Summary
Das Modell der intrapulmonalen Trachealtransplantation (IPTT) ist wertvoll für die Untersuchung der obliterativen Atemwegserkrankung (OAD) nach Lungentransplantation. Es bietet Einblicke in das lungenspezifische immunologische und angiogene Verhalten bei der Atemwegsobliteration nach Allotransplantation mit hoher Reproduzierbarkeit. Hier beschreiben wir das IPTT-Verfahren und die zu erwartenden Ergebnisse.
Abstract
Die intrapulmonale Trachealtransplantation (IPTT) wird als Modell für obliterative Atemwegserkrankungen (OAD) nach Lungentransplantation verwendet. Dieses Modell, das ursprünglich von unserem Team berichtet wurde, hat sich aufgrund seiner hohen technischen Reproduzierbarkeit und Eignung für die Untersuchung immunologischer Verhaltensweisen und therapeutischer Interventionen in der Untersuchung von OAD durchgesetzt.
Im IPTT-Modell wird ein Nagetier-Trachealtransplantat durch das Rippenfell direkt in die Lunge des Empfängers eingeführt. Dieses Modell unterscheidet sich von der heterotopen Trachealtransplantation (HTT), bei der Transplantate in subkutane oder omentale Stellen transplantiert werden, und vom orthotopen Trachealtransplantationsmodell (OTT), bei dem die Spenderluftröhre die Luftröhre des Empfängers ersetzt.
Die erfolgreiche Umsetzung des IPTT-Modells erfordert fortgeschrittene anästhetische und chirurgische Fähigkeiten. Zu den Anästhesiefähigkeiten gehören die endotracheale Intubation des Empfängers, die Einstellung geeigneter Beatmungsparameter und die zeitlich angemessen abgestimmte Extubation nach der Genesung von der Anästhesie. Chirurgische Fähigkeiten sind unerlässlich für die präzise Platzierung des Transplantats in der Lunge und für eine effektive Abdichtung des viszeralen Rippenfells, um Luftleckagen und Blutungen zu verhindern. In der Regel dauert der Lernprozess ca. 2 Monate.
Im Gegensatz zu den HTT- und OTT-Modellen entwickelt der Allotransplantat-Atemweg im IPTT-Modell eine Atemwegsobliteration in der relevanten Lungenmikroumgebung. Dies ermöglicht es den Forschern, lungenspezifische immunologische und angiogene Prozesse zu untersuchen, die an der Verödung der Atemwege nach einer Lungentransplantation beteiligt sind. Darüber hinaus ist dieses Modell auch insofern einzigartig, als es tertiäre lymphatische Organe (TLOs) aufweist, die auch in menschlichen Lungentransplantaten zu finden sind. TLOs bestehen aus T- und B-Zellpopulationen und zeichnen sich durch das Vorhandensein hoher endothelialer Venolen aus, die die Rekrutierung von Immunzellen steuern. Daher spielen sie wahrscheinlich eine entscheidende Rolle bei der Annahme und Abstoßung von Transplantaten. Wir kommen zu dem Schluss, dass das IPTT-Modell ein nützliches Werkzeug ist, um intrapulmonale Immun- und profibrotische Signalwege zu untersuchen, die an der Entwicklung der Atemwegsobliteration im Lungentransplantat-Allotransplantat beteiligt sind.
Introduction
Die Lungentransplantation hat sich als wirksame Behandlung für Patienten mit Atemwegserkrankungen im Endstadium etabliert. Die mediane Überlebensrate für Empfänger menschlicher Lungentransplantate beträgt jedoch nur etwa 6 Jahre, wobei die Entwicklung einer obliterativen Bronchiolitis (OB), einer Art obstruktiver Atemwegserkrankung (OAD), eine der Haupttodesursachen nach dem ersten Jahr nach der Transplantation ist1.
