Name: Een Mimic van de tumor micro: Een eenvoudige methode voor het genereren van verrijkte celpopulaties en Onderzoeken intercellulaire communicatie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-20T08:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 52 s
Description: Leer een eenvoudige in vitro cocultuurmethode om de tumor-micro-omgeving te imiteren en celpopulaties te verrijken. Deze techniek onderzoekt intercellulaire communicatie zonder stressvolle fluorescentie-labeling.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dit onderzoek werd ondersteund door subsidies van de New Jersey Commission on Cancer Research (Pre-Doctoral Fellowship DFHS13PPCO17), de National Institutes of Health (CA049062) en de National Aeronautics and Space Administration (NNX15AD62G).

1. Bereiding van Cultuur Media en cellen <ol><li> Bereid 500 ml Eagle&#39;s minimaal essentieel medium aangevuld met 12,5% (vol / vol) hitte-geïnactiveerd foetaal runderserum (FBS), 2 mM L-alanyl-L-glutamine en 100 eenheden penicilline en 100 pg streptomycine per ml. LET OP: Het groeimedium en toeslag (s) kan eenvoudig worden verwisseld voor de groei eisen van de andere cel stammen of cellijnen. </li><li> Bereid 70 pi celkweekmedium voor elke insert (6 putjes insert): Eagle&#39;s minimaal essentieel medium aangevuld met 50% (vol / vol) door warmte geïnactiveerd FBS, 2 mM L-alanyl-L-glutamine en 100 eenheden penicilline en 100 pg streptomycine per ml. OPMERKING: Het medium wordt aangevuld met 50% FBS om celhechting aan de onderzijde (dat wil zeggen, onderzijde) van het inzetstuk te vergemakkelijken. Het groeimedium en toeslag (s) kan eenvoudig worden verwisseld voor de groei eisen van de andere cel stammen of cellijnen. </li><li>Bereid een celsuspensie van de cellen bestemd om te worden uitgeplaat op de onderkant van het inzetstuk. OPMERKING: Hier werden de resultaten verkregen met AG1522 normale menselijke fibroblasten gekweekt in 75 cm2 celkweekkolven en deze cellen zal dus de focus van beschrijving van de bereiding celsuspensie te zijn. </li><li> Om cellen te verzamelen, verwijder het groeimedium en was de cel monolaag met 2 x 5 ml 1x fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS). </li><li> Verwijder de PBS en verdeel 1 ml 0,25% (vol / vol) trypsine met 2,21 mM ethyleendiaminetetraazijnzuur (EDTA), vooraf verwarmd tot kamertemperatuur (RT) over de cellen gedurende 2 minuten bij RT (kamertemperatuur). </li><li> Quench trypsine activiteit 9 ml compleet kweekmedium (bereid in stap 1.1) en laat cellen door voorzichtig pipetteren de celsuspensie over het oppervlak van de kolf 10x. </li><li> Bepaal de cel concentratie met behulp van een hemocytometer of elektronische teller en pipet de celsuspensie volume dat zal provide 250.000 cellen per inzetstuk in een steriele 15 ml centrifugebuis. </li><li> Pellet de celsuspensie door centrifugeren (800 x g, 2 min). Suspendeer de celpellet met groeimedium (bereid in stap 1,2) tot een concentratie van 250.000 cellen per 70 ul maken. OPMERKING: celkweek permeabele microporeuze membraan inserts is gebaseerd op 2D substraten wordt zaaien van cellen op soortgelijke wijze uitgevoerd, behalve de cellen eerst worden gesuspendeerd in medium dat 50% (vol / vol) FBS om bevestiging te vergemakkelijken. </li></ol> 2. Voorbereiding van Inserts OPMERKING: Om ervoor te zorgen steriele omstandigheden, het werk in een laminaire stroming bioveiligheidskast gewijd aan de celkweek. <ol><li> Select inzetstukken met een membraan poriegrootte van 0,4 pm, 1 pm of 3 pm (bepaald volgens de experimentele belang (en), de poriegrootte kan worden gebruikt om de rol van verschillende vormen van intercellulaire communicatie staand). Attentie: de 0.4 micrometer porie is small genoeg om de vorming van functionele gap junctions tussen cellen beperken aan weerszijden van het inzetstuk membraan en kan worden gebruikt om intercellulaire communicatie van uitgescheiden factoren te bestuderen. Dat het 1 urn en 3 urn poriën groot genoeg om de vorming van functionele gap juncties laten en kan worden gebruikt om intercellulaire communicatie zowel gap junctions en uitgescheiden factoren te bestuderen. </li><li> Verwijderen individuele inserts uit de verpakking en het in een gelijke grootte met meerdere putjes. LET OP: er wordt zijn beschikbaar met verschillende membraanoppervlak gebieden om specifieke behoeften te passen (bijvoorbeeld 6-well, 12-well, en een 24-well inserts.). Hier werden de resultaten verkregen met de 6-well insert, en dus de focus van het model beschrijving. </li><li> Dek de schaal af met het wisselplaten met de schotel deksel. Houd de multi-well schotel met beide handen voorzichtig omkeren de schotel zodanig dat het inzetstuk bodems (dat wil zeggen, de onderkant) zijn nu naar boven. </li><li> Verwijder the bodem van de multi-putjes, waardoor de onderzijde van de inzetstukken. Werken met een insert in een tijd, gebruik dan een steriel pincet en voorzichtig houd de insert in plaats. Met de vrije hand, gebruik dan een pipet met een brede mond tip tot 70 ul van de celsuspensie (bereid in stappen 1,3-1,8) te trekken, met 250.000 cellen. </li><li> De cellen bord, plaats de pipetpunt voorzichtig op het midden van het membraan inzetstuk en langzaam de pipet 70 pi celsuspensie terwijl langzaam de pipetpunt rond het oppervlak van het membraan. Zorg ervoor dat u de pipet tip en celsuspensie uit te breiden tot de rand van het inzetstuk. OPMERKING: Wat betreft de rand van het inzetstuk kan leiden capillaire spanning van de celsuspensie die naar de cellen uitdroging tijdens de bevestiging. </li><li> Herhaal dit voor de resterende inserts, met zorg worden uitgeoefend niet direct over de blootgestelde inserts werken om mogelijke bacteriële besmetting te voorkomen. </li><li> Voorzichtig de terugkeer van de multi-wellschotel beneden om de inzetstukken te dekken. Het houden van de schaal met inserts omgekeerde incuberen in een bevochtigde atmosfeer van 5% (vol / vol) CO 2 bij 37 ° C gedurende 30-45 min. Opmerking: Als de celsuspensie op de insteekcontacten de bodem van de put, til de schotel bodem en rust deze op de rand van de schaal boven, zodat het vormt een kleine hoek en maakt een grotere afstand tussen het oppervlak van de schaal en de onderzijde van de inzetstukken (waar de cellen worden). Dit voorkomt dat de cellen hechten aan het oppervlak van