutter til at klippe en blød plastik drik flaske (500 mL, indvendig diameter ca. 65 mm) i en omtrentlig 2:1 (spids ende: stump ende) ratio og kassere den stumme ende.
   2. Pak en stribe kort papir rundt om en æblesaft plade (indvendig diameter 60 mm) med tape [æblesaft pladen bruges til at indsamle æg (figur 1E, højre)].
5. Trådløs rørbørste driver
   1. Få en batteridrevet boremaskine (maks. hastighed = 500 rpm).
   2. Få en rørbørste, der har børster langs siderne såvel som dens forside. Ideelt set bør børstens diameter være lidt større end diameteren af de kultur hætteglas, der skal rengøres. Skær enden af håndtaget, så den kan indsættes i borepatronen (figur 1d).
      Bemærk: Det nødvendige tilbehør til disse rengøringsværktøjer omfatter rustfrit stålsvampe og lange manchet gummihandsker.

2. overførsel af voksne fluer fra hætteglas A til hætteglas B

Bemærk: Overførsel af voksne fluer fra et hætteglas til et andet er den mest almindeligt forekommende praksis i Drosophila eksperimenter [f. eks. overførsel af fluer fra gammel kultur (a) til frisk kultur (b) eller fra et kryds hætteglas (a) til tomt hætteglas (b)] til bedøvelse. Den protokol, der er beskrevet her, kan bruges til enhver overførsel af voksne flyveaktiviteter. Medmindre andet er angivet, anvendes denne protokol til at overføre fluer fra hætteglas A til hætteglas B i hele dette papir.

1. Kontroller stammen af tragten på en F-prop og pipettespidsen af en T-prop omhyggeligt, og fjern derefter alle fluer, der forbliver i stopperne med en gummi luft blæser. Dette trin er af afgørende betydning, især når et sæt T-og F-stoppere anvendes til kontinuerlig overførsel af forskellige Drosophila linjer.
2. Tap ned fluer i hætteglas A og Udskift stikket med en T-prop, og sæt derefter hætteglas B med en F-prop.
3. Vend hætteglasset A over hætteglasset B, sæt pipettespidsen enden af T-proppen ind i tragten åbning af F-proppen, banke kanten af inverteret hætteglas A for at tillade fluer at glide ud af pipettespidsen og gennem stilken af tragten, og fald i hætteglas B. Hvis nogen gammel mad i hætteglas A bliver mindre kompakt, kan det falde, når hætteglas A er inverteret og bankede. I en sådan situation skal du invertere hætteglasset B over hætteglasset A og lade fluerne kravle op i hætteglasset B.
4. Adskil T-proppen fra F-proppen. Hætten af pipettespidsen af T-proppen med et 200 μL mikrocentrifuge glas, hvis de resterende fluer i hætteglasset skal overføres til andre hætteglas et øjeblik; ellers Fjern T-proppen og sæt hætteglasset A. Fjern F-proppen, og sæt hætteglasset B på igen.

3. immobiliserende fluer ved afkøling

1. Opbevar hårde Icepacks i en-20 °C fryser i mindst 24 timer før brug.
2. Placer en kølet, hård is ved stuetemperatur (RT) i 20 min. lidt fugte et stykke ikke-aseptisk medicinsk gaze med nogle rindende vand og gør det muligt at tæt klamrer sig til overfladen af is. Den medicinske gaze kan genbruges i den næste flue køling. På samme tid, chill et tomt hætteglas i knust is.
3. Overfør voksne fluer, der skal immobiliseres i det kølede tomme hætteglas (CEV). Når de to overførings hætteglas adskilles, skal du dække CEV med en Petri skål eller et stik og banke CEV mod den knuste is for at tappe alle fluer i CEV ned til bunden. Gentag denne proces flere gange, indtil alle fluer er immobiliseret. Fluerne vil blive immobiliseret inden for 30 s. Placer derefter CEV i isen i 1 min. Det er ikke tilrådeligt at overføre for mange fluer på én gang for bedøvelsesmiddel.
4. Hæld de kølede fluer ud på den medicinske gaze, der dækker isen Pack. Sprede de overlappende fluer med en pensel og sørg for, at hver flue kan afkøles af den kolde overflade af icepack. Hvis en kølet hård is svulmer lidt, placere den på et håndklæde og arbejde på sin flade side.
5. Fjern scene klippene fra stereomikroskopet, dæk scenen med et stykke plastikfolie, og sæt is på scenen. Tænd for det øverste lys (en kold lyskilde er ønskelig), fokuser stereomicroskop og Flyt is, indtil de afkølede fluer kan ses tydeligt.

