Coleta e identificação de helmintos da vida selvagem

O objetivo geral deste procedimento é coletar, preservar e identificar escólex de vida selvagem. Isso é realizado inicialmente por meio da necropsia de um animal silvestre. Em seguida, os escólex são coletados de diferentes órgãos e, então, preservados utilizando uma variedade de técnicas para identificação posterior.

Por fim, os elmos são clareados, corados e montados, e as espécies são identificadas. Em última análise, podem ser obtidos resultados que mostram estruturas específicas dos elmos por meio de técnicas de clareamento e/ou coloração, o que pode auxiliar significativamente na identificação das espécies. Embora este método possa ser aplicado para a identificação de elmos de mamíferos, aves, répteis e anfíbios.

Ele também pode ser aplicado a outros organismos, como peixes. Para começar, posicione o animal sobre uma superfície plana e use uma lupa para examinar todas as aberturas externas, incluindo ouvidos, cavidade oral e olhos, em busca da presença de nematoides, CSEs, dedos e trematódeos. Utilizando uma lâmina afiada ou faca e um par de pinças de dissecação.

Realize uma incisão sobre a cavidade abdominal tendo cuidado para não romper nenhum órgão. Em seguida, com alicate de corte ósseo ou uma pequena serra manual, se necessário, abra a cavidade torácica. Examine ambas as cavidades em busca de vermes redondos, filarias e trematódeos grandes.

Em seguida, amarre um fio próximo ao início do esôfago e outro na extremidade do intestino grosso para exame. Sob um microscópio estereoscópico, separe o coração e os principais vasos sanguíneos, traqueia e pulmões em placas de Petri individuais. Remova o fígado, vesícula biliar e ducto pancreático, baço, rins e bexiga urinária, e examine-os sob o microscópio estereoscópico.

Em seguida, remova todo o sistema digestivo e coloque cada seção em um recipiente de vidro. Após a remoção dos órgãos, use uma mangueira ou frasco com pulverizador cheio de salina a 0,9% para lavar a cavidade corporal, fazendo com que o líquido passe por uma peneira de malha de 106 micrômetros. Lave com água reversa o conteúdo da peneira para um recipiente de Petri e examine o conteúdo sob um microscópio estereoscópico. Para vermes Fal ou trematódeos sanguíneos, abra cada seção do trato digestivo usando tesoura.

Remova cuidadosamente a mucosa e examine-a com atenção para verificar a presença de parasitas grandes. Os psci de encanto cephas geralmente estão profundamente embutidos na parede do intestino. Portanto, se necessário, utilize pinças e/ou tesouras pequenas para removê-los cuidadosamente do tecido.

Coloque cada seção aberta sob água corrente e lave o conteúdo para uma peneira de 106 micrômetros. Em seguida, abra o coração e os principais vasos sanguíneos, traqueia e bexigas urinária e biliar, e examine o conteúdo da mesma forma. Use uma lâmina afiada e uma pinça para cortar e separar cuidadosamente órgãos sólidos, como fígado, pulmões, rins, baço e pâncreas, e lave e examine os conteúdos. Registre os tipos de parasitas.

Encontrou o número de cada tipo e os órgãos nos quais são encontrados. Rotule os frascos ou potes colocando dentro um pequeno pedaço de cartão simples identificado a lápis, para preservar os helmintos para estudos genéticos posteriores. Primeiro, coloque-os diretamente no etanol.

Após fixar a amostra por um a vários dias, transfira-a para um frasco de vidro de cinco mililitros contendo etanol a 70% para armazenamento de longo prazo. Para preservar os trematódeos, coloque espécimes vivos em uma lâmina de microscópio de vidro, em uma gota de solução salina, aplique uma lamínula de vidro e passe a lâmina rapidamente por uma chama sem ferver a solução salina. Em seguida, mergulhe a lâmina em uma placa de Petri contendo álcool, ácido fórmico acético ou uma solução de FA e deixe a lamínula soltar-se naturalmente.