de putjes in plaats van het inzetstuk. </li><li> Na de 30-45 min incubatietijd, verwijder voorzichtig het schaaltje met de inserts en plaats deze in de laminaire stroming bioveiligheidskast. </li><li> Met twee handen en houden van de schaal deksel vast voorzichtig opnieuw omkeren van de schotel, zodat de onderzijde van de inzetstukken met de aangehechte cellen nu geconfronteerd beneden. </li><li> Langzaam en voorzichtig voeg 2 ml (1 ml voor 3 micrometer porie voegt naar migrati voorkomenop van cellen door de poriën insert) voorverwarmde compleet medium (zie stap 1,1) aan elk putje zodat de bodem van het inzetstuk is ondergedompeld. </li><li> Na het toevoegen van groeimedium in alle putjes die inserties, zet de schaal terug in de bevochtigde incubator. </li><li> Laat de inzetstukken ongestoord blijven in de incubator gedurende 48 uur. Na 48 uur, voeden de cellen door het opzuigen 2 ml van medium vanaf de bodem van de put en het toevoegen van 2 ml vers groeimedium. </li><li> Na toevoeging van vers medium aan de bodem van de put, zaad 1 ml van de tweede celpopulatie suspensie (~ 250.000 cellen / ml) aan de bovenzijde van het inzetstuk, dat reeds de eerste celpopulatie groeien op de onderzijde (deze experimenten, AG1522 (controle) cellen of kanker (experimenteel) cellen worden uitgeplaat op de bovenkant van de inserts, die al AG1522-cellen, bestemd voor CAF worden, groeien op de onderzijde van de inserts). Zet de schaal terug in de bevochtigde incubator. LET OP: Als het werking met cellen die niet goed hechten aan de bodem van het inzetstuk, kunnen deze cellen ook worden gekweekt op de bovenzijde van het inzetstuk. </li><li> Verander het medium bij 24, 72 en 96 uur na het enten van de tweede populatie van cellen aan de bovenzijde van het inzetstuk door opzuigen van het medium boven het inzetstuk en de bodem van de put. Voorzichtig voeg 1 ml vers medium aan de bovenzijde van het inzetstuk en 2 ml aan de bodem van de put. Laat de twee celpopulaties in co-cultuur blijven aan weerszijden van het permeabele microporeuze membraan inzetstuk voor 120 uur. </li></ol> 3. Het verzamelen van Cellen van Insert door behandeling met trypsine OPMERKING: Naast het gemak van het verkrijgen verrijkte celpopulaties, het inzetstuk TME model maakt het ook mogelijk voor soortgelijke experimentele behandelingen (bijvoorbeeld incubatie met chemicaliën, blootstelling aan zuurstof omstandigheden die boven of onder omgevingsatmosfeer, ioniserende stralingsbehandeling, etc.) andere in vitro </em&gt; TME co-cultuur modellen. Bovendien kan het permeabele insert gezamenlijke kweek substraat worden geanalyseerd door procedures reeds voor standaard 2D weefselkweek modellen. Bijvoorbeeld kunnen cellen worden geoogst uit elke zijde van het inzetstuk membraan sterk verrijkte populaties te verkrijgen, die vervolgens kan worden gebruikt voor de analyse van eindpunten (bijvoorbeeld in situ immunodetectie, Western blotting) en gekweekt gedurende 36 volgende experimenten. <ol><li> Om cellen te verzamelen, verwijder het inzetstuk van het groeimedium en plaats deze in een 35 mm celkweek schotel met 1 ml PBS. Was de onder- en bovenzijde van het inzetstuk 1x met 1 ml PBS. </li><li> Verwijder de PBS en voeg 200 ul 0,25% (vol / vol) trypsine met 2,21 mM EDTA, voorverwarmd tot kamertemperatuur. <ol><li> Indien het verzamelen van de cellen gegroeid op de onderzijde van het inzetstuk, plaats de trypsine oplossing in de 35 mm schaal en plaats voorzichtig de onderkant van het inzetstuk in de trypsine oplossing gedurende 2 minuten bij kamertemperatuur. </li><li> Indien het verzamelen van de cels geteeld op de bovenzijde van het inzetstuk, plaatst het inzetstuk in een 35 mm schaal en voeg de trypsineoplossing naar de top van het inzetstuk en incubeer gedurende 2 minuten bij kamertemperatuur. </li></ol></li><li> Quench trypsine activiteit door toevoeging van 800 pl compleet groeimedium. <ol><li> Indien het verzamelen van de gekweekte cellen op de bodem van het inzetstuk, voeg het groeimedium op de mm schaal 35 en het verzamelen van de cellen door voorzichtig pipetteren de 1 ml celsuspensie over het oppervlak van het inzetstuk 10x, waarbij het inzetstuk vastgehouden op geringe hoek, zodat de celsuspensie verzameld in de schaal. </li><li> Indien het verzamelen van de cellen van de bovenkant van het inzetstuk, voeg het groeimedium aan de bovenzijde en voorzichtig pipet 1 ml van de celsuspensie over het oppervlak van het inzetstuk 10x. </li></ol></li></ol> 4. Karakterisering van de Cel Zuiverheid door flowcytometrie Opmerking: Om het vermogen van het permeabele microporeuze membraan inserts om de zuiverheid van t handhaven karakteriserenhij twee celpopulaties (dat wil zeggen, boven en onder) gedurende 120 uur, secties 1-3 werden uitgevoerd, met groen fluorescerend eiwit (GFP) gemerkte MDA-MB-231 cellen die zijn uitgeplaat op de bovenzijde van het inzetstuk, en non-GFP-gelabeld AG1522-cellen worden uitgeplaat op de onderkant van 0,4 μm-, 1 μm- of 3 urn poriën inserts. <ol><li> Zodra de cellen van de onderzijde van het inzetstuk verzameld (procedure beschreven in hoofdstuk 3), de pellet celsuspensie door centrifugeren (500 g, 30 sec). </li><li> Verwijder de supernatant en suspendeer de celpellet in 400 gl Hanks &#39;Balanced Salt Solution (HBSS), aangevuld met 1% (vol / vol) FBS. </li><li> Cytometrische analyse uitvoeren op een flowcytometer uitgerust met een 488 nm laser om GFP en een 530/30 banddoorlaatfilter van GFP fotonemissie 37 detecteren wekken. </li><li> Voor cel identificatiedoeleinden gebruiken AG1522 controle celpopulaties om vooruit te passen en zijwaartse verstrooiing spanningen op de flowcytometer. aanpassenhet GFP-kanaal spanning naar de cellulaire autofluorescentie waarde als de onderste detectiegrens voor GFP sein. </li><li> Bepaal venstertijd drempel met behulp van controle cellen. Beoordelen zuiverheid van elke celpopulatie basis van de aanwezigheid van GFP-positieve cellen versus controle. OPMERKING: Een zuivere populatie zou een afspiegeling is van geen GPF-positieve cellen gedetecteerd. </li></ol> 5. Karakterisering van cellen door in situ Immunofluorescentie <ol><li> Na behandeling met trypsine van cellen uit het inzetstuk (zie punt 3), het verzamelen van cellen, plaat 5 x 10 4 cellen in 250 ul groeimedium (zie stap 1.1) op steriele glazen dekglaasjes, en laten hechten