Name: Fabricação de Micro-tecidos utilizando Módulos de Colágeno Gel células contendo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-12-13T17:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 28 s
Description: Aprenda a fabricar micro-tecidos modulares utilizando géis de colágeno com células endoteliais para engenharia de tecidos. Este método permite estudar interações celulares in vitro e in vivo.

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O financiamento foi fornecido pelo National Institutes of Health (EB 001.013), Ciências Naturais e Pesquisa de Engenharia Council of Canada e Canadian Institutes of Health Research. Agradecemos ao Dr. AP McGuigan por sua experiência e ajudar no desenvolvimento de módulos.

1) Preparação de Tubos <ol><li> Corte 2-3 comprimentos m de tubos de polietileno (0,76 mm de diâmetro x 1,22 milímetros OD). </li><li> Um fio de agulha 20 G1 em uma das extremidades do tubo. </li><li> Tubos de bobina e coloque em uma bolsa de conversores auto-vedação (7 1 / 2 "x 13"). As duas extremidades do tubo devem ser colocados no final unsealed do saco e gravado no local com fita de esterilização a gás. </li><li> Saco de vedação e gás esterilizar. </li></ol> 2 Neutralização) de colágeno Nota: 1 ml de colágeno preenche cerca de 2 m de tubos de polietileno. <ol><li> Coloque a quantidade necessária de colágeno necessário para o comprimento desejado de tubo em um tubo cônico de 15 ml e manter em gelo. </li><li> Adicionar 128 uL de 10x α-MEM por mL de colágeno para o tubo e misturar por pipetagens repetidas da solução. Nota: (1) A solução deve girar o amarelo como o α-MEM é misturado na colágeno acidificado e (2) tentar minimizar bolhas, quando a mistura. </li><li> Neutralizar o colágeno, adicionando bicarbonato de sódio 0,8 M até que o colágeno tem um pH de 7,4. Para uma estimativa geral do bicarbonato de sódio pH adicionar até a solução de colágeno amarela vira uma cor rosa claro. Nota: Ele normalmente leva 30-60 mL por cada mL de colágeno. </li><li> Mantenha colágeno neutralizado em gelo até estar pronta para usar como o colágeno neutralizado vai gel se não forem mantidas a 4 ° C. </li></ol> 3) Incorporação de Cells (Opcional) Nota: Dependendo do tipo de célula que as células podem ser incorporados em uma concentração de entre 1 milhão de células por ml a 20 milhões de células por mL. Use o meio necessário para as células que você deseja incorporar. <ol><li> Remova a mídia a partir de células e lavar com 5 mL de PBS. </li><li> Remover PBS e adicionar 3 mL de tripsina-EDTA. </li><li> Incubar as células em tripsina-EDTA por 5 min a 37 ° C. </li><li> Ressuspender as células em 7 mL de mídia. </li><li> Contagem de células. </li><li> Transferir o número necessário de células para a incorporação de um tubo cônico de 15 mL. </li><li> Agregar as células a 300 xg por 5 min. </li><li> Aspirar mídia fora do pellet de células. </li><li> Ressuspender as células do colágeno neutralizada e manter em gelo. </li></ol> 4) gelificação do Colágeno <ol><li> Em um armário de segurança biológica corte a extremidade selada do saco que contém o tubo de polietileno. </li><li> Anexar uma seringa de 3 ml para a agulha 20G, no final, um dos tubos, usando uma pinça esterilizada. Manter o tubo no saco. </li><li> Insira a outra extremidade do tubo no colágeno neutralizado até que a ponta está no fundo do tubo cônico, usando uma pinça esterilizada. Manter o tubo cônico no gelo. </li><li> Puxe o colágeno na tubulação de polietileno retraindo o êmbolo da seringa devagar. Nota: Se o colágeno é puxado para dentro do tubo de forma rápida, em seguida, irá formar bolhas no colágeno. </li><li> Depois de puxar o colágeno através do tubo, puxe a agulha 20G de tubulação e colocar ambas as extremidades de volta para o saco. Saco de fita fechada. </li><li> Incubar a bolsa a 37 ° C por 60 min. Se o colágeno contém células, então, virar o saco sobre cada 15 minutos. para que as células não se contentar com um lado do módulo. </li></ol> 5) Corte de Tubos Contendo o colágeno coagulada <ol><li> Cabeçalhos autoclave e lâmina para o dispositivo de corte e bandeja para segurar a tubulação. </li><li> Montar o dispositivo de corte. </li><li> Tubulação lugar em uma bandeja estéril na frente do dispositivo de corte e carga do tubo no dispositivo de corte. </li><li> Configurar um tubo cônico de 50 mL contendo 25 mL dos meios de comunicação na saída do dispositivo de corte para recolher os módulos de corte. Nota: Use mídia contendo FBS mesmo para colágeno somente módulos como os módulos não se separam da tubulação sem FBS na mídia. Se os módulos contêm células usam os meios de comunicação necessários para as células incorporado. Se não houver células incorporados nos módulos usar a mídia para as células endoteliais. </li><li> Definir o dispositivo de corte para cortar 2 mm de comprimento tubos e cortar a tubulação. </li><li> Incubar módulos corte a 37 ° C por 60 min no tubo cônico de 50 mL. </li></ol> 6) A remoção do colágeno Módulos de Tubulação <ol><li> Vortex tubo cônico de 50 mL contendo módulos na tubulação por 10 seg. Nota: Seja gentil quando separar módulos integrados com alta densidade de células para evitar a ruptura. </li><li> Deixe módulos para liquidar o fundo do tubo. Leva cerca de 5 min. </li><li> Usando uma boca larga pipeta 10 mL sorológicos transferir os módulos resolvido a um tubo de 15 mL cônico. </li><li> Repita os passos 6,1-6,3 duas vezes. </li><li> Vá para a etapa 7 para módulos de revestimento com células endoteliais ou módulos de transferência para uma placa de cultura não-tecido tratado. </li></ol> 7) Revestimento os módulos com células endoteliais <ol><li> Settle módulos no fundo de um tubo cônico com 15 mL 5 mL dos meios de comunicação para poe incorporados células. </li><li> Remova a mídia a partir de células endoteliais e lavar com 5 mL de PBS. </li><li> Remover PBS e adicionar 3 mL de tripsina-EDTA. </li><li> Incubar