Mehrere Tiermodelle wurden verwendet, um den Mechanismus zu untersuchen, der OAD zugrunde liegt. Ein solches Modell ist das Modell der heterotopen Trachealtransplantation (HTT)2. Bei diesem Modell werden Trachealtransplantate in das Unterhautgewebe oder Omentum des Empfängers implantiert. Es kommt zu einem Ischämie-induzierten Verlust von Trachealtransplantat-Epithelzellen, gefolgt von alloreaktiver Lymphozyteninfiltration und Apoptose von Spenderepithelzellen. Fibroblasten und Myofibroblasten wandern um die Luftröhre herum und produzieren eine extrazelluläre Matrix. Schließlich kommt es zu einer vollständigen fibrösen Verödung des Atemwegslumens. Das HTT-Modell ist technisch einfach, bietet eine In-vivo-Umgebung und bietet eine hohe Reproduzierbarkeit.
Ein weiteres Modell zur Untersuchung von OAD ist das Modell der orthotopen Trachealtransplantation (OTT) der Ratte, bei dem Trachealtransplantate in die Luftröhre des Empfängers eingesetzt werden, um die physiologische Beatmung aufrechtzuerhalten3. In diesem Modell führt die Ischämie-induzierte Depletion von Spenderepithelzellen dazu, dass diese durch Empfängerepithelzellen in der Luftröhre ersetzt werden, wodurch ein ungehinderter Atemweg entsteht, der von einer moderaten Fibrose begleitet wird. Obwohl diese Modelle zum Verständnis der Atemwegsobliteration nach Lungentransplantation beigetragen haben, haben sie Einschränkungen in Bezug auf die Rekapitulation der Lungenparenchymmikroumgebung.
Unsere Forschungsgruppe führte das Modell der intrapulmonalen Trachealtransplantation (IPTT) der Ratte ein, bei dem Trachealtransplantate in die Empfängerlunge implantiert werden4 (Abbildung 1). Das IPTT-Modell zeigt eine fibröse Verödung des Atemwegslumens in der Mikroumgebung der Lunge. Darüber hinaus wurde es erfolgreich bei Mäusen angewendet, die technisch anspruchsvoller sind als Ratten-IPTT 5,6,7,8,9,10. Diese Anpassung des murinen IPTT-Modells ermöglichte es uns, tiefer in die komplizierten Details der lungenimmunologischen Umgebung von OAD nach Lungentransplantation mit transgenen Mäusen einzutauchen.
Das IPTT-Modell verfügt über einige einzigartige Funktionen. Eine davon ist die Neoangiogenese, die durch die Lungenzirkulation begünstigt wird und eine entscheidende Rolle bei der Verödung der Atemwege spielt 4,10. Darüber hinaus weist das IPTT-Modell lymphatische Aggregate auf, von denen einige hohe endotheliale Venolen aufweisen, die peripheres Knotenadressin exprimieren, was darauf hindeutet, dass es sich um tertiäre lymphatische Organe (TLOs) handelt7,8. TLOs ähneln Lymphknoten und bestehen aus T-Zellen, B-Zellen und häufig einem Keimzentrum, das von follikulären dendritischen Zellen begleitet wird11,12. TLOs wurden bei verschiedenen chronisch entzündlichen Erkrankungen, einschließlich der Obliteration der Atemwege, beschrieben, so dass das IPTT-Modell für die Untersuchung der Rolle von TLOs bei der Verödung der Atemwege geeignet ist 7,8,11,12,13. In dieser Arbeit wird die Methodik des murinen IPTT-Modells vorgestellt, mit dem Ziel, Forscher mit diesem Modell vertraut zu machen und weitere Untersuchungen zur Atemwegsverödung nach Lungentransplantation zu ermöglichen.
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Protocol
Alle Tiere wurden gemäß den Richtlinien des Canadian Council on Animal Care im Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren behandelt. Das Versuchsprotokoll wurde vom Animal Care Committee des Toronto General Hospital Research Institute, University Health Network, genehmigt.
1. Spender-Chirurgie
HINWEIS: BALB/c-Mäuse werden als Beispiel für Spender für das Experiment verwendet. Alle Eingriffe müssen mit einer sterilen Technik durchgeführt werden.
- Notieren Sie vor dem Eingriff das Gewicht jeder Maus.
- Euthanasieren Sie die Maus mit einer CO2 - Kammer.
- Sobald der Tod bestätigt ist, positionieren Sie die Maus in Rückenlage und sichern Sie die Gliedmaßen mit Klebeband.