gedurende 1 uur in een vochtige atmosfeer van 5% (vol / vol) CO 2 bij 37 ° C incubator. </li><li> Aan het einde van de incubatie, verwijder voorzichtig het schaaltje met het dekglaasje en plaats het in de laminaire stroming bioveiligheidskast. </li><li> Voeg voorzichtig 2 ml voorverwarmde compleet medium (zie stap1,1) aan elke schotel, zodat het dekglaasje wordt ondergedompeld. </li><li> Na toevoeging van groeimedium alle schalen met dekglaasjes terug de schalen in een bevochtigde atmosfeer van 5% (vol / vol) CO 2 bij 37 ° C in een incubator gedurende 48 uur. </li><li> Na 48 uur incubatie, was het monster 3x met PBS en bevestig met 4% (w / v) formaldehyde in PBS gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur. </li><li> Spoel 5x met Tris gebufferde zoutoplossing (TBS: 50 mM Tris-Cl, pH 7,5, 150 mM NaCl) en vervolgens doorlaatbaar met 0,25% (vol / vol) Triton X-100, 0,1% (gew / vol) saponine gedurende 5 minuten bij RT. </li><li> Blok niet-specifieke bindingsplaatsen met 2% (vol / vol) normaal geitenserum (NGS), 1% (gew / vol) runderserumalbumine (BSA), 0,1% (vol / vol) Triton X-100 in TBS (blocking oplossing) gedurende 1 uur bij KT. </li><li> Incubeer met primair antilichaam (anti-Caveolin 1 (CAV1), 1: 1000) in blokkeeroplossing bij 4 ° C overnacht. </li><li> Afwassen ongebonden primaire antilichamen (3x, 5 min / was) met 0,2% NGS (vol / vol), 1% (w / v) BSA, 0,1% (vol / vol) Triton X-100 in TBS (wasoplossing). </li><li> Incubeer met secundaire antilichaam bij kamertemperatuur gedurende 1 uur in het blokkeren van oplossing (zie paragraaf 5.4). </li><li> Afwassen ongebonden secundair antilichaam (3x, 5 min / was) met wasoplossing (zie stap 5.6). </li><li> Mount coverslips op een dia met een anti-fade montage medium met 4 &#39;, 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI), en afdichting met nagellak. </li><li> Acht cellen met een 63x olie vergroting doelstelling op een omgekeerde microscoop uitgerust met een externe lichtbron voor fluorescentie excitatie en beelden vastleggen met een aangesloten digitale camera voor verdere analyse. </li></ol> 6. Karakterisering van cellen door Western Blot NB: De Western blot procedure wordt elders 38 beschreven. Een korte schets wordt hier beschreven: <ol><li> Na losmaken van cellen uit het inzetstuk door behandeling met trypsine (zie punt 3), pellet de celsuspensie door centrifugeren (500 g, 30 sec). </li><li> Verwijder supernatant en schorten de celpellet 2x met 100 pi PBS. </li><li> Verwijder supernatant en lyseren cellen in 50 ul van gemodificeerde radio-immunoprecipitatie assay (RIPA) buffer (Tris pH 7,5 50 mM, NaCl 150 mM, NP40 1% (vol / vol), natriumdeoxycholaat monohydraat (DOC) 0,5% (vol / vol), natriumdodecylsulfaat (SDS) 0,1% (vol / vol)), die protease en fosfatase-inhibitor cocktail. </li><li> Incubeer gedurende 20 min op ijs en gecentrifugeerd bij 19.000 g gedurende 15 min bij 4 ° C. </li><li> Bepaal de concentratie van eiwitten in het supernatant met een optische dichtheid eiwit assay, verenigbaar met de detergentia in RIPA buffer. </li><li> Afzonderlijke eiwitten door natriumdodecylsulfaat-polyacrylamidegelelektroforese (SDS-PAGE) en electroblot op een 0,2 um nitrocellulose membraan. </li><li> Incubeer membranen in TBS bevattende 0,1% (vol / vol) Tween-20 (TBST) en 4% (w / v) afgeroomde melk (blokkeeroplossing) gedurende 60 min en reageren met primaire antilichaam bij 4 ° C overnacht (anti-CAV1, 1: 1000). </li><li> Was membraan 3x met TBST bij kamertemperatuur (5 min / was). </li><li> Incubeer membranen gedurende 30 min in blokkerende oplossing die een anti-muis secundair antilichaam geconjugeerd met mierikswortelperoxidase (HRP) (1: 5000). </li><li> Was membraan 3x met TBST bij kamertemperatuur (5 min / was). </li><li> Visualiseren reactieproducten met behulp van een chemiluminescentie Western blotting detectiesysteem. </li></ol> 7. Karakterisering van intercellulaire communicatie door middel van flowcytometrie OPMERKING: Om het aanpassingsvermogen van het doorlaatbare microporeuze membraan karakteriseren voegt aan verschillende vormen van intercellulaire communicatie (bijvoorbeeld uitgescheiden factoren, gap junctions) te onderzoeken. 1-2,12 secties werden uitgevoerd met niet-fluorescerende AG1522-cellen worden uitgeplaat op de onderkant van 0,4 μm-, 1 μm- of 3 urn poriën inserts. <ol><li> Cultuur non-gelabelde AG1522 cellen in een 35 mm schaal tot 90% samenvloeiing met behulp van medium in paragraaf 1.1 beschreven. </li><li> Rinse 1x cellen met 1 ml HBSS. </li><li> Load cellen met Calcein AM door incubatie van cellen in HBSS dat 30 uM calceïne AM. </li><li> Incubeer gedurende 15 min in een bevochtigde atmosfeer van 5% (vol / vol) CO 2 bij 37 ° C. </li><li> Was cellen 2x met 1 ml HBSS. </li><li> Trypsinize cellen door toevoeging van 200 pi oplossing van 0,25% (vol / vol) trypsine met 2,21 mM EDTA gedurende 2 minuten bij kamertemperatuur. </li><li> Quench trypsine activiteit door toevoeging van 800 pl compleet medium dat 12,5% (vol / vol) FBS. </li><li> Breng cellen in suspensie door herhaalde pipetteren. </li><li> Bepaal celconcentratie met behulp van een hemocytometer of elektronische teller en plaat 250.000 cellen beladen met calceïne AM aan de bovenzijde van inserts die al AG1522 cellen groeien op de onderzijde. </li><li> Incubeer de inzetstukken in een bevochtigde atmosfeer van 5% CO2 bij 37 ° C 6 uur. </li><li> Na 6 uur, laat cellen van de onderzijde van de inserts, zoals beschrevenin hoofdstuk 3. </li><li> Pellet de celsuspensie door centrifugeren (500 g, 30 sec). </li><li> Verwijder de supernatant en suspendeer de celpellet in 400 ui HBSS aangevuld met 1% (vol / vol) FBS. </li><li> Analyseer de cellen op een cytometer uitgerust met een laser en filter kunnen opwekken en detecteren van de emissie van Calcein (496 nm en 516 nm respectievelijk), per fabrikant protocol. </li><li> Voor cel identificatie, gebruik een ongekleurde AG1522 controle celpopulatie om vooruit en zijwaartse verstrooiing spanningen cytometer aan te passen op de stroom. Stel de Calceïne kanaal spanning naar de cellulaire autofluorescentie waarde als de onderste detectiegrens voor Calcein sein. </li><li> Bepaal de bovenste drempelwaarde met behulp van calceïne geladen controle cellen. Beoordelen communicatie per tussenvoegen basis van calceïne-positieve cellen versus controle. </li></ol>