4. dræbe voksne fluer for optælling, sortering eller kassere

1. Overfør voksne fluer til et tomt hætteglas og dæk det med en Petri skål.
2. Vend hætteglasset om, Opvarm det i 1 min + 20 s i en mikrobølgeovn, og lad de døde fluer falde i Petri skålen.
3. Sæt beskyttende arbejdshandsker på, og tag hætteglasset ud af mikrobølgeovnen. Hæld de døde fluer på et hvidt papir kort, tælle eller undersøge fluerne med en microdissecting nål under en stereomicroscope, og disponere over de flyve kroppe i et skrald kan efter observation.
4. For at dræbe uønskede fluer, Opvarm fluerne i 2 – 3 minutter i en mikrobølgeovn, og Tap derefter kroppene i en skraldespand.
   Bemærk: Det er ikke tilrådeligt at dræbe nogle fløj mutant stammer (f. eks vinge længde mutanter) til undersøgelse, da det er vanskeligt at dømme fra slagtekroppe, hvis vingerne strækker sig ud over spidsen af maven, som ses i vild-type fluer.

5. overførsel af fluer i/ud af flaske formet Ægopsamlings bur

Bemærk: Som nævnt ovenfor anvendes T-og F-stopperne til at overføre fluer til og fra ægopsamlings buret. Fluer behøver ikke at blive bedøvet i hele denne proces. Andre detaljer, såsom at forberede æblesaft medium, æg indsamling, og dechorionization, kan findes i litteraturen¹².

1. Indsæt ægopsamlings buret i æblesaft pladen, eller Monter æblesaft pladen i buret lavet af en sodavand flaske. Forsegl leddet omkring de to komponenter med en strimmel paraffin film.
2. Placer så mange fluer som muligt i buret og sæt buret igen med en skum prop efter overførsel af fluer.
3. For at ændre mad til fluer i buret, overføre fluer i buret til et tomt hætteglas.
4. Udskift æblesaft pladen og forsegl den igen, og overfør derefter fluerne fra hætteglasset tilbage til buret.
5. Når ægsamlingen slutter, overføres fluerne til et tomt hætteglas og overføres til dyrknings hætteglas.

6. hætteglas til rensning af glas kultur

Bemærk: Generelt indeholder et gammelt kultur hætteglas levende fluer. I den protokol, der er beskrevet her, behøver disse fluer ikke at blive dræbt før rengøring, medmindre de er transgene fluer.

1. Fjern enhver permanent markør blæk fra glas dyrknings hætteglassene med våde, rustfrie stålsvampe.
2. Sug dyrknings hætteglassene i rindende vand.
   1. Fyld en laboratorievask med vand, tilsæt flydende opvaskesæbe i vandet, og bland.
   2. Nedsænk dyrknings hætteglassene i vandet, og fjern derefter proppen, så vandet kan løbe ind i hætteglasset. Opvaskemiddel i vandet vil gøre eventuelle resterende voksne fluer synke til bunden og drukne i vandet.
   3. Sug de gamle dyrknings hætteglas i vand i mindst 30 minutter.
3. Løsn borepatronen, Isæt prøverøret, og spænd spændepatronen. Kontroller retningen af rotations vælgeren, og sørg for, at boret roterer med uret. Juster hastigheds udløser og sørg for, at den maksimale hastighed er mindre end 500 rpm.
4. Rengør kultur hætteglassene.
   1. Rengør kultur hætteglassene groft.
      1. Sæt en lang manchet Gummihandske på den ikke-dominerende hånd og hold hætteglasset i vandet.
      2. Hold den trådløse rørbørste driver med den bare dominerende hånd, klem børsten ind i kultur hætteglasset, og klem udløseren.
         Bemærk: Dyp ikke batteriet i vandet. Den roterende børste vil bryde op gamle fødevarer, Pupa, osv., og fjerne mere end 95% af affaldet.
      3. Dump affaldet i en separat skrald kan. Gentag denne proces, indtil det meste af affaldet i hvert hætteglas er blevet rengjort.
   2. Rengør kultur hætteglassene grundigt.
      1. Rengør rørbørsten, dræne og rengør vasken, og fyld den med rent vand.
      2. Fjern det resterende affald fra hvert dyrknings hætteglas som beskrevet i afsnit 6.4.1.