as células em tripsina-EDTA por 5 min a 37 ° C. </li><li> Ressuspender as células em 7 mL de mídia. </li><li> Contagem de células. Precisa de 5x10 6 células endoteliais por mL de módulos embalado na parte inferior do tubo cônico. </li><li> Agregar as células a 300 xg por 5 min e ressuspender em 5 mL de mídia das células endoteliais. </li><li> Adicione o de 5 mL da mídia contendo células endoteliais para os módulos. Nota: Isto dá uma proporção de 50:50 de dois tipos de mídia que nós encontramos para trabalhar para a sobrevivência ea função de ambos os tipos de células. Testar o uso de um meio de co-cultura formulada para garantir a manutenção adequada dos fenótipos dos dois tipos de células antes de usá-lo. </li><li> Incubar os módulos com as células endoteliais tanto estática e dinamicamente. </li><li> Para os módulos de incubação estática misturar com células endoteliais por inversão e definir o tubo na posição vertical a 37 ° C por 15 min. Repetir. </li><li> Dinamicamente a semente células endoteliais-o suavemente o tubo a 37 ° C por 60 min. </li><li> Repita duas vezes de incubação estática. </li><li> Coloque os módulos em uma placa de cultura de tecidos não-tratados e incubar durante a 37 ° C. </li><li> O lugar no dia seguinte os módulos em uma placa nova cultura não-tecido tratado com meios frescos (mistura 50:50, se usar o sistema de co-cultura) para remover unattached células endoteliais. </li><li> Incubar módulos que são revestidos com células endoteliais até cobrir 100% da superfície dos módulos. Isso geralmente leva cerca de 7 dias. </li></ol> 8) Resultados Representante: Os módulos vão olhar cilíndrica quando eles são removidos do tubo. Se os módulos contêm células incorporados e / ou são revestidos com células endoteliais que podem contratar até 50% em volume e desenvolver uma forma oval (Figura 1). Os módulos também se tornará mais densa e mais opaco quando vistos por microscopia de luz (Figura 1). Além disso, quando as células endoteliais são confluentes na superfície dos módulos há uma formação de tight junctions que pode ser visto por imunofluorescência da VE-caderina (Figura 2). Análise de transferência de massa demonstrou que os módulos são capazes de suportar altas densidades celulares (8x10 7 células / cm 3), sem desenvolver um núcleo necrótico devido ao transporte de oxigênio inadequada, o que muitas vezes é problemático em tecidos maiores (por exemplo, módulos de grande diâmetro, D = 1,4 mm) (Figura 3). <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1: Módulo de fabricação e contração. Contração módulo ocorreu durante os três dias seguintes HUVEC-C (linhagem de células endoteliais) semeadura resultados diâmetro módulo significativamente menor e comprimento (p &lt;0,001) (A). Incorporados células HepG2 foram distribuídos uniformemente dentro dos módulos no momento da fabricação e manteve alta viabilidade (B). [Live células verdes; células mortas red] [adaptado de Corstorphine 2010] <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2: VE-caderina coloração de imunofluorescência de junções celulares CE apertado 10 dias após RAEC onde revestidas na superfície de um módulo. Barra de escala = 50 mm. <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3: coloração tricrômico de Masson de módulos típicos (0,76 mm de diâmetro inicial) e grandes módulos (1,4 mm de diâmetro inicial) demonstrar o efeito das limitações de difusão de oxigênio. Sete dias após a fabricação, um grande número de células mortas tinham formado dentro do núcleo das grandes módulos (painel inferior direito), deixando apenas uma fina borda (~ 200μm de espessura) de células viáveis. Por outro lado, os módulos pequenos retida uma distribuição uniforme e elevado de células vivas. [Módulos incorporado com células HepG2 e revestidos com células endoteliais.] [Extraído de Corstorphine 2010] <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig4.jpg" alt="Figura 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 4"> Figura 4: (A) HMEC-1 semeado em poloxamine - módulos de colágeno. Após o dia 1 de semear os módulos poloxamine colágeno mantêm a sua forma cilíndrica e não há propriedades apego limitado de células do colágeno em comparação com os módulos apenas. Barra de escala = 200 mM. (B) imagem do microscópio de luz de um módulo de colágeno contendo PLGA baseado em microesferas biodegradáveis. Barra de escala = 500 mm. <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig5.jpg" alt="Figura 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 5"> Figura 5: Exemplos de ensaios in vitro. (A) A angiogênese ensaio: capilar, como formações no módulo semeadas com células endoteliais podem ser facilmente detectados e quantificados após 5 dias de incubação com células-tronco derivadas de tecido adiposo. (B) imagens de microscopia confocal de um ensaio ao vivo / morto em módulos, onde o sFORMAÇÃO PARA células vivas é verde e de células mortas é vermelho. <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig6.jpg" alt="Figura 6" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 6"> Figura 6: Módulos de colágeno contendo embutidos células-tronco mesenquimais e uma camada superficial de células endoteliais. Módulos foram expostos a tensão de cisalhamento (~ 0,64 dyn / cm 2) por 7 dias em uma câmara microfluídicos e começar a mostrar a fusão em pontos de contato. Células endoteliais estão manchadas com vWF (marrom) e núcleos de células mesenquimais aparecem em azul (H &amp; E). Barra de escala = 100μm. <img src="/files/ftp_upload/2177/2177fig7.jpg" alt="Figura 7" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 7"> Figura 7: Centenas de módulos de colágeno contendo células-tronco derivadas de tecido adiposo (ASC) e revestidos com células endoteliais microvasculares Humanos (HMEC) são implantados sob a pele do rato para estudar ASC / HMEC interação in vivo para aplicações de regeneração de gordura.