De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende of tegenstrijdige belangen.

De hier beschreven protocol een eenvoudig, flexibel in vitro procedure (figuur 1) die gebruik maakt van een permeabele microporeuze membraan insert te hoog verrijkt afzonderlijke celpopulaties van een co-kweek van cellen heterotypische genereren. Belangrijk is het model geschikt voor het onderzoeken van verschillende wijzen van intercellulaire communicatie. De kritische stappen omvatten het kiezen van de juiste poriegrootte insert specifieke experimentele belang (s), enten van de eerste celpopu...

De tumor micro-omgeving (TME) is een zeer complex systeem omvat carcinoomcellen die naast elkaar bestaan ​​en evolueren naast gastheer stroma. Deze stromale component bestaat typisch uit fibroblasten, myofibroblasten, endotheelcellen, verschillende immune componenten, en een extracellulaire matrix 1. Een belangrijk bestanddeel, vaak de meerderheid van dit stroma, geactiveerd fibroblasten, vaak aangeduid als kanker geassocieerde fibroblasten of-carcinoom geassocieerde fibroblasten (CAF) 2,3. In tegenstelling tot normale, niet-geactiveerde fibroblasten, cafe&#39;s bijdragen aan tumor initiatie, progressie, angiogenese, invasie, metastase en herhaling 4-11 in diverse carcinomen, zoals borst, prostaat, longen, pancreas, huid, darm, slokdarm, en eierstok 5,6,12-17. Toch blijft de precieze aard van de bijdrage van cafe&#39;s de hele kanker pathogenese slecht gedefinieerd. Voorts heeft klinische aanwijzingen voorspellende waarde van cafe&#39;s aangetoond, Correleren hun aanwezigheid aan high-grade maligniteiten, therapie falen, en over het algemeen een slechte prognose 10,18,19. Het is duidelijk dat het verbeteren van ons begrip van de initiërende gebeurtenissen in CAF ontwikkeling, evenals de intercellulaire communicatie bemiddelen hun rol binnen de TME, kan opwindende nieuwe therapeutische targets en verbeterde strategieën die de patiënt resultaten kunnen verbeteren. Teneinde dit doel zijn verscheidene in vivo en in vitro modellen ontwikkeld. Terwijl in vivo benaderingen zijn meer een afspiegeling is van TME patiënten, ze bezitten beperkingen, met inbegrip van de enorme complexiteit en de heterogeniteit binnen en tussen tumoren. Bovendien tumormonsters van proefpersonen vertegenwoordigen vaak hoogontwikkelde TME en geen inzicht in de TME initiërende gebeurtenissen niet toe. Experimentele dierstudies bieden een aantal voordelen, maar veralgemening van gegevens over dieren naar de mens moet worden gedaan met de nodige voorzichtigheid te wijten aan verschillen in physiology tussen mensen en dieren zoals knaagdieren (bijvoorbeeld thiol chemie 20, metabolisme 21, stresstolerantie 22, etc.). Verder in tegenstelling tot de menselijke populatie, die genetisch heterogeen van aard, proefdieren worden typisch gekweekt tot homogeniteit. Ook is het vaak moeilijk om voorbijgaande fysiologische variaties en wijzigingen celfenotype onderzoeken, en om te controleren voor specifieke experimentele parameters met dieren zoals knaagdieren. Dus, in vitro 2- en 3-dimensionale (2D en 3D) weefselkweek modellen worden vaak gebruikt om de basiskennis van TME ontwikkeling bevorderen. Ondanks het ontbreken van een nauwkeurige weergave van de complexiteit van in vivo systemen, deze modellen bieden vele voordelen mechanistische onderzoeken aanzienlijk vergemakkelijken. In vitro apparaten kan een eenvoudiger, gerichte en kosteneffectieve analyse van TME, waarbij statistisch significante gegevens kunnen worden gegenereerdcellen vrij van systemische variaties die zich voordoen bij dieren. Er zijn verschillende soorten in vitro systemen. De twee meest gebruikte TME in vitro modellen bestaan ​​uit gemengde monolaag of sferoïde celculturen. Beide kweekmethoden zijn voordelig voor fundamentele studies van intercellulaire interacties (bijvoorbeeld normale cellen met tumorcellen) en voor de analyse van verschillende TME specifieke veranderingen cel fenotype (bijv ontstaan ​​van kanker-geassocieerde fibroblasten van normale fibroblasten). Bovendien kunnen de sferoïden kunnen een reflecterende weefsel structuur van het TME maken en kan representatief tumor heterogeniteit 23 zijn. Echter sferoïden leveren vaak zeer uiteenlopende zuurstofspanning gradiënten over lagen, die experimentele conclusies 24 kan bemoeilijken. Jammer genoeg, zijn beide modellen zeer beperkt in hun vermogen om pure cel populaties voor verdere karakterisering en studie volgende samenwerking te isolerencultuur. Anders zou zij ten minste één celtype worden fluorescent-gelabeld of gemerkt met een identificerend maker, en vervolgens onderwerpen van de gemengde co-kweek uitgebreide verwerking en celsortering de celpopulaties te scheiden. Terwijl een cel sorteerder kan isoleren van een vrij zuivere celpopulatie is, moet men zich bewust van cellulaire stress en mogelijke microbiële contaminatie risico 25. Om het begrip van intercellulaire communicatie te vergemakkelijken, zijn grote inspanningen gewijd aan de ontwikkeling en het optimaliseren van in vitro systemen die nauw nabootsen van de in vivo milieu, terwijl het toelaten van een vereenvoudigde benadering. Een dergelijk instrument is de doorlaatbare microporeuze insert, een membraan substraat dat voor het eerst werd ontwikkeld in 1953 26 en vervolgens aangepast voor uiteenlopende toepassingen en studies (bijvoorbeeld cel polariteit 27, 28 endocytose, drug transport 29, weefsel modelleren 30, FERTilization 31, bystander effect 32,33, etc.). Dit systeem maakt de groei van cellen met in vivo-achtige anatomische en functionele differentiatie en expressie van vele in vivo tellers 34,35 die niet indien gekweekt op ondoordringbare plasticware waargenomen. Bovendien is de zeer dunne poreuze membraan (10 urn dik) maakt snelle diffusie van moleculen en verevening tijden, die de in vivo nabootst en maakt onafhankelijke cellulaire functioneren zowel de apicale en basolaterale domeinen cel. Een bijkomend voordeel van het inzetstuk nut als een TME systeem is de fysische scheiding van twee heterotypische celpopulaties gekweekt op beide zijden van het membraan dezelfde omgevingsomstandigheden, met behoud van verschillende wijzen van intercellulaire communicatie via het membraan poriën. Hoewel fysisch gescheiden, worden de twee celpopulaties metabolisch gekoppeld via uitgescheiden onderdelen en in dehier beschreven, ook door middel van gap-junctie kanalen. Bovendien, door het handhaven van de inzetstukken op de in vivo partiële zuurstofdruk (PO2), het model vermindert de complicaties van zuurstof en chemische gradiënten waargenomen in andere systemen. Eerder, verhoogt het begrip van natuurlijke mechanismen die de TME. Met name kunnen de twee celpopulaties eenvoudig worden geïsoleerd met hoge zuiverheid, zonder fluorescerende tagging en / of celsortering na langere co-cultuur. Hier beschrijven we een in vitro TME protocol bestaat uit humaan borstcarcinoom cellen en humane fibroblasten gekweekt, respectievelijk aan weerszijden van een permeabele microporeuze membraan insert, maar toch continu bidirectionele communicatie via het membraan poriën. We tonen aan dat door membranen met verschillende poriegroottes, de bijdrage van een bepaald type intercellulaire communicatie (bijvoorbeeld uitgescheiden versus factoren gap junctions) de ontwikkelingvan het TME kan worden onderzocht.