- Bereiten Sie den Operationsbereich vor, indem Sie ihn mit 70%igem Isopropylalkohol sterilisieren.
HINWEIS: Bei Bedarf und wie von der örtlichen Tierethikkommission empfohlen, schneiden Sie das Fell von der Einschnittsstelle ab. - Machen Sie einen Mittellinienschnitt auf der Haut, beginnend am Mittelbauch bis zur vorderen Halsregion.
- Greifen Sie auf die Luftröhre zu, indem Sie die Fettpolster vorsichtig zurückziehen, die Bandmuskeln seitlich bewegen und die Luftröhre vom umgebenden Bindegewebe trennen. Verwende eine Pinzette, um Platz zwischen der Luftröhre und der Speiseröhre zu schaffen.
- Heben Sie das Xiphoid an und schneiden Sie das Zwerchfell durch.
- Heben Sie das Brustbein an und sorgen Sie für einen freien Weg vom Brustbein in die Halsregion, indem Sie ein Hämostat einführen. Klemmen Sie den Brustkorb auf beiden Seiten und schneiden Sie durch das Brustbein, wobei Sie sich durch die Nackenmuskulatur nach oben erstrecken.
- Entfernen Sie den Thymus und jegliches Fett oder Muskel, das die Luftröhre blockiert, um die Trachealverzweigung freizulegen.
- Durchtrennen Sie beide Hauptbronchien und trennen Sie vorsichtig die Atemwege von der Speiseröhre.
- Schneiden Sie den Kehlkopf ab und entfernen Sie ihn.
- Besprühen Sie die präparierte Luftröhre mit steriler Kochsalzlösung oder Konservierungslösung mit steriler Gaze, die in steriler Kochsalzlösung oder Konservierungslösung getränkt ist, und legen Sie sie auf Eis, um ihre Lebensfähigkeit zu erhalten.
2. Operation des Empfängers
HINWEIS: C57BL/6-Mäuse werden als Beispiel für Empfänger für das Experiment verwendet.
- Verabreichen Sie Buprenorphin mit verzögerter Freisetzung subkutan in einer Dosis von 1 mg/kg am Morgen des Operationstages.
- Eine Anästhesie in einer Induktionskammer mit 5%igem Isofluran einleiten.
- Sobald die Maus leicht betäubt ist, wird intraperitoneal ein Cocktail aus (0,1 mg/g) Xylazin und (0,01 mg/g) Ketamin injiziert.
- Bringen Sie die Maus mit 2-3% Isofluran in die Induktionskammer zurück.
- Rasieren Sie das Fell an der Operationsstelle. Außerdem ist Bupivacain als Linienblock subkutan entlang der geplanten Einschubstelle in einer Dosis von 7 mg/kg zu verabreichen.
- Vergewissern Sie sich, dass vor der orotrachealen Intubation keine Reflexreaktion auf ein Einklemmen des Zehs vorliegt. Die Maus wird orotracheal mit einem 20-G-intravenösen Katheter intubiert und an ein Beatmungsgerät mit einem Tidalvolumen von 500 μl, einer Atemfrequenz von 120 bpm, 100 % Sauerstoff und 2 % Isofluran angeschlossen. Verwenden Sie einen Ständer mit einer Klemme an der Zunge und halten Sie das Tier in vertikaler Position mit ausgestrecktem Hals, um diesen Vorgang zu erleichtern.
- Aktivieren Sie ein Heizkissen und positionieren Sie die Maus in einer rechten Seitenposition auf dem Pad, wobei der Kopf vom Chirurgen weg und der Schwanz zum Chirurgen zeigt (Abbildung 2). Befestigen Sie die Gliedmaßen mit Klebeband. Tragen Sie Tiersalbe auf die Augen auf, um Trockenheit während der Narkose zu verhindern.
- Schrubben Sie den Operationsbereich mit 7,5 % Povidonjod, sterilisieren Sie mit 70 % Isopropylalkohol und schrubben Sie erneut mit 10 % Povidonjod. Legen Sie sterile OP-Abdecktücher an, um den Operationsbereich abzudecken.
- Während dieser Zeit wird die Spendertrachea in einen intravenösen 16-G-Katheter geladen (Abbildung 3C,D).