Representative Results

T-og F-stopperne blev udviklet som et sæt af enkle værktøjer, der kan tilpasses og anvendes i enhver flyve overførsel aktiviteter. Overførsel af fluer fra en gammel kultur til flere friske kulturer indebærer fjernelse af propper af de friske hætteglas, erstatte dem med F-propper, derefter tappe ned fluer i det gamle hætteglas, hurtigt at fjerne stikket, og erstatte det med en T-prop. Hvis den gamle mad er kompakt, er det vigtigt at vende det gamle hætteglas og indsætte spidsen af T-proppen i åbningen af en F-prop, og derefter tappe fluerne ned i det friske hætteglas. Derefter udføres udskiftning af T-og F-stopperne og genmontering af hætteglassene. Hvis den gamle mad bliver mindre kompakt, anbefales det at vende det friske hætteglas over, montere F-proppen på T-proppen og lade fluerne kravle op i det friske hætteglas.

For at tilføje ekstra fluer til et allerede forberedt kryds, er det vigtigt at tappe fluerne i kryds hætteglasset ned og udskifte dets stik med en F-prop. Derefter skal eksperimentatoren undersøge de afkølede fluer under et stereomicroskop, afhente en ønsket flue ved sin fløj ved hjælp af et par spidsere pincet, og lad det glide ind i kryds hætteglasset gennem stilken af tragten. Hvis en flue er fanget i stammen af en tragt, anbefales det at blæse forsigtigt på den med en luft blæser og lade den glide ind i hætteglasset. Derefter kræves udskiftning af F-proppen og genmontering af hætteglasset, når der er indsamlet nok fluer til et kryds. T-og F-stopperne blev introduceret i 2010^13,14; hidtil har mere end 1.200 studerende nydt godt af disse fly overføre enheder. T-og F-stoppere er også blevet introduceret til instruktører og forskere gennem en laboratorie vejledning¹⁵, som er blevet vedtaget til brug i undervisnings-og forskningslaboratorier.

Eksisterende chill bedøvelsesmetoder er blevet modificeret til brug i denne undersøgelse. Knuste is eller isvands blandinger bruges til at slappe af de voksne fluer derefter overføre de immobiliserede fluer på den kolde overflade af en is dækket med et stykke implantater medicinsk gaze. Gaze fibrene opsuger det kondenserede vand og holder fluerne tørre, når de undersøges. På samme tid, de små huller mellem Warp/WEFT tråde tillade fluer at røre den kolde overflade af is og holde dem immobile (figur 2). Ved en rumtemperatur på 25 °c stiger temperaturen på overfladen af en kølet, hård is dramatisk fra-19 °c til-2 °c inden for 20 minutter og når et plateau, der er sikkert for både gamle og nyligt udklækkede fluer (figur 3). En is fungerer ganske godt inden for plateauet, og de kølede fluer genvinde bevidstheden ved stuetemperatur inden for 30 s. Fordi en hård is er tynd, kan den derefter placeres under et stereomicroskop for at undersøge fluerne. Den hårde is beskrevet her koster mindre end $2; Desuden er 60 hårde Icepacks til en klasse på 100-150 studerende hvert semester blevet brugt, og de er genanvendelige i mange år. Denne modificerede version af Chilling anæstesi teknik blev introduceret til en specifik genetik klasse for tre år siden, og dens robusthed er blevet testet af mere end 300 studerende og dem på andre universiteter.

