Coleta e identificação de helmintos da vida selvagem

O objetivo geral deste procedimento é coletar, preservar e identificar capacetes da vida selvagem. Isso é feito pela primeira necropsia, um animal selvagem. Em seguida, os capacetes são coletados de diferentes órgãos e, em seguida, os capacetes são preservados usando uma variedade de técnicas para posterior identificação.

Finalmente, os capacetes são limpos, manchados e montados, e as espécies são identificadas. Em última análise, podem ser obtidos resultados que mostram estruturas específicas do capacete por meio de técnicas de limpeza e/ou coloração que podem ajudar muito na identificação de espécies. Embora este método possa ser aplicado para a identificação de capacetes de mamíferos, pássaros, répteis e anfíbios.

Também pode ser aplicado a outros organismos, como peixes. Para começar, posicione o animal em uma superfície plana e use uma lupa para examinar todas as aberturas externas, incluindo orelhas, cavidade oral e olhos, quanto à presença de nematóides, CSEs, dedos dos pés e trematódeos. Usando uma lâmina afiada ou faca e um par de pinças de dissecação.

Faça uma incisão sobre a cavidade abdominal, tomando cuidado para não romper nenhum órgão. Em seguida, com cortadores ósseos ou uma pequena serra manual, se necessário, abra a cavidade torácica. Examine ambas as cavidades em busca de fal, lombriga e trematódeos grandes.

Em seguida, amarre um fio próximo ao início do esôfago e outro no final do intestino grosso para exame. Sob um microscópio estéreo, separe o coração e os principais vasos sanguíneos, traqueia e pulmões em placas de Petri individuais. Remova o fígado, a vesícula biliar e o ducto pâncreas, baço, rins e bexiga urinária e examine-os ao microscópio estereoscópico.

Em seguida, remova o sistema digestivo completo e coloque cada seção em um prato de vidro. Após a remoção dos órgãos, use uma mangueira ou frasco de esguicho cheio de solução salina a 0,9% para lavar a cavidade corporal, permitindo que ela seja filtrada por uma peneira de malha de 106 micrômetros. Lave o conteúdo da peneira em uma placa de Petri e examine o conteúdo em um microscópio estéreo Para vermes Fal ou trematódeos sanguíneos usando uma tesoura, abra cada seção do trato digestivo.

Raspe a mucosa e examine-a cuidadosamente quanto à presença de parasitas grandes. Os psci de encanto cephas costumam estar profundamente enraizados na parede do intestino. Portanto, se necessário, use uma pinça e/ou uma tesoura pequena para retirá-los cuidadosamente do tecido.

Coloque cada seção aberta sob água corrente e lave o conteúdo em uma peneira de 106 micrômetros. Em seguida, abra o coração e os principais vasos sanguíneos, traqueia e vesícula biliar e urinária e examine o conteúdo Da mesma forma, use uma lâmina afiada e uma pinça para cortar e separar órgãos sólidos, como fígado, pulmões, rim, baço e pâncreas, e lave e examine o conteúdo. Registre os tipos de parasitas.

Encontrado o número de cada tipo e os órgãos em que são encontrados. Rotule frascos ou frascos colocando dentro de um pequeno pedaço de um cartão de índice simples rotulado a lápis para preservar os capacetes para estudos genéticos posteriores. Primeiro coloque-os diretamente no etanol.

Depois de fixar a amostra por um a vários dias, transfira-a para um frasco de vidro de cinco mililitros cheio de etanol a 70% para armazenamento a longo prazo. Para preservar os trematódeos, coloque espécimes vivos em um microscópio de vidro, deslize uma gota de solução salina, aplique uma lamínula de vidro e passe a lâmina sobre uma chama sem ferver a solução salina. Em seguida, solte a lâmina em uma placa de Petri contendo álcool, ácido acético formina ou um FA e deixe a tampa flutuar.