<table><tbody><tr><td>Voor celkweek</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>AG01522 (d.w.z. AG1522) menselijke diploïde fibroblast</td><td>Coriell</td><td>107661</td><td>Passage 8-13</td></tr><tr><td>MDA-MB-231-luc-D3H1 borstcarcinoom cellijn</td><td>PerkinElmer</td><td>119261</td><td>Moederlijn: ATCC (#HTB-26)</td></tr><tr><td>MDA-MB-231/GFP borstcarcinoom cellijn</td><td>Cell Biolabs</td><td>AKR-201</td><td></td></tr><tr><td>Eagle's minimaal essentieel medium (MEM)</td><td>Corning Cellgro</td><td>15-010-CV</td><td></td></tr><tr><td>Foetaal bovien serum (FBS), gekwalificeerd</td><td>Sigma</td><td>F6178-500mL</td><td></td></tr><tr><td>Corning Glutagro Supplement (200 mM L-alanyl-L-glutamine)</td><td>Corning Cellgro</td><td>25-015-Cl</td><td></td></tr><tr><td>Penicilline Streptomycine Oplossing, 100x</td><td>Corning Cellgro</td><td>30-002-Cl</td><td></td></tr><tr><td>Transwell Insert (d.w.z. permeabele microporeuze membraaninsert) (0,4 &mu;m porie)</td><td>Costar</td><td>3450</td><td></td></tr><tr><td>Transwell Insert (d.w.z. permeabele microporeuze membraaninsert) (1 &mu;m porie)</td><td>Greiner bio-one</td><td>657610</td><td></td></tr><tr><td>Transwell Insert (d.w.z. permeabele microporeuze membraaninsert) (3 &mu;m porie)</td><td>Costar</td><td>3452</td><td></td></tr><tr><td>6-well Cultuur Plaat</td><td>Greiner Bio-One Cellstar</td><td>657160-01</td><td></td></tr><tr><td>75 cm2 celkweekkolf</td><td>CellStar</td><td>658 170</td><td></td></tr><tr><td>Fosfaat-Buffered Saline (PBS), 1x</td><td>Corning Cellgro</td><td>21-040-CV</td><td>zonder calcium &amp; magnesium</td></tr><tr><td>0,25% (vol/vol) Trypsine, 2,21 mM EDTA, 1x</td><td>Corning Cellgro</td><td>25-053-Cl</td><td></td></tr><tr><td>15 ml Centrifugebuis</td><td>CellTreat</td><td>229411</td><td></td></tr><tr><td>35 mm x 10 mm Celkweek Schaal</td><td>Greiner bio-one</td><td>627 160</td><td></td></tr><tr><td>Naam</td><td>Bedrijf</td><td>Catalogusnummer</td><td>Opmerkingen</td></tr><tr><td>Voor immunofluorescente microscopie</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Muis anti-Caveolin 1</td><td>BD Transduction Laboratories</td><td>610406</td><td>In situ Immunofluorescence - 1:5.000</td></tr><tr><td>Geit anti-Muis IgG (H+L) Secundaire Antilichaam, Alexa Fluor 488-conjugaat</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>A-11029</td><td>In situ Immunofluorescence - 1:2.000</td></tr><tr><td>Rundserum Albumine - Fractie V</td><td>Rockland</td><td>BSA-50</td><td>Vrij van immunoglobuline en protease</td></tr><tr><td>16% (wt/vol) Formaldehyde Oplossing</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>28908</td><td>Verdun tot 4% met 1x PBS</td></tr><tr><td>Premium Dekglas (22 mm x 22 mm No.1)</td><td>Fisher</td><td>12548B</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>T8787-50ML</td><td></td></tr><tr><td>SlowFade Gold antifade reagens met DAPI</td><td>Invitrogen</td><td>S36938</td><td></td></tr><tr><td>Naam</td><td>Bedrijf</td><td>Catalogusnummer</td><td>Opmerkingen</td></tr><tr><td>Voor flowcytometrische analyse</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Calcein, AM</td><td>Molecular Probes</td><td>C3100MP</td><td></td></tr><tr><td>Hanks' Balanced Salt Solution (HBSS)</td><td>Gibco</td><td>14025-076</td><td></td></tr><tr><td>Naam</td><td>Bedrijf</td><td>Catalogusnummer</td><td>Opmerkingen</td></tr><tr><td>Voor Western Blot analyse</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Muis anti-Caveolin 1</td><td>BD Transduction Laboratories</td><td>610406</td><td>Western Blot - 1:1.000</td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>BioRad</td><td>170-6531</td><td></td></tr><tr><td>Nitrocellulose Membraan (0,2 &mu;m)</td><td>BioRad</td><td>162-0112</td><td></td></tr><tr><td>Western Lightning Plus-ECL</td><td>PerkinElmer</td><td>NEL104001EA</td><td></td></tr><tr><td>BioRad DC Protein Assay</td><td>BioRad</td><td>500-0116</td><td></td></tr><tr><td>Natrium dodecylsulfaat (SDS)</td><td>BioRad</td><td>161-0302</td><td></td></tr><tr><td>Natrium deoxycholaat monohydraat (DOC)</td><td>Sigma</td><td>D5670</td><td></td></tr><tr><td>IGEPAL CA-630 (NP40)</td><td>Sigma</td><td>I8896</td><td></td></tr><tr><td>30% Acrylamide/Bis Oplossing, 37,5:1</td><td>BioRad</td><td>161-0158</td><td></td></tr></tbody></table>