<ol><li>Chamberlain, M. D., Gupta, R., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chimeric+vessel+tissue+engineering+driven+by+endothelialized+modules%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Chimeric vessel tissue engineering driven by endothelialized modules.</a> , (2010).</li>
<li>Corstorphine, L. E., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effectiveness+factor+and+diffusion+limitations+in+collagen+gel+modules+containing+HepG2+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Tissue+Eng+Regen+Med%22%5BJournal%5D)">Effectiveness factor and diffusion limitations in collagen gel modules containing HepG2 cells.</a> J Tissue Eng Regen Med. , (2010).</li>
<li>Gupta, R., Van Rooijen, N., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fate+of+endothelialized+modular+constructs+implanted+in+an+omental+pouch+in+nude+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Fate of endothelialized modular constructs implanted in an omental pouch in nude rats.</a> Tissue Eng. Part A 15, 2875-2887 (2009).</li>
<li>Leung, B. M., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modular+tissue+engineering+construct+containing+smooth+muscle+cells+and+endothelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">A modular tissue engineering construct containing smooth muscle cells and endothelial cells.</a> Ann Biomed Eng. 35, 2039-2049 (2007).</li>
<li>McGuigan, A. P., Leung, B., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+cell-containing+gel+modules+to+assemble+modular+tissue-engineered+constructs+%5Bcorrected%5D%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Fabrication of cell-containing gel modules to assemble modular tissue-engineered constructs [corrected].</a> Nat Protoc. 1, 2963-2969 (2006).</li>
<li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+organoid+engineered+by+modular+assembly+enables+blood+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Vascularized organoid engineered by modular assembly enables blood perfusion.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 11461-11466 (2006).</li>
<li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modular+tissue+engineering%3A+fabrication+of+a+gelatin-based+construct%5BTitle%5D)+AND+%22J+Tissue+Eng+Regen+Med%22%5BJournal%5D)">Modular tissue engineering: fabrication of a gelatin-based construct.</a> J Tissue Eng Regen Med. 1, 136-145 (2007).</li>
<li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+fabrication+of+sub-mm-sized+modules+containing+encapsulated+cells+for+modular+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Design and fabrication of sub-mm-sized modules containing encapsulated cells for modular tissue engineering.</a> Tissue Eng. 13, 1069-1078 (2007).</li>
<li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+criteria+for+a+modular+tissue-engineered+construct%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Design criteria for a modular tissue-engineered construct.</a> Tissue Eng. 13, 1079-1089 (2007).</li>
<li>McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+thrombogenicity+of+human+umbilical+vein+endothelial+cell+seeded+collagen+modules%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The thrombogenicity of human umbilical vein endothelial cell seeded collagen modules.</a> Biomaterials. 29, 2453-2463 (2008).</li>
<li>Sosnik, A., Leung, B., McGuigan, A. P., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collagen%2Fpoloxamine+hydrogels%3A+cytocompatibility+of+embedded+HepG2+cells+and+surface-attached+endothelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Collagen/poloxamine hydrogels: cytocompatibility of embedded HepG2 cells and surface-attached endothelial cells.</a> Tissue Eng. 11, 1807-1816 (2005).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Nós fabricamos diversas micro-tecidos usando módulos integrados com diferentes tipos de células 1-11. Conseguimos incorporados cardiomiócitos primária, ilhotas, células-tronco adiposas e células mesenquimais do estroma, bem como várias linhagens de células incluindo HepG2, NIH 3T3 e clone 9 células do fígado. Temos os módulos revestidos com vários tipos de células endoteliais de aorta de ratos, incluindo células endoteliais, células endoteliais da veia umbilical humana e humanos células endoteliais microvascu...