Fixe trematódeos mortos em FA ou formalina tamponada a 10% por 48 horas antes de transferi-los para um frasco contendo etanol a 70% para armazenamento de longo prazo. Para fixar estos, relaxe os animais vivos em uma placa de Petri derramando água próxima à fervura sobre eles e, em seguida, transfira-os para um frasco contendo etanol a 70% para armazenamento prolongado. Relaxe encanto cephas vivos colocando-os em uma placa de Petri com água da torneira na geladeira por uma a várias horas, até que o probóscide esteja completamente retraído.

Transfira-os para um frasco contendo etanol 70% ou FA para armazenamento de longo prazo. Elimine nematoides pequenos ou frágeis com etanol quente a 70% e conserve-os em um frasco contendo etanol 70% com 5% de glicerina para eliminação. Nematoides de tamanho médio a grande.

Coloque-os em ácido acético glacial frio e, após 15 minutos, transfira para um frasco contendo etanol 70% e glicerina 5%. Prepare a hematina de Harris dissolvendo hematina e álcool e dissolvendo sulfato de amônio e alumínio em água sob aquecimento. Misture ambas as soluções e aqueça até fervura.

Em seguida, adicione iodato de sódio e aqueça em ebulição por dois a três minutos. Após o resfriamento da solução, utilize papel de filtro 5 41 para filtrar a solução com o objetivo de destacar trematódeos e decantar Cephas. Coloque em hematina de Harris ou carmim semiconciliar durante a noite para fixar as amostras. Transfira para etanol ácido a 70% até que os órgãos fiquem visíveis.

Para interromper a coloração com DES, transfira os espécimes para etanol básico a 70% por pelo menos 30 minutos. Desidrate as amostras em uma série de etanol e utilize xileno ou salicilato de metila para clareá-las. Para montar os espécimes em uma lâmina de microscópio, adicione uma gota de bálsamo do Canadá e uma lamínula. Deixe secar durante a noite. Clareie nematoides pequenos a médios e encisto cefas colocando-os em montagens com fenol láctico em uma lâmina de microscópio e cobrindo com uma lamínula por 15 a 30 minutos para nematoides grandes e encisto cefas.

Coloque em fenol a 80% por até 60 minutos. Examine ao microscópio óptico para verificar a clareação das estruturas menores para examinar os átomos de Culex. Corte e coloque sobre uma quantidade de fenol láctico.

Em uma lâmina de microscópio. Use uma lamínula para esmagar o culex a fim de permitir a medição e a contagem dos ganchos estelares rosados. Corte a extremidade anterior e monte em Foss em um microscópio.

Deslize sob algumas gotas de fenol láctico ou em geleia de glicerina para montagem permanente. Observe as peças bucais ao microscópio óptico. Após cortar as caudas de nematoides grandes e montá-los em fenol láctico, observe o paolo ventral e a morfologia das espículas dos machos ao microscópio óptico utilizando os métodos descritos neste vídeo.

Um levantamento dos capacetes dos cenários de musaranho máscara Sox foi conduzido no condado de Missoula, Montana, entre 2007 e 2011. Um total de 56 musaranhos foram coletados em armadilhas de queda e examinados dentro de duas horas após a morte.

A prevalência geral da infecção foi de 96%. Apenas dois musaranhos estavam livres de parasitas. Foram identificadas 15 espécies de helmintos, incluindo nove espécies de cestódeos e seis espécies de nematoides. Uma espécie do gênero Esto, Staphylocephalus, era previamente desconhecida.

Os órgãos encontrados infectados incluíram o intestino delgado, estômago, pulmões e bexiga urinária. As intensidades totais de infecção variaram de sete a 234 vermes por espécie de hospedeiro infectado, ou o número de espécies de capacetes por hospedeiro infectado variou de um a oito, com uma média de 4,1. Uma vez dominada, esta técnica pode ser realizada em um a dois Rs em um pequeno mamífero como um esquilo, e em quatro a cinco Rs em um mamífero maior como um guaxinim.

Após assistir a este vídeo, você deverá ter um entendimento muito bom de como coletar, preservar e identificar capacetes de animais silvestres.