- Verwenden Sie ein Skalpell, um einen Schnitt in die Haut des Empfängers zu machen und den Muskel und das Bindegewebe zu verätzen.
- Öffnen Sie den fünften oder sechsten Zwischenrippenraum und halten Sie den Brustkorb mit zwei Retraktoren offen.
- Sezieren Sie das untere Lungenband mit Wattestäbchen und einer Schere.
- Simulieren Sie die Erstellung des Signalwegs für die Spendertrachea (Abbildung 3G,H).
- Sichern Sie den Auslassschlauch des Beatmungsgeräts, indem Sie ihn teilweise mit einem Drei-Wege-Absperrhahn verschließen, um das Aufblasen der linken Lunge zu erleichtern.
- Schaffen Sie einen Pfad, indem Sie den linken Lungenflügel mit einer 20-G-Nadel punktieren. Sicherstellen, dass die Einstichtiefe in etwa der Länge des Tracheal-Allotransplantats entspricht. Wählen Sie die Einstichstelle am Lungenrand aus (wie in Abbildung 3I dargestellt) und stellen Sie sicher, dass der Weg parallel zur Tischplatte verläuft (wie in Abbildung 3J durch einen blauen Kreis gekennzeichnet).
HINWEIS: Ein nach oben gerichteter Einführwinkel führt zu einer Durchdringung der Pleuraschicht, während ein tieferer Winkel zu Blutungen aus großen Gefäßen führen kann (wie in Abbildung 3J durch rote Kreuze gekennzeichnet). - Führen Sie den intravenösen 16-G-Katheter in die linke Lunge ein und extrudieren Sie die Spenderluftröhre in die linke Lunge. Nach dem Einsetzen des Tracheal-Allotransplantats wird der Drei-Wege-Absperrhahn freigegeben, um einen ungehinderten exspiratorischen Fluss durch den Ausflussschlauch zu ermöglichen.
- Verschließen Sie die Pleura-Injektionsstelle mit einem Clip (Abbildung 3K,L). Positionieren Sie den Clip genau auf der Einstichstelle, wobei die Kante so ausgerichtet ist, dass sie der Kontur des Lungenrandes entspricht (gekennzeichnet durch den blauen Kreis in Abbildung 3L).
HINWEIS: Eine falsche Position für die Clip-Stelle kann zu einer unwirksamen Abdichtung und Luftleckagen führen, während eine unzureichende Cliptiefe dazu führen kann, dass sich der Clip nach der Operation löst (wie durch die roten Kreuze in Abbildung 3L dargestellt). - Füllen Sie die Brusthöhle mit Kochsalzlösung und nehmen Sie die Kochsalzlösung mit einer Gaze auf.
- Den linken Lungenflügel wieder aufblasen und die Rippen mit einer Laufnahttechnik verschließen.
- Schließen Sie den Muskel und die Haut mit unterbrochenen Nähten.
- Verabreichen Sie Meloxicam Analgetikum subkutan in einer Dosis von 5 mg/kg am Ende der Operation.
- Beobachten Sie die Empfängermaus, bis sie wach ist. Entfernen Sie dann den Trachealtubus und setzen Sie die Empfängermaus in einen Käfig.
HINWEIS: Die Empfängermäuse sollten einzeln untergebracht werden. - Verabreichen Sie Meloxicam (5 mg/kg) einmal täglich als subkutane Injektion, beginnend 24 Stunden nach der Operation und 3 Tage postoperativ.
3. Entnahme von Proben von Empfängermäusen
- Eine Anästhesie in einer Induktionskammer mit 5%igem Isofluran einleiten.
- Vergewissern Sie sich, dass vor der orotrachealen Intubation keine Reflexreaktion auf das Einklemmen der Zehen vorliegt. Die Intubationsmethode und die Einstellung des Beatmungsgeräts sind die gleichen wie bei der Empfängerchirurgie.
- Positionieren Sie die Maus in Rückenlage und sichern Sie die Gliedmaßen.
- Bereiten Sie den Operationsbereich vor, indem Sie ihn mit 70%igem Isopropylalkohol sterilisieren.