<table><tbody><tr><td>Tubo Intramedic PE60</td><td>BD Biosciences</td><td>427416</td><td>Pode-se usar tubos de diâmetro diferente para alterar o diâmetro dos módulos</td></tr><tr><td>Solução salina tamponada com fosfato (PBS)</td><td>GIBCO, por Life Technologies</td><td>20012-027</td><td></td></tr><tr><td>Tripsina-EDTA</td><td>GIBCO, por Life Technologies</td><td>25200-072</td><td></td></tr><tr><td>Colágeno ácido Purcol, 3 mg/mL</td><td>Cedarlane Labs</td><td>5005-B</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonato de sódio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>Agulha 20G</td><td>BD Biosciences</td><td>305175</td><td>O diâmetro da agulha precisa ser semelhante ao diâmetro do tubo</td></tr><tr><td>Seringa de 3 mL</td><td>BD Biosciences</td><td>309585</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de 15 mL</td><td>BD Biosciences</td><td>352096</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de 50 mL</td><td>BD Biosciences</td><td>352070</td><td></td></tr><tr><td>Envelope autoadesivo Convertors 7 1/2&amp;#8221; x 13&amp;#8221;</td><td>Cardinal Health</td><td>92713</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta serológica de ponta larga de 10 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>357504</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta serológica de 10 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>357551</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta serológica de 5 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>357543</td><td></td></tr></tbody></table>