een mimic van de tumor micro: een eenvoudige methode voor het genereren van verrijkte celpopulaties en onderzoeken intercellulaire communicatie

A Mimic of the Tumor Microenvironment: A Simple Method for Generating Enriched Cell Populations and Investigating Intercellular Communication

Inzicht in de vroege heterotypische interactie tussen kankercellen en het omliggende niet-kanker stroma is belangrijk bij het ophelderen van de gebeurtenissen die tot stromale activatie en vestiging van de tumor micro-omgeving (TME). Verscheidene in vitro en in vivo modellen van de TME ontwikkeld; In het algemeen deze modellen niet gemakkelijk toe isolatie van afzonderlijke celpopulaties onder niet-storende omstandigheden voor verdere studie. Om dit probleem te omzeilen, hebben wij een in vitro TME model toegepast met een celgroei substraat bestaande uit een permeabele microporeuze membraan inzetstuk toelaat eenvoudige generatie hoog verrijkte celpopulaties innig gekweekt, maar afzonderlijk, aan weerszijden van het membraan het inzetstuk voor uitgebreide co -cultuur tijden. Door het gebruik van dit model, we zijn in staat om het genereren van sterk verrijkt met kanker geassocieerde fibroblast (CAF) populaties van normale diploïde humane fibroblasten volgendeco-kweek (120 uur) met zeer metastatische humane borstcarcinoom cellen, zonder het gebruik van fluorescerende tagging en / of celsortering. Bovendien, door het moduleren van de poriegrootte van het inzetstuk kunnen we controleren voor de wijze van intercellulaire communicatie (bijvoorbeeld, gap-junction communicatie uitgescheiden factoren) tussen de twee heterotypische celpopulaties, die onderzoek naar de mechanismen verantwoordelijk voor de ontwikkeling van de toestaat TME en de rol van gap-junction permeabiliteit. Dit model dient als waardevol instrument beter inzicht van de initiële gebeurtenissen die leiden tot kanker-stroma initiatie, de vroege ontwikkeling van het TME en de modulerende werking van de stroma van de reacties van kankercellen therapeutische middelen.

Hier aangepast we een permeabele microporeuze membraan inzetstuk een in vitro heterotypic cel co-kweeksysteem dat in vivo tumor micro (figuur 1) nabootst ontwikkelen. Dit systeem maakt twee verschillende celpopulaties worden gekweekt op beide zijden van het inzetstuk poreuze membraan gedurende langere tijd (tot 120 uur, in ons gebruik). Vooral het stelsel kan handhaven van de zuiverheid van de celpopulaties, zoals bepaald door uitplating GFP-gelabeld MD...

We hebben een permeabele microporeuze membraaninzet aangepast om het tumormicro-omgeving (TME) te imiteren. Het model bestaat uit een gemengde celcultuur, maakt een vereenvoudigde generatie van sterk verrijkte individuele celpopulaties mogelijk zonder het gebruik van fluorescente markering of celsortering, en maakt het mogelijk om intercellulaire communicatie binnen het TME te bestuderen onder normale of stressomstandigheden.

Een Mimic van de tumor micro: Een eenvoudige methode voor het genereren van verrijkte celpopulaties en Onderzoeken intercellulaire communicatie

Understanding the early heterotypic interactions between cancer cells and the surrounding non-cancerous stroma is important in elucidating the events ...