- Machen Sie einen Mittellinienschnitt auf der Haut, beginnend am Mittelbauch bis zur vorderen Halsregion.
- Die Maus wird mit einer 1-ml-Spritze, die an eine 25-G-Nadel angeschlossen ist, über die untere Hohlvene exsanguiniert, was zu einer Euthanasie führt.
- Öffnen Sie den Brustkorb und greifen Sie wie bei einer Spendermaus auf die Luftröhre zu. Binden Sie die Luftröhre mit 7-0 Seide um den Intubationsschlauch zusammen.
- Entferne die Thymusdrüse, das Fett und die Muskeln, um das Herz freizulegen.
- Durchtrennen Sie den linken Vorhof, den rechten Vorhof und die untere Hohlvene. Die Lunge wird mit 3 ml steriler Kochsalzlösung über die rechte Herzkammer durchblutet.
- Für die histologische Analyse wird die Lunge über einen Intubationsschlauch mit 10% Formalin aufgeblasen.
- Extubieren Sie den Beatmungsschlauch und binden Sie die Luftröhre mit 7-0 Seide ab.
- Teilen Sie den Kehlkopf und die Speiseröhre. Ziehen Sie sie in eine untere Richtung und extrahieren Sie dann den Herz- und Lungenblock, indem Sie ihn in 10% Formalin geben.
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Representative Results
Basierend auf unserer Erfahrung erfordert die Beherrschung dieses Modells in der Regel eine ca. 2-monatige Schulung. Sobald die Beherrschung erreicht ist, dauern die Spenderverfahren in der Regel 15 Minuten, während die Empfängerverfahren etwa 30 Minuten dauern. Die erwartete Sterblichkeitsrate für einen geschulten Bediener liegt bei 0 %.
In Abbildung 4A weist ein Tracheal-Allotransplantat eine vollständige Obstruktion mit fibroblastischem Gewebe auf, und die Epithelzellen sind sichtbar zerstört. Umgekehrt bleibt in Abbildung 4B ein Trachealisotransplantat patent, und die Epithelzellen bleiben erhalten.
Abbildung 5 zeigt eine Lunge, in die das Tracheal-Allotransplantat transplantiert wurde, und zeigt das Vorhandensein von lymphatischen Aggregaten.
Abbildung 1: Diagramm des intrapulmonalen Trachealtransplantationsmodells der Maus. Ein Tracheal-Allotransplantat wird aus einer Spendermaus entnommen. Das Tracheal-Allotransplantat wird in einen Katheter geladen. Das Tracheal-Allotransplantat wird in die Lunge eines Empfängers transplantiert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Position des Empfängers während der Operation. Die Maus wird in eine rechte seitliche Dekubitusposition gebracht. Der Kopf der Empfängermaus ist vom Chirurgen weg ausgerichtet und der Schwanz zeigt zum Chirurgen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Katheter für die Trachealeinführung und Darstellung der Einführungsrichtung des Trachealtransplantats. (A) Der Katheter für die Trachealeinführung. Der äußere Katheter hat eine scharfe Spitze (links), während der innere Katheter eine stumpfe Spitze hat (rechts). (B) Kombination von äußeren und inneren Kathetern. Der innere Katheter ragt leicht aus dem äußeren Katheter heraus. (C,D) Laden der Spenderluftröhre in den Katheter. Die rote Klammer zeigt das Trachealtransplantat an. (E) Trachealtransplantat im Katheter. Die rote Klammer zeigt das Trachealtransplantat an. (F) Extrudieren des inneren Trachealtransplantats unter Verwendung des inneren Katheters als "Pusher". Die rote Klammer zeigt das Trachealtransplantat an. (G, H) Simulation der Richtung für die Platzierung des Trachealtransplantats. (I,J) Erstellen des Pfades mit einer 22-G-Nadel. Die Tiefe sollte der Länge eines Tracheal-Allotransplantats sehr nahe kommen. Die Richtung der Nadel sollte entgegengesetzt zum Chirurgen und parallel zur Tischplatte verlaufen. Die richtige Einstichstelle wird durch den roten Punkt gekennzeichnet. Der passende Einsteckwinkel wird durch den blauen Kreis angezeigt. Falsche Winkel werden durch rote Kreuze angezeigt. (K,L) Verschließen der Pleura-Injektionsstelle mit einem Clip. Schwarze Linien stellen Clips dar. Der rote Punkt stellt die Einstichstelle dar. Der blaue Kreis zeigt den korrekten Clipping-Punkt an. Rote Kreuze kennzeichnen falsche Clipping-Punkte. