Collecte et identification d’helminthes de la faune

L’objectif général de cette procédure est de collecter, de préserver et d’identifier les casques de la faune. Ceci est accompli par la première nécropsie, un animal sauvage. Ensuite, les casques sont collectés dans différents organes, puis les casques sont conservés à l’aide de diverses techniques pour une identification ultérieure.

Enfin, les casques sont nettoyés, tachés et montés, et les espèces sont identifiées. En fin de compte, on peut obtenir des résultats qui montrent des structures spécifiques du casque grâce à des techniques de nettoyage et/ou de coloration qui peuvent grandement aider à l’identification des espèces. Bien que cette méthode puisse être appliquée pour l’identification des casques des mammifères, des oiseaux, des reptiles et des amphibiens.

Il peut également être appliqué pour d’autres organismes comme les poissons. Pour commencer, placez l’animal sur une surface plane et utilisez une loupe pour examiner toutes les ouvertures externes, y compris les oreilles, la cavité buccale et les yeux, pour détecter la présence de nématodes, de CSE, d’orteils et de trématodes. À l’aide d’une lame ou d’un couteau tranchant et d’une paire de pinces à dissectionner.

Faites une incision sur la cavité abdominale en faisant attention de ne rompre aucun organe. Ensuite, à l’aide d’un coupe-os ou d’une petite scie à main si nécessaire, ouvrez la cavité thoracique. Examinez les deux cavités à la recherche de fal, d’ascaris et de gros trématodes.

Ensuite, attachez un fil près du début de l’œsophage et un autre à l’extrémité du gros intestin pour l’examen. À l’aide d’un stéréomicroscope, séparez le cœur et les principaux vaisseaux sanguins, la trachée et les poumons dans des boîtes de Pétri individuelles. Retirez le foie, la vésicule biliaire et le canal du pancréas, de la rate, des reins et de la vessie, et examinez-les au stéréomicroscope.

Retirez ensuite l’ensemble du système digestif et placez chaque section dans un plat en verre. Une fois les organes retirés, utilisez un tuyau ou une bouteille à eau remplie de solution saline à 0,9 % pour laver la cavité corporelle, en lui permettant de filtrer à travers un tamis à mailles de 106 micromètres. Lavez à contre-courant le contenu du tamis dans une boîte de Pétri et examinez le contenu au microscope stéréoscopique Pour les vers de Fal ou les trématodes sanguins à l’aide de ciseaux, ouvrez chaque section du tube digestif.

Grattez la muqueuse et examinez-la soigneusement pour détecter la présence de gros parasites. Les psci d’Encanto cephas sont souvent profondément ancrés dans la paroi de l’intestin. Par conséquent, si nécessaire, utilisez des pinces et/ou de petits ciseaux pour les démêler soigneusement du tissu.

Placez chaque section ouverte sous l’eau courante et lavez le contenu dans un tamis de 106 micromètres. Ensuite, ouvrez le cœur et les principaux vaisseaux sanguins, la trachée, les vessies urinaire et biliaire, et examinez le contenu De la même manière, utilisez une lame tranchante et une pince pour trancher et séparer les organes solides tels que le foie, les poumons, les reins, la rate et le pancréas, et lavez et examinez le contenu. Notez les types de parasites.

Trouvez le nombre de chaque type et les organes dans lesquels ils se trouvent. Étiquetez les flacons ou les bocaux en les plaçant à l’intérieur d’un petit morceau d’une simple fiche étiquetée au crayon pour préserver les casques en vue d’études génétiques ultérieures. Placez-les d’abord directement dans l’éthanol.

Après avoir fixé l’échantillon pendant un à plusieurs jours, transférez-le dans un flacon en verre de cinq millilitres rempli d’éthanol à 70 % pour un stockage à long terme. Pour préserver les trématodes, placez les spécimens vivants sur un microscope en verre, glissez-y une goutte de solution saline, appliquez une lamelle de verre et passez la lame sur une flamme sans faire bouillir la solution saline. Ensuite, déposez la lame dans une boîte de Pétri contenant de l’alcool, de la formine, de l’acide acétique ou un FA et laissez la lame du couvercle flotter.