Het algemene doel van dit eenvoudige in vitro cocultuurmodel is om de kenmerken van een in vivo tumormicro-omgeving na te bootsen, individuele celpopulaties te verrijken en verschillende vormen van intercellulaire communicatie te onderzoeken. Deze methode kan helpen bij het beantwoorden van kernvragen in de velden van kankeronderzoek en radiobiologie, specifiek met betrekking tot de factoren die ten grondslag liggen aan de generatie van kankerassocieerde fibroblasten en de reacties op therapeutische middelen. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat het de generatie van individuele celpopulaties uit een gemengde celcultuur mogelijk maakt zonder stress-inducerende fluorescentielabeling of cel sortering.Begin met het tweemaal wassen van de betreffende celcultuur met vijf milliliter PBS. Detacheer na de tweede wasbeurt de cellen met één milliliter trypsine-EDTA op kamertemperatuur gedurende twee minuten bij kamertemperatuur. Stop vervolgens de reactie met negen milliliter compleet groeimedium, waarbij het medium voorzichtig 10 keer over het oppervlak van de kolf gepipetteerd wordt om de cellen te dissociëren.Verdun na het tellen de cellen tot een concentratie van 2,5 × 10⁵ cellen per milliliter in vers medium en breng de cellen over naar een steriele centrifugebuis van 15 milliliter. Centrifugeer de cellen en resuspendeer het pellet in vers groeimedium aangevuld met 50% foetaal runderserum bij een concentratie van 2,5 × 10⁵ cellen per 70 µL medium. Plaats vervolgens inserts met de juiste experimentele poriegrootte vanuit de verpakking in individuele putjes van een multi-well plaat en dek de plaat af.Houd vervolgens de schaal met beide handen vast en keer deze voorzichtig om tot de bodems van de inserts naar boven wijzen. Verwijder de bodem van de schaal. Houd met een steriele pincet in één hand één insert op zijn plaats en gebruik de andere hand om langzaam 70 µL cellen in een micropipetpunt te aspireren.Verdeel vervolgens de cellen langzaam over het oppervlak van wat nu de bovenkant van de insert is. Na het uitzaaien van elke insert wordt de bodem van de schaal voorzichtig teruggeplaatst en wordt de omgekeerde schaal 30 tot 45 minuten geïncubeerd bij 37 graden Celsius en 5% koolstofdioxide met vochtigheid. Aan het einde van de incubatie wordt de schaal in een laminaire flow biologische veiligheidskabinet voorzichtig opnieuw omgekeerd, zodanig dat de bodems van de inserts nu naar beneden wijzen.Dompel vervolgens langzaam en voorzichtig de bodem van elke insert onder in twee milliliters voorverwarmd compleet medium en plaats de schaal terug in de bevochtigte incubator. Vervang na 48 uur het medium in de bodem van elke well door twee milliliters vers groeimedium. Wanneer al het medium is ververst, zaai je 2,5 x 10⁵ cellen van de tweede populatie van belang op de bovenkant van de inserts in één milliliter vers medium en plaats je de schaal terug in de incubator.Vervang 24, 48 en 96 uur later het medium bovenin elke insert door één milliliter vers compleet medium, en het medium onderin elke well door twee milliliter vers compleet medium. Na 120 uur cocultuur wordt elke insert één voor één overgebracht naar individuele celluikte petri schalen van 35 millimeter die één milliliter PBS bevatten.Was de onder- en bovenkanten van de inserts met één milliliter PBS. Om de cellen te verzamelen die op de bodem van de insert zijn gegroeid, worden de inserts met de onderzijde naar beneden geplaatst in 200 microliters trypsine-EDTA op kamertemperatuur. Stop na twee minuten bij kamertemperatuur de reactie met 800 microliters compleet groeimedium.Houd de insert vervolgens onder een kleine hoek en pipetteer de supernatant voorzichtig 10 keer over het celloppervlak, zodat de cellen in de schaal worden verzameld. Wanneer alle inserts zijn gestript, worden de cellen geresuspendeerd in groeimedium tot een concentratie van twee keer 10⁵ cellen per milliliter. Voeg vervolgens 250 µL van de cellen toe aan steriele, individuele glazen dekglasjes.Plaats de dekglasjes gedurende één uur in de bevochtigde incubator. Voeg na afloop van de incubatie, in een laminaire flow biologische veiligheidskabinet, voorzichtig twee milliliters compleet groeimedium aan de schaal toe en incubeer gedurende 48 uur bij 37 degrees Celsius en 5%percent koolstofdioxide met vochtigheid. Was de cellen vervolgens drie keer met PBS.Fixeer na de derde wasbeurt de cellen gedurende tien minuten bij kamertemperatuur in 4% formaldehyde in PBS, gevolgd door vijf wasbeurten met Tris-gebufferde saline. Permeabiliseer na de laatste wasbeurt de cellen gedurende vijf minuten bij kamertemperatuur met 0,25% Triton X-100 aangevuld met 0,1 saponine, gevolgd door incubatie in blokkeringsoplossing gedurende één uur bij kamertemperatuur. Label vervolgens de monsters gedurende één nacht bij vier graden Celsius met het primaire antilichaam van interesse in blokkeringsoplossing.Verwijder de volgende ochtend de ongebonden antilichamen door drie keer gedurende een minuut te wassen met wasoplossing, gevolgd door een incubatie van één uur bij kamertemperatuur met het juiste secundaire antilichaam in blokkeringsoplossing. Was aan het einde van de incubatie de ongebonden secundaire antilichamen zoals zojuist gedemonstreerd en monteer de dekglasjes op individuele objectglazen met antifade monteermedium dat DAPI bevat. Seal de randen van het dekglasje met transparante nagellak.Beeld vervolgens de cellen in onder 63x olie-vergroting op een omgekeerde microscoop uitgerust met een externe lichtbron voor fluorescentie-excitatie. Dit systeem maakt het mogelijk om twee verschillende celpopulaties gedurende ten minste 120 uur aan weerszijden van de poreuze membranen van celkweek-inserts te kweken, waarbij een zuiverheid van meer dan 99% in de celpopulaties aan weerszijden van het membraan behouden blijft wanneer inserts met poriën van 0,4 of één micron worden gebruikt. Inserts met poriën van drie micron zijn echter groot genoeg om de cellen over het membraan te laten migreren, zoals waargenomen in dit experiment met een GFP-positieve menselijke borstkanker-cellijn.Inzetten met poriën van 0,4 micron beperken daarnaast de vorming van functionele gap junctions tussen de celculturen aan beide zijden van de inzet, waardoor de communicatie beperkt blijft tot uitgescheiden factoren. Inzetten met poriën van één en drie micron maken echter wel de functionele koppeling van cellen via de gap junctions mogelijk, zoals aangetoond door de overdracht van het fluorescerende label over het membraan in deze cocultures. Belangrijk is dat dit systeem effectief kan worden gebruikt om kanker-geassocieerde fibroblasten te genereren uit normale menselijke diploïde fibroblasten na cocultuur met borstkankercellen, wat blijkt uit de verminderde expressie van caveolin-1 op de fibroblasten die in cocultuur zijn gebracht met de menselijke borstkankercellen.Bij het uitvoeren van deze procedure is het belangrijk om inserts te kiezen met een poriegrootte die geschikt is voor de specifieke onderzoeksvraag. Zorg daarnaast dat de eerste celpopulatie aan de onderzijde van de insert wordt geplaatst in een medium dat de aanhechting bevordert. Na deze procedure kunnen andere methoden, zoals immunoblotting, in-situ immunofluorescentie of de meeste andere celgebaseerde assays, worden uitgevoerd om aanvullende vragen te beantwoorden over veranderingen in eiwitexpressie, wijzigingen in invasie en migratie, of verschillen in reacties op therapeutische middelen.Na de ontwikkeling heeft deze techniek onderzoekers in het veld van de kankerbiologie en stralingsbiologie de weg vrijgemaakt om de factoren te onderzoeken die bijdragen aan de ontwikkeling, de evolutie van de tumoromgeving en, in ons geval, de verspreiding van de schadelijke effecten van ioniserende straling van bestraalde cellen naar de omringende bystander-cellen. Na het bekijken van deze video moet u een goed inzicht hebben in het voorbereiden van een gemengde celcocultuur, het onderhouden van de cocultuur en het oogsten van hoogzuivere verrijkte celpopulaties uit de cocultuur voor verdere analyse. Vergeet niet dat werken met menselijke celstammen of cellijnen gevaarlijk kan zijn en dat de juiste persoonlijke beschermingsmiddelen gedragen moeten worden en de geldende biosafety-voorschriften moeten worden nageleefd tijdens het uitvoeren van deze procedure.Bedankt voor het kijken en veel succes met uw experimenten.