Fixe os trematódeos mortos em um FA ou formana tamponada a 10% por 48 horas antes de transferi-los para um frasco cheio de etanol a 70% para armazenamento de longo prazo. Para fixar os estos, relaxe os animais vivos em uma placa de Petri despejando água fervente sobre eles e, em seguida, transfira para uma jarra cheia de etanol a 70% para armazenamento a longo prazo. Relaxe os cephas encanto vivos, colocando-os em uma placa de Petri com água da torneira na geladeira por uma a várias horas até que a tromba seja totalmente evitada.

Transfira-os para um frasco cheio de etanol 70% ou um FA para armazenamento de longo prazo. Mate nematóides pequenos ou frágeis e aqueça 70% de etanol e preserve em um frasco cheio de 70% de etanol com 5% de glicerina para matar. Nematóides de médio a grande porte.

Coloque-os em ácido acético glacial frio e, após 15 minutos, transfira para um frasco cheio de etanol 70% e glicerina 5%. Prepare Harris Hematin dissolvendo a hematina e o álcool e dissolvendo o sulfato de alumínio e amônio em água e superaquecimento. Misture as duas soluções e leve para ferver.

Em seguida, adicione o iodato de sódio e ferva por dois a três minutos. Quando a solução for resfriada, use papel de filtro 5 41 para filtrar a solução para manchar Trematodes estos e decantar Cephas Place em Harris Hematin ou semicon Carmine durante a noite para deter as amostras. Coloque em etanol ácido a 70% até que os órgãos fiquem visíveis.

Para interromper a coloração des, transfira as amostras para etanol básico a 70% por pelo menos 30 minutos. Desidrate as amostras em uma série de etanol e use xileno ou salicilato de metila para limpá-las para montar as amostras em uma lâmina de microscópio, adicione uma gota de Canada Bossum e uma lamínula. Deixe secar durante a noite limpe nematóides pequenos a médios e cephas encanto, colocando-os em montagens de lact fenol em uma lâmina de microscópio e cobrindo com uma lamínula por 15 a 30 minutos Para nematóides grandes e encanto Cephas.

Coloque em 80% de fenol por até 60 minutos. Examinar ao microscópio óptico para verificar a clareação de estruturas mais pequenas para examinar os actos do culex. Corte-o e coloque-o sobre a quantidade de lactofenol.

Em uma lâmina de microscópio. Use uma lamínula para esmagar o culex para permitir a medição e contagem dos ganchos estelares rosa. Corte a extremidade anterior e monte em Foss em um microscópio.

Deslize sob algumas gotas de lact fenol ou em uma geléia de glicerina para montagem permanente. Observe as partes da boca sob um microscópio de luz. Depois de cortar as caudas de grandes nematóides e montar em lactofenol, observe o paoli ventral e a morfologia do caule dos machos sob um microscópio óptico usando os métodos descritos neste vídeo.

Uma pesquisa dos capacetes dos cenários do susaranho da máscara foi realizada no condado de Missoula, Montana. Entre 2007 e 2011. Um total de 56 musaranhos foram coletados de armadilhas de queda e examinados dentro de duas horas após a morte.

A prevalência geral de infecção foi de 96%Apenas dois musaranhos estavam livres de parasitas. 15 espécies de capacetes foram identificadas, incluindo nove espécies de estos e seis espécies de nematóides. Uma espécie do gênero Esto staphylo authorities não foi descrita anteriormente.

Os órgãos encontrados infectados incluíram intestino delgado, estômago, pulmões e bexiga urinária. As intensidades totais de infecção variaram de sete a 234 vermes por hospedeiro infectado, a riqueza ou o número de espécies de capacete por hospedeiro infectado variou de um a oito, com uma média de 4,1 Uma vez dominado. Essa técnica pode ser feita em um a dois Rs em um pequeno mamífero como um esquilo e quatro a cinco Rs em um mamífero maior como um guaxinim.

Depois de assistir a este vídeo, você deve ter uma boa compreensão de como coletar, preservar e identificar capacetes da vida selvagem.