fabricação de micro-tecidos utilizando módulos de colágeno gel células contendo

Fabrication of Micro-tissues using Modules of Collagen Gel Containing Cells

Este protocolo descreve a fabricação de um tipo de micro-tecidos chamados de módulos. A abordagem módulo gera uniforme, tecidos escalável e vascularizada. Os módulos podem ser feitas de colágeno, bem como outros materiais gelable ou reticulável. Eles são cerca de 2 mm de comprimento e 0,7 mm de diâmetro sobre a fabricação, mas encolher de tamanho com células incorporado ou quando os módulos são revestidos com células endoteliais. Os módulos individualmente são pequenos o suficiente que as células incorporados estão dentro do limite de difusão de oxigênio e outros nutrientes, mas módulos pode ser embalado para formar tecidos maiores que são perfusable. Estes tecidos são modulares na construção, porque tipos diferentes de células pode ser incorporado em ou revestidos nos módulos antes de serem embalados para formar tecidos complexos. Há três passos principais para fazer os módulos: (1) neutralizar o colágeno e incorporação de células-lo, (2) gelificação do colágeno no tubo e corte os módulos e (3) revestimento dos módulos com células endoteliais.

Criação de micro-tecidos utilizando gel de colágeno cilíndricos, chamados módulos, que contêm células embarcados e cuja superfície é revestida com as células endoteliais.

Fabricação de Micro-tecidos utilizando Módulos de Colágeno Gel células contendo

Este protocolo descreve a fabricação de um tipo de microtecidos chamados módulos. A abordagem de módulos gera estruturas uniformes, escalonáveis e vascularizadas...