a-mimic-tumor-microenvironment-simple-method-for-generating-enriched

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Kankeronderzoek

Een 3D cultuur voor hematopoiesis beschreven met menselijke navelstrengbloed en leukemische beenmergcellen. De methode is gebaseerd op het gebruik van een poreuze kunststof polyurethaan scaffold bekleed met extracellulaire matrix. Deze steiger is aanpasbaar aan een groot aantal cellen te passen.

Ex vivo Mimicry van normale en abnormale Human Haematopoiese

Van patiënten afgeleide xenografts van glioblastoma multiforme kunnen worden geminiaturiseerd tot levende microtumoren met behulp van een 3D-menselijke biogel-kweeksysteem. Deze in vivo-achtige 3D-tumortest is geschikt voor het testen van de reactie op geneesmiddelen en moleculair profileren, inclusief kinoomanalyse.

Genereren van Microtumors Met behulp van 3D Human Biogel Cultuur System en Patient afgeleide glioblastoma Cellen voor Kinomic Profiling and Drug Response Testen

Hier beschrijven we een methode om te scheiden en verrijken van de componenten van de tumor immuun en niet-immuun communicatie in gevestigde subcutane tumoren. Deze techniek maakt het mogelijk voor de afzonderlijke analyse van tumor immuun infiltreren en niet-immuun tumor breuken die uitgebreide karakterisering van de tumor immuun communicatie kunnen toestaan.

Verrijking en karakterisering van de Tumor immuun en niet-immune Microenvironments in gevestigde subcutane lymfkliertest tumoren

Paracrine en juxtacrine cellulaire interacties spelen een belangrijke rol in vele biologische processen, met inbegrip van de progressie van de tumor, immuunresponsen, angiogenese en ontwikkeling. Hier, wordt een proximale cultuur-methode gebruikt om te studeren paracrine signalering waar de gelokaliseerde concentraties van de secreted factoren terwijl het voorkomen van rechtstreekse cellulaire contacten worden onderhouden.

Een proximale cultuur methode om te studeren Paracrine signalen tussen cellen

Het doel van de hier gepresenteerde methode is om te laten zien hoe micro Environment micro arrays (MEMA) kunnen worden gefabriceerd en gebruikt voor het ondervragen van de impact van duizenden eenvoudige combinatorische micro-omgevingen op het fenotype van gekweekte cellen.

Micro arrays gebruiken om micro-milieueffecten te ondervragen op cellulaire fenotypes bij kanker

Dit rapport beschrijft een microfluïdische chip-gebaseerde methode voor het opzetten van een eencelkweek experiment waarbij hoogrenderende koppeling en microscopische analyse van meerdere afzonderlijke cellen kunnen worden bereikt.

Het opzetten van eencellige co-culturen op een deterministische manier met een Microfluïdische chip

De gepresenteerde aanpak evalueert tegelijkertijd kankercelinvasie in 3D-sferoïde testen en T-celcytotoxiciteit. Sferoïden worden gegenereerd in een steiger-vrije agarose multi-microwell gegoten. Co-cultuur en inbedding in type I collageen matrix worden uitgevoerd in hetzelfde apparaat dat het mogelijk maakt om kankercel invasie en T-cel gemedited cytotoxiciteit te controleren.

Monitoring Cancer Cell Invasion en T-Cell Cytotoxicity in 3D Cultuur

In het tijdperk van immunotherapie en eencellige genomische profilering vereist kankerbiologie nieuwe in vitro en computationele hulpmiddelen voor het onderzoeken van de tumor-immuuninterface in een juiste spatiotemporale context. We beschrijven protocollen om tumor-immuun microfluïdische co-culturen te exploiteren in 2D- en 3D-instellingen, compatibel met dynamische, multiparametrische monitoring van cellulaire functies.

Microfluïdische co-cultuurmodellen voor het ontleden van de immuunrespons in in vitro tumormicro-omgevingen

Hier beschrijven we een eenvoudig, snel en betrouwbaar multiparametrisch flowcytometrie- en tumor-op-een-chip-ondersteund protocol om de stappen die de kankerimmuniteitscyclus vormen, te bewaken en te karakteriseren. Een grondig begrip van de wisselwerking tussen kanker en immuuncellen biedt inderdaad cruciale inzichten om tumoren te slim af te zijn en de klinische zorg te sturen.

Co-cultuur in vitro-systemen om de kanker-immuniteitscyclus te reproduceren

Hier presenteren we protocollen met gedetailleerde instructies voor het implementeren van 3D-celculturen met behulp van collageen- en collageen-agarosematrices in een microfysiologisch systeem. Deze protocollen ondersteunen de co-cultuur van spheroïden in de nierproximale tubulus en niercelcarcinoom, waardoor in vivo omstandigheden worden gesimuleerd en geavanceerd onderzoek naar interacties tussen nierkankercellen mogelijk wordt.

Microfluïdische co-cultuur van gezond nier- en tumorepitheel om de progressie van nierkanker te modelleren

Er is een kritieke behoefte aan 3D-kankermodellen die heterocellulaire overspraak vastleggen om kankermetastasen te bestuderen. Onze studie presenteert de generatie van heteromulticellulair stromaal-epitheel in een steiger- en steigervrije omgeving die kan worden gebruikt om invasie en cellulaire ruimtelijke verdelingen te bestuderen.

Heteromulticellulaire stromale cellen in steigervrije 3D-culturen van epitheelkankercellen om invasie te stimuleren

Leer een eenvoudige in vitro cocultuurmethode om de tumor-micro-omgeving te imiteren en celpopulaties te verrijken. Deze techniek onderzoekt intercellulaire communicatie zonder stressvolle fluorescentie-labeling.

Een Mimic van de tumor micro: Een eenvoudige methode voor het genereren van verrijkte celpopulaties en Onderzoeken intercellulaire communicatie (Video) | JoVE Journal

Een Mimic van de tumor micro: Een eenvoudige methode voor het genereren van verrijkte celpopulaties en Onderzoeken intercellulaire communicatie

Meer video's verkennen