Det er blevet konstateret, at mikrobølge dielektrisk opvarmning er en hurtigere, mere bekvem middel til at dræbe voksne fluer (hvis de ikke længere er nødvendige efter observation) i forhold til agenter såsom overetherizing eller dyb frysning (tabel 1). Mikrobølge dielektrisk opvarmning kræver en langt kortere tid til at dræbe fluer end overetherizing eller dyb frysning. Alle fluer dør inden for 80 s, så optælling og sortering af et stort parti fluer inden for en kort tidsramme er gennemførlig¹⁶. Antages det, at eksperimentatoren skal dræbe fluer 20x at tælle og sortere partier for et eksperiment, vil det tage 3 h + 20 min og 5 h at dræbe fluer ved overetherizing og dyb frysning, hhv. men kun 27 minutter er nødvendige ved hjælp af en mikrobølgeovn.

Svarende til overetherized fluer, microwaved fluer udvide vinger i rette vinkler fra ligene. Generelt var flyve kroppe dræbt af opvarmning betydeligt lettere end dem, der blev dræbt af ether eller nedkøling, men varmen forvrider ikke kropsformen, og kroppene bliver ikke skarpe eller turgid. Egenskaber (f. eks. kropsfarve, øjenfarve og vinge form) af mikrobøllede fluer svarer til dem, der dræbes af ether eller frysning (figur 4), og ingen væsentlige forskelle i Vingestørrelser (område, længde, bredde) af de fluer, der dræbes af de tre agenter ( Tabel 1). Derfor kan kroppe af fluer dræbt af opvarmning bruges til optælling, sortering og måling af nogle træk, såsom vinge størrelse. Mikrobølgeopvarmning er også en god metode til at dræbe uønskede fluer og bortskaffe dem rettidigt. Derudover er flyve lighusene (flasker indeholdende brændbart ethanol, methanol eller sæbe opløsninger), som bruges til at opbevare døde eller kasserede fluer, ikke længere nødvendige i flyve laboratorier eller biologi klasser³.

En lille, flaske formet æg samling bur blev designet til denne protokol. Ved hjælp af T-og F-propper, kan et stort antal fluer overføres til eller fra buret, og æblesaft medium plader kan ændres med større lethed. Endelig har fluerne ikke brug for bedøvelse før og efter ægsamlingen.

En trådløs rørbørste driver og protokol for brug af dette udstyr til ren kultur hætteglas blev også udviklet til protokollen. Denne batteridrevne rørbørste kan nemt nedbryde gamle fødevarer og Pupa fastgjort til et glas kultur hætteglas, et hætteglas kan rengøres inden for 30 s, og effektiviteten af rengøringen øges kraftigt; Derfor er rengøring store mængder glas kultur hætteglas ikke længere en kedelig opgave.