O objetivo geral deste procedimento é produzir microtecidos modulares que possam ser utilizados em experimentos de engenharia de tecidos. Isso é realizado primeiramente puxando a solução de colágeno para dentro de um tubo de polietileno, utilizando uma seringa, e, em seguida, gelificando o colágeno. O segundo passo consiste em cortar o tubo de polietileno em segmentos de dois milímetros para formar os módulos de microtecidos.O terceiro passo do procedimento é separar os módulos do tubo, e, por fim, os módulos são revestidos com células endoteliais. Em última análise, os microtecidos resultantes podem ser utilizados em ensaios celulares in vitro para estudar a interação celular por meio de uma câmara microfluídica. Além disso, os microtecidos podem ser implantados para gerar tecidos destinados ao estudo da interação e remodelação dos microtecidos in vivo.Olá, meu nome é Brendan Long do Laboratório Sepan aqui na Universidade de Toronto. Um dos principais obstáculos na criação de substitutos teciduais tridimensionais de grande porte é a falta de vascularização rápida após a implantação. Neste vídeo, mostraremos como criar módulos teciduais revestidos com células endoteliais para ajudar a superar essa limitação.Quem demonstrará o procedimento será Chamberlain, um fellow pós-operatório do laboratório Septin. A quantidade de colágeno a neutralizar dependerá do comprimento do tubo de polietileno. Nesta demonstração, usaremos um tubo de polietileno de dois metros com diâmetro interno de 0,76 milímetro e diâmetro externo de 1,22 milímetro.Para preparar o tubo, introduza uma agulha de 20 G em uma das extremidades do tubo e, em seguida, coloque o tubo em um envelope autoadesivo conversor para esterilização a gás. Como um mililitro de colágeno preenche cerca de dois metros de tubo de polietileno, neutralizaremos um mililitro de colágeno. Coloque o colágeno em um tubo cônico de 15 mililitros e mantenha o tubo sobre gelo.Adicione 128 microlitros de alpha MEM 10x por mililitro de colágeno ao tubo e misture pipetando repetidamente a solução. Tendo o cuidado de minimizar a formação de bolhas, a solução deve ficar amarela à medida que o alpha MEM é misturado ao colágeno acidificado. Em seguida, neutralize o colágeno adicionando bicarbonato de sódio 0,8 molar. Para uma estimativa geral do pH, adicione bicarbonato de sódio até que a solução de colágeno amarela fique de cor rosa clara.Normalmente, são necessários de 30 a 60 microlitros por mililitro de colágeno para atingir um pH de 7,4. Para evitar que o colágeno neutralizado entre em gelificação, mantenha-o em gelo até o momento de uso. Para iniciar o procedimento de gelificação do colágeno, leve o saco contendo os tubos de polietileno esterilizados para uma cabine de segurança biológica e corte a extremidade selada do saco, mantendo os tubos dentro do saco.Use pin&ccedil;as esterilizadas para acoplar uma seringa de tr&ecirc;s mililitros &agrave; agulha de calibre 20 que foi previamente inserida em uma das extremidades da tubula&ccedil;&atilde;o. Insira a outra extremidade da tubula&ccedil;&atilde;o no col&aacute;geno neutralizado at&eacute; que a ponta esteja no fundo do tubo c&ocirc;nico, que deve ser mantido sobre gelo. Esta pr&oacute;xima etapa deve ser realizada lentamente; caso contr&aacute;rio, voc&ecirc; introduzir&aacute; bolhas de ar no col&aacute;geno.Retire lentamente o êmbolo da seringa para puxar o colágeno para dentro do tubo de polietileno. Quando o colágeno tiver sido puxado através do tubo, retire a agulha de 20 gauge e coloque ambas as extremidades do tubo de volta para dentro do saco. Após fechar o saco com fita adesiva, incube a 37 graus Celsius por 60 minutos.Um dispositivo de corte pré-montado será usado para cortar o tubo. Para iniciar este procedimento, coloque o tubo em uma bandeja estéril diante do dispositivo de corte e carregue o tubo no dispositivo de corte na saída do equipamento; prepare um tubo cônico de 50 mililitros contendo 25 mililitros de meio para células endoteliais. Para coletar os módulos cortados, configure o dispositivo de corte para produzir segmentos de tubo de dois milímetros de comprimento e, em seguida, corte o tubo.Incube os módulos cortados no tubo cônico de 50 mililitros a 37 graus Celsius por 60 minutos. Para remover os módulos de colágeno da tubulação, vortexe o tubo cônico de 50 litros contendo os módulos em velocidade média. Por 10 segundos, deixe o módulo sedimentar no fundo do tubo, o que leva cerca de cinco minutos.Um pellet solto de módulos se formará na parte inferior do tubo, enquanto os tubos formarão uma camada na parte superior do meio. Depois que os módulos se assentarem, utilize uma pipeta serológica de boca larga de 10 mililitros para transferi-los para um tubo cônico de 15 mililitros. Vortex o tubo cônico de 15 mililitros e, em seguida, deixe os módulos sedimentarem mais duas vezes.Os módulos sedimentados do segundo e terceiro vórtex também são transferidos para o tubo de 15 mililitros. Após todos os módulos terem sido removidos da tubulação e reunidos, complete o volume do meio no tubo até cinco mililitros. Os módulos estão agora prontos para serem revestidos com células endoteliais, o que será mostrado a seguir para o preparo das células endoteliais para revestir os módulos.Primeiro, remova o meio das células e lave com PBS. Após a remoção do PBS, adicione três mililitros de tripsina EDTA e incube por cinco minutos a 37 graus Celsius. Em seguida, ressuspenda as células em sete mililitros de meio e transfira para um tubo de 15 mililitros.Conte as células utilizando um hemocitômetro; você precisará de cinco vezes 10 à sexta potência de células endoteliais por mililitro de módulos compactados na parte inferior do tubo cônico. Centrifugue as células a 300 ×g por cinco minutos. Re-suspenda o pellet celular em cinco mililitros de meio para células endoteliais.Agora, adicione cinco mililitros de meio contendo células endoteliais aos módulos. Os módulos são incubados com as células endoteliais, tanto de forma estática quanto dinâmica; para a incubação estática, misture os módulos com as células endoteliais por inversão e, em seguida, posicione o tubo na posição vertical a 37 graus Celsius por 15 minutos. Após 15 minutos, inverta o tubo novamente e incube a 37 graus Celsius por mais 15 minutos.Para incubação dinâmica dos módulos com as células endoteliais, agite suavemente o tubo de 15 mililitros a 37 graus Celsius por 60 minutos. Após a conclusão da incubação com as células endoteliais, transfira os módulos para uma placa não tratada para cultura de tecidos e incube durante a noite a 37 graus Celsius. No dia seguinte, coloque os módulos em uma nova placa não tratada para cultura de tecidos com meio fresco para remover as células endoteliais não aderidas. Incube os módulos revestidos com células endoteliais a 37 graus Celsius até que as células cubram 100% da superfície dos módulos.Isso geralmente leva cerca de sete dias. Os módulos terão aparência cilíndrica quando forem removidos pela primeira vez do tubo. Se estiverem revestidos com células endoteliais, podem contrair até 50% em volume e desenvolver uma forma oval, além de se tornarem mais densos e opacos quando observados por microscopia de luz.Nestas imagens, o diâmetro e o comprimento dos módulos são indicados por d e l, respectivamente. Esta próxima imagem mostra células Hep G2 incorporadas, distribuídas uniformemente dentro dos módulos no momento da fabricação. As células mantiveram alta viabilidade, indicada pela cor verde das células vivas.Células mortas seriam vermelhas quando as células endoteliais estiverem confluentes. Na superfície dos módulos, há a formação de junções apertadas, que podem ser observadas por imunofluorescência. A coloração da cadherina VE para análise de transferência de massa demonstrou que os módulos são capazes de suportar altas densidades celulares sem desenvolver um núcleo necrótico devido ao transporte inadequado de oxigênio, o que é frequentemente problemático em tecidos maiores.Neste exemplo, a coloração com tri-cromo de massa de módulos pequenos típicos mostra que os módulos mantiveram uma distribuição uniforme e elevada de células vivas sete dias após a fabricação. Em contraste, um grande número de células mortas havia se formado no núcleo dos módulos maiores, deixando apenas uma fina camada de células viáveis. Os módulos também foram produzidos com uma mistura de colágeno e um polímero ine ou contendo microesferas com liberação controlada de fármacos.Aqui, quando células EC h hm são semeadas em módulos de colágeno com palin, os módulos mantêm sua forma cilíndrica e apresentam propriedades limitadas de adesão celular em comparação com módulos apenas de colágeno. Uma imagem de microscópio óptico de um módulo de colágeno contendo microesferas biodegradáveis à base de PLGA é mostrada aqui. Vários ensaios in vitro demonstraram ser compatíveis com os módulos.Por exemplo, em um ensaio de angiogênese, formações semelhantes a capilares em um módulo semeado com células endoteliais podem ser facilmente detectadas e quantificadas após cinco dias de incubação com células-tronco derivadas de adipócitos. Em outro exemplo, imagens de microscopia confocal de um ensaio de viabilidade celular em módulos mostram células vivas coradas em verde e células mortas coradas em vermelho. Por fim, os módulos também foram utilizados em câmaras microfluídicas e implantados em camundongos e ratos para estudar a interação entre diferentes tipos celulares e a forma como os microtecidos são remodelados pela resposta do hospedeiro.Após o procedimento, os módulos podem ser cultivados em uma placa de Petri ou outros recipientes, como um biorreator ou um dispositivo microfluídico. Este método também pode ser adaptado para criar diferentes tecidos, utilizando várias combinações de tipos celulares ou tubos com diâmetros diferentes. Obrigado por assistir.