Fixez les trématodes morts dans un FA ou une formine tamponnée à 10 % pendant 48 heures avant de les transférer dans un bocal rempli d’éthanol à 70 % pour un stockage à long terme. Pour réparer les estos, détendez les animaux vivants dans une boîte de Pétri en versant de l’eau presque bouillante sur eux, puis transférez-les dans un bocal rempli de 70 % d’éthanol pour un stockage à long terme. Détendez-vous en vivant en les plaçant dans une boîte de Pétri d’eau du robinet au réfrigérateur pendant une à plusieurs heures jusqu’à ce que la trompe soit complètement évitée.

Transférez-les dans un bocal rempli de 70 % d’éthanol ou d’un AF pour un stockage à long terme. Tuez les nématodes petits ou fragiles et faites chauffer de l’éthanol à 70 % et conservez-le dans un bocal rempli d’éthanol à 70 % avec de la glycérine à 5 % pour tuer. Nématodes de taille moyenne à grande.

Placez-les dans de l’acide acétique glacial froid, et après 15 minutes, transférez-les dans un bocal rempli de 70 % d’éthanol et 5 % de glycérine. Préparez Harris Hematin en dissolvant l’hématine et l’alcool et en dissolvant le sulfate d’ammonium et d’aluminium dans de l’eau surchauffée. Mélangez les deux solutions et portez à ébullition.

Ajoutez ensuite l’iodate de sodium et faites bouillir pendant deux à trois minutes. Lorsque la solution est refroidie, utilisez du papier filtre 5 41 pour filtrer la solution afin de la colorer ouvertement et décanter Cephas Place dans Harris Hematin ou semicon Carmin pendant la nuit pour retenir les échantillons. Placez dans de l’éthanol acide à 70 % jusqu’à ce que les organes soient visibles.

Pour arrêter la coloration, transférez les échantillons dans de l’éthanol basique à 70 % pendant au moins 30 minutes. Déshydratez les échantillons d’une série d’éthanol et utilisez du xylène ou du salicylate de méthyle pour les éliminer afin de les monter sur une lame de microscope, ajoutez une goutte de Canada Bossum et une lamelle. Laisser sécher toute la nuit les nématodes petits à moyens clairs et l’encanto cephas en les plaçant dans des montures de phénol de lact-lact sur une lame de microscope et en les recouvrant d’une lamelle pendant 15 à 30 minutes Pour les grands nématodes et l’encanto cephas.

Placer dans 80 % de phénol jusqu’à 60 minutes. Examiner au microscope optique pour vérifier l’élimination des structures plus petites pour examiner le culex atos. Coupez-le et placez-le sur la quantité de lactophénol.

Sur une lame de microscope. Utilisez une lamelle pour écraser le culex afin de permettre de mesurer et de compter les hameçons stellaires de rose. Coupez l’extrémité antérieure et montez-la sur Foss au microscope.

Glisser sous quelques gouttes de lactphénol ou dans une gelée de glycérine pour un montage permanent. Observez les pièces buccales au microscope optique. Après avoir coupé la queue des grands nématodes et les avoir montées dans du lactophénol, observez la morphologie ventrale du paoli et de l’épi des mâles au microscope optique à l’aide des méthodes décrites dans cette vidéo.

Une enquête sur les casques de la musaraigne masquée des scénarios Sox a été menée dans le comté de Missoula, dans le Montana. Entre 2007 et 2011. Au total, 56 musaraignes ont été prélevées dans des pièges à fosse et examinées dans les deux heures suivant leur mort.

La prévalence globale de l’infection était de 96 %Seules deux musaraignes étaient exemptes de parasites. 15 espèces de casques ont été identifiées, dont neuf espèces d’estos et six espèces de nématodes. Une espèce du genre Esto staphylo n’avait pas été décrite auparavant.

Les organes infectés comprenaient l’intestin grêle, l’estomac, les poumons et la vessie. L’intensité totale de l’infection variait de sept à 234 vers par espèce hôte infectée, la richesse ou le nombre d’espèces de casque par hôte infecté varie de un à huit, avec une moyenne de 4,1 Une fois maîtrisé. Cette technique peut être réalisée en un à deux R sur un petit mammifère comme un écureuil, et en quatre à cinq R sur un mammifère plus grand comme un raton laveur.

Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une très bonne compréhension de la façon de collecter, de préserver et d’identifier les casques de la faune.