Figur 1: værktøjer til håndtering af Drosophila. A) de viste er flyve overførende værktøjer og det nødvendige tilbehør. De er (fra venstre til højre) en luft blæser (bruges til at blæse ud voksne fluer tilbage i tragt stammen); T-og F-stoppere (indsat i hætteglas); og et tomt hætteglas dækket med en petriskål (36 mm, den nederste halvdel af en 40 mm Petri skål). Skum propperne er større end åbningerne af hætteglassene, så de kan bruges med hætteglas med variable åbningsstørrelser. Den her beskrevne størrelse kan ændres, hvis det er nødvendigt. B) de viste materialer er nødvendige for de mikro-dissekterende nåle. (C) vist er den hårde is bruges til at slappe fluer. (D) vist er den flaske formede æg opsamlings bur (venstre), dens design plan (midten), og en simpel æg samling bur lavet af en sodavand flaske (højre) (E) vist er de nødvendige materialer til den trådløse rør børste driver. Den hvide farvede rund børste, der kan monteres på bore driveren, bruges til at rengøre Petri skåle. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 2: kølede fluer på den kolde overflade af en icepack. Kondenserings vandet absorberes af den medicinske gaze, og de kølede fluer holdes tørre. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 3: variation af temperaturen på is-overfladen med tiden. Dataene blev indsamlet fra fem hårde Icepacks, og temperaturerne blev målt to steder i midten af en is med et infrarødt termometer ved en rt på 25 °c og relativ luftfugtighed på 29%. Frysetemperaturen var-24,5 °C. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figur 4: sammenligning af flyve kroppe dræbt af opvarmning til dem dræbt af ethylether og dyb frysning. Når flyve kroppe dræbt af opvarmning blev undersøgt under et stereomicroskop, ingen sydlige eller forvrængninger blev fundet på de organer, og ingen mærkbare forskelle blev fundet i kropsfarve, øjenfarve, og vinge form. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Killing agentb	Tid brugt til at dræbe fluer	Vægt (mg/30 fluer)		Vinge (mm eller mm2)d
		Kvindelige	Mandlige	Kvindelige			Mandlige
				OmrådeNS	LængdeNS	BreddeNS	OmrådeNS	LængdeNS	BreddeNS
Varme	1 min 20 s	36.60 ± 0.00 a Ac	22.65 ± 0,95 a A	1.51 ± 0,16	2.30 ± 0,12	0.92 ± 0,05	1.20 ± 0,09	2.06 ± 0,08	0.83 ± 0,03
Chill	: 15 minutters	41.20 ± 0,10 b B	25.70 ± 1.00 AB A	1.57 ± 0,15	2.37 ± 0,12	0.94 ± 0,05	1,23 ± 0,12	2.07 ± 0,10	0.84 ± 0,05
Ether	10 min	43.35 ± 0,85 b B	26,9 ± 0,70 b A	1.57 ± 0,16	2.36 ± 0,11	0.94 ± 0,05	1.18 ± 0,10	2.05 ± 0,10	0.83 ± 0,04
en voksen Drosophila er vildtype Drosophila melanogaster. De er fanget i Beijing, Kina og holdt i mit laboratorium i mere end 5 år, og vedligeholdt ved 25 °c i majsmel medium.
b det anvendte udstyr er varme: 1.300 W mikrobølgeovnen; Chill: køleskab (-30 °C); ether: 2 mL ether, og den indre størrelse af etherizer er 170 mL.
c inden for hver kolonne, midler efterfulgt af samme bogstav er ikke signifikant forskellige af Duncans multiple Range test, nedre/store bogstaver indikerer p = 0,05/0,01
d fluer udvælges tilfældigt fra samme dyrknings hætteglas. Tyve højre vinger af samme køn blev indsamlet fra fluerne dræbt af den samme agent og to replikationer blev opretholdt. Digitale fotografier af hver vinger blev taget og vinge størrelse blev målt ved hjælp af ImagePro plus software
NS: ikke-signifikant ved p = 0,05

Tabel 1: virkningerne af de tre dræbende agenser på slagtekroppens vægt og Vingestørrelser for voksne Drosophila.

Discussion

Nogle hjemmelavede værktøjer til håndtering af grundlæggende aktiviteter involveret i Drosophila opdræt og eksperimenter er beskrevet i dette dokument. Disse værktøjer er enkle, men ret effektive. Næsten, enhver Lab kan gøre disse værktøjer med lethed, og en forskning eller et undervisningslaboratorium behøver ikke at finde et færdiggjort alternativ, der er måske ikke tilgængelig lokalt.