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Bioengenharia

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Este modelo de sistema começa a partir de um gel de fibrina miofibroblastos povoada que pode ser usado para estudar colagénio endógeno (re) organização em tempo real de uma forma não destrutiva. O modelo de sistema é muito sintonizável, como ele pode ser usado com diferentes fontes de células, aditivos médio, e pode ser facilmente adaptada às necessidades específicas.

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Neste trabalho, apresentamos uma técnica para a fabricação rápida de tecidos vasculares vivos por cultura direta de colágeno, células musculares lisas e células endoteliais. Além disso, um novo protocolo para a caracterização mecânica de tecidos vasculares projetados é descrito.

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A engenharia de tecidos muitas vezes inclui expansão in vitro, a fim de criar auto-enxertos para regeneração de tecidos. Neste estudo, um método para a expansão do tecido, a regeneração, e a reconstrução in vivo, foi desenvolvida de modo a minimizar o processamento de materiais biológicos e as células fora do corpo.

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A criação de microtecidos funcionais dentro de dispositivos microfluídicos requer a estabilização dos fenótipos celulares, adaptando as técnicas tradicionais de cultura celular às dimensões espaciais limitadas em microdispositivos. A modificação do colágeno permite a deposição camada por camada de conjuntos de colágeno ultrafinos que podem estabilizar células primárias, como hepatócitos, como modelos de tecido microfluídico.

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O colágeno é um componente central da ECM, e fornece pistas essenciais para diversos processos celulares que vão desde a migração para diferenciação e proliferação. Fornecidas aqui é um protocolo para a incorporação de células dentro de hidrogéis de colágeno 3D, e uma técnica mais avançada para a geração de matrizes de colágeno randomizados ou alinhadas utilizando microcanais PDMS.

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