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Histopathologie 28 Tage nach der Lungentransplantation. (A) H&E (links) und Masson's Trichrome (rechts) gefärbte Bilder eines Tracheal-Allotransplantats (Spender: BALB/c, Empfänger: C57BL/6). Das Lumen des Allotransplantats ist mit Kollagen und fibrösem Gewebe bedeckt, das durch Masson-Trichrom (schwarze Pfeilspitze) blau gefärbt ist. Außerdem sind die Epithelzellen verloren gegangen (blaue Pfeilspitzen). (B) H&E (links) und Masson's Trichrome (rechts) gefärbte Bilder eines Trachealisotransplantats. Im Gegensatz zum Allotransplantat bleibt das Lumen des Isotransplantats (Donor, Recipient: C57BL/6) offen und die Epithelzellen bleiben erhalten. Gefärbtes Gewebe ist Schleim. Maßstabsbalken = 500 μm. Abkürzung: H&E = Hämatoxylin und Eosin. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Lymphoide Aggregate in der Lunge mit dem transplantierten Tracheal-Allotransplantat. (A) H&E-gefärbtes Bild einer Lunge mit einem transplantierten Tracheal-Allotransplantat in situ. Im Lungengewebe werden lymphatische Aggregate (schwarze Pfeile) beobachtet. Maßstabsbalken = 500 μm. (B) Immunfluoreszenzbild eines lymphatischen Aggregats, das das Vorhandensein von B-Zellen (B220, rot), T-Zellen (CD3, grün) und Zellkernen (DAPI, blau) hervorhebt. Maßstabsbalken = 100 μm. Abkürzungen: H&E = Hämatoxylin und Eosin; DAPI = 4',6-Diamidino-2-phenylindol. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Das murine IPTT-Verfahren umfasst kritische Schritte. In Bezug auf die Anästhesie ist der erste entscheidende Schritt die endotracheale Intubation. Es ist wichtig, die Maus mit den Beinen auf dem Tisch auf einer angemessenen Höhe zu halten, um die Stimmbänder sichtbar zu machen und eine sofortige Intubation zu ermöglichen. Darüber hinaus ist eine sorgfältige Einstellung des Atemvolumens und des positiven endexspiratorischen Drucks (PEEP) erforderlich. Typischerweise sind ein Atemvolumen von 500 μl und ein PEEP von 2cmH2Ofür Mäuse mit einem Gewicht von 25-30 g ausreichend. Bei größeren Empfängermäusen kann es jedoch zu "Schluckauf"-Episoden kommen, die auf Sauerstoffmangel hindeuten. In solchen Fällen kann es notwendig sein, das Atemvolumen (PEEP) zu erhöhen und den Exspirationsschlauch vorübergehend zu klemmen, um die Lunge zu rekrutieren. Wenn der Schluckauf anhält, sollte die Tiefe des Trachealtubus angepasst werden. Schließlich ist der Zeitpunkt der Extubation des Trachealtubus entscheidend, und die Bestätigung der Atemfrequenz des Empfängers ist unerlässlich, um eine ausreichende Genesung zu gewährleisten. Andernfalls kann es zu einer Mortalität nach der Extubation kommen.
Für den chirurgischen Eingriff ist die richtige Platzierung der transplantierten Luftröhre entscheidend. Die Simulation der richtigen Nadelrichtung ist notwendig, um das Trachealtransplantat genau zu positionieren (Abbildung 3G). Wenn der Weg zu flach ist, kann das Trachealtransplantat in die Pleura eindringen, während ein zu tiefes Einführen zu einer Perforation der Lungengefäße und schweren Blutungen führen kann. Ein weiterer wichtiger Schritt ist die Sicherstellung einer genauen Abdichtung des Einführpunkts durch die sichere Fixierung des Pleuraschnitts, in den das Tracheal-Allotransplantat eingeführt wurde, mit einem Edelstahlclip (Abbildung 3H). Eine unzureichende Abdichtung kann zu Luftleckagen führen, die nach dem Verschluss des Brustkorbs zum Tod des Empfängers führen können.