Fly overførsel er den mest almindeligt praksis og en vanskelig opgave i Drosophila eksperimenter. Desværre har der indtil nu ikke været beskrevet overførende værktøjer^3,4,12,17 her, T-og F-stoppere er beskrevet. Disse enkle værktøjer gør at overføre fluer meget lettere og mere kontrollerbar, og færre fluer undslippe under overførsel, som det fremgår af det faktum, at få herreløse fluer er blevet fundet i genetik klasser i de seneste år. Da svamp stikket er elastisk, kræver det ikke, at åbningen af hætteglassene har samme indvendige diameter. Derudover er det kun én flue, der må passere gennem åbningen af pipettespidsen ad gangen. Derfor forhindrer T-stopperne fluer i at trænge ind i et hætteglas, og eksperimententer kan nemt standse processen og kontrollere antallet af fluer, der overføres. T-stopperne kan også forhindre, at gamle fødevarer falder i et nyt hætteglas. T-og F-stoppere er nemme at lave og bruge, og selv en uerfaren handler kan hurtigt og nemt fuldføre flyve overførsler.

F-stopperne bruges til at vejlede fluer i et nyt hætteglas. De voksne fluer har en tendens til at associere under proppen og ikke flygte fra stammen af tragten. Dette gør noget arbejde lettere og mere kontrollerbar (f. eks. overførsel af fluer fra et hætteglas til et andet eller tilføjelse af ekstra jomfru fluer eller mandlige fluer til et forberedt Kors). Det er blevet konstateret, at når et hætteglas er placeret i laboratoriet i temmelig lang tid (f. eks 1 h), vil kun meget få fluer flygte fra stammen af tragten.

I dette dokument beskrives en gennemførlig afkølings metode til immobilisering af fluer. Denne metode er et godt alternativ til ether og CO₂ og kan bruges i både forskning og undervisning Labs. Denne metode er særlig venlig at en undervisning Lab, som en instruktør ikke behøver at være så bekymret over potentielle sundhedsmæssige risici for studerende eller gøre en stor indsats for at konstruere en dyr staging område i en overfyldt undervisningslaboratorium. Denne metode er omkostningseffektiv, da Icepacks er billige og genanvendelige. En forsker eller studerende kan slappe af og inspicere fluer hvor som helst, da denne "kolde pad" ikke forbinder til nogen rør. Denne metode er ikke kun sikkert for mennesker, men også for fluer, da systemet virker ved temperaturer højere end-2 °C. Fluer er let slået ud og forblive immobile, så længe de forbliver på den kolde overflade og er ikke dræbt. Fluer genvinde bevidstheden hurtigt, når de vender tilbage til stuetemperatur. De, der anvender denne metode, kræver ikke en træningsperiode, og der er ingen problemer med overdreven eller utilstrækkelig anæstesi koncentrationer. Men, eksperimentere bør være meget opmærksomme på størrelsen af icepack, som små Icepacks (f. eks 400-500 mL, ca. 19 cm x 11 cm x 2,5 cm) er ikke ønskeligt for flue køling, da de svulmer, når de er frosset, og det bliver akavet at arbejde på overfladerne.

En flaske formet ægopsamlings bur blev også udviklet til protokollen. Drage fordel af T-og F-stopperne, store mængder af fluer til buret kan tilsættes eller overføres uden at kræve immobilisering af fluer på forhånd. Det er blevet konstateret, at mikrobølgeopvarmning er en effektiv måde at dræbe fluer for inspektion eller kassere. En mekanisk blyant-baseret microdissection nål og bore-baseret en rengøring værktøj blev også udnyttet. Alle disse værktøjer er enkle og fungerer godt.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
A pair of pliers
Cordless drill driver			max speed: 500 rpm
Electric soldering iron
File
Funnel			diameter of disk<60mm
Ice box
Insect pins
Infrared thermometer			HCIYET HT-830
Long cuff rubber gloves
Mechanical pencils
Medical gauze
Microcentrifuge tube			100 ul
Microwave oven
Parafilm
Peri dish			internal diameter 60 mm
Pipette tips			1 ml
Plastic film
Plastic Peri dish			Φ36 mm used to cover the empty vial
Point tweezers
Protective work gloves
Re-freezable hard icepacks			26.5×14.5×2.5 cm or larger
Rubber air blower
Snap cutter
Soft drink bottle			500 ml, internal diameter c.a. 65 mm
Sponge stopper
Stainless steel sponges
Tube brush
Vial			Φ34 mm × 90 mm