Das IPTT-Modell bietet zwar einige Vorteile, wie z. B. relative Einfachheit, hohe Reproduzierbarkeit und eine immunologische Umgebung, die der bei einer Lungentransplantation ähnelt, weist jedoch einige Einschränkungen auf. Tracheal-Allotransplantate im IPTT-Modell unterscheiden sich von der klinischen Situation, in der OB in den kleinen Atemwegen auftritt. Darüber hinaus ist in diesem IPTT-Modell des Haupthistokompatibilitätskomplexes (MHC) das Trachealallotransplantat vollständig mit fibroblastischem Gewebe verschlossen, was im Gegensatz zur klinischen OAD steht, bei der der fibroblastische Gewebeverschluss in der Regel partiell ist. Um dieses Problem zu lösen, könnte eine andere Stammkombination (geringfügige oder andere größere Fehlanpassung) für IPTT verwendet werden (abhängig von der beabsichtigten Studie), da sie im Vergleich zur BALB/c-zu-C57BL/6-Kombination zu einer milderen Alloimmunantwort und einem milderen fibroblastischen Gewebeverschluss führen könnte. Uns sind keine veröffentlichten Studien bekannt, die verschiedene Sortenkombinationen untersuchen, so dass diese Möglichkeit empirisch geprüft werden müsste.
Schließlich handelt es sich um ein nicht vaskularisiertes Transplantat, ähnlich wie bei den HTT- und OTT-Modellen. Um diese Einschränkung zu beheben, kann eine orthotope Lungentransplantation (OLT) eingesetzt werden14. Die Entwicklung der OAD-ähnlichen Pathologie war jedoch im Maus-OLT-Modell variabel 15,16,17. Angesichts der relativen Einfachheit und Reproduzierbarkeit des IPTT-Modells im Vergleich zur OLT ist es nach wie vor ein sinnvolles Modell, um die Mechanismen der transplantationsbedingten OAD zu untersuchen. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass das IPTT-Modell als nützliches Forschungsmodell für die Untersuchung intrapulmonaler Immun- und profibrotischer Signalwege dient, die an der Entwicklung der Atemwegsobliteration nach Lungentransplantation beteiligt sind.
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Disclosures
Die Autoren dieses Manuskripts haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.
Acknowledgments
Die Autoren danken Jerome Valero für die Bearbeitung dieses Manuskripts. Abbildung 1 und Abbildung 3I,J,L wurden mit BioRender.com erstellt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BALB/cJ | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Donor |
| BD 1 mL Syringe | Becton Dickinson | 309659 | |
| BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide |
Becton Dickinson | 305122 | |
| Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture | Bovie | DEL1 | |
| C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Recipient |
| Dumont #5/45 Forceps | F·S·T | 11251-35 | |
| Ethicon Ligaclip Multiple -Clip Appliers- | Ethicon | LX107 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | F·S·T | 11150-10 | |
| Glover Bulldog Clamp | Integra | 320-127 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats | F·S·T | 13009-12 | |
| Horizon Titanium Ligating Clips | Teleflex | 001201 | |
| Leica M651 Manual surgical microscope for microsurgical procedures | Leica | ||
| Magnetix Fixator with spring lock | CD+ LABS | ACD-001 | |
| Microsurgical Scissor | Jarit | 277-051 | |
| Mouse and Perinatal Rat Ventilator Model 687 | Harvard | 55-0001 | |
| Perfadex Plus | XVIVO | 19850 | |
| Retractor Tip Blunt - 2.5 mm | CD+ LABS | ACD-011 | |
| small animal table | CD+ LABS | ACD-003 | |
| Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Double Armed | Covidien | VP702X | |
| Systane ointment | Alconn | 1444062 | |
| System Elastomer | CD+ LABS | ACD-007 | |
| Terumo Surflo IV Catheter, 20 G x 1 in | Terumo Medical Corporation | SR-OX2025CA | |
| VMT table Top | benson | 91803300 |
References
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