Name: Collecte et identification d’helminthes de la faune (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-14T20:15:00.000+00:00
Duration: 9 min 37 s
Description: Découvrez les techniques de collecte, conservation et identification des helminthes chez les vertébrés sauvages. Cette méthode standardisée combine nécropsie, coloration et montage pour étudier la biodiversité parasitaire.

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Les auteurs tiennent à remercier le Dr Joe N. Caudell, biologiste des maladies pour le programme des services de la faune de l’Indiana USDA APHIS à l’Université Purdue, pour avoir fourni des spécimens utilisés pour la collecte d’helminthes pour la production de cette vidéo. Jennifer Serafin a préparé toutes les solutions chimiques.

Les animaux utilisés dans les expériences suivantes ont été retrouvés morts sur la route.
1. Nécropsie animale et dépistage des principaux organes pour la collecte d’helminthes
<ol>
	<li>Placez l’animal sur une surface plane et examinez toutes les ouvertures externes, y compris les oreilles, la cavité buccale et les yeux à l’aide d’une loupe, pour détecter la présence de nématodes (ronds) et de trématodes (plats et non segmentés) (voir la figure 1).</li>
	<li>Si vous travaillez avec des oiseaux, lavez-les à l’eau du robinet pour humidifier les plumes avant de disséquer.</li>
	<li>À l’aide d’une lame ou d’un couteau tranchant et à l’aide d’une paire de pinces à dissection, faites une incision sur la cavité abdominale en faisant attention de ne pas rompre les organes. Pour les tortues avec une carapace dure, utilisez une scie à main pour couper l’os au niveau du pont entre les pectorales et les abdominales.</li>
	<li>Ouvrez la cavité thoracique comme ci-dessus ; pour les gros animaux, des coupe-os ou une petite scie à main peuvent être nécessaires pour couper les côtes.</li>
	<li>Si vous travaillez avec des oiseaux, examinez les sacs aériens in situ avant de prélever des organes. Utilisez une loupe si nécessaire.</li>
	<li>Examinez les deux cavités à la recherche d’ascaris filaires et de gros trématodes.</li>
	<li>Avant de retirer le tractus gastro-intestinal de la cavité abdominale, attachez un fil près du début de l’œsophage et un autre à l’extrémité du gros intestin (rectum).</li>
	<li>Séparez les organes thoraciques suivants dans des boîtes de Pétri (ou des plateaux en verre si les organes sont trop grands) pour un examen au stéréomicroscope (10-30X) : cœur et principaux vaisseaux sanguins, trachée et poumons.</li>
	<li>Enlever le foie, la vésicule biliaire et le canal biliaire, le pancréas, la rate, les reins et la vessie et les examiner comme décrit à l’étape 1.8.</li>
	<li>Retirez tout le système digestif et placez chaque section dans des plats/plateaux en verre.</li>
	<li>Une fois les organes retirés, laver la cavité corporelle à l’aide d’un tuyau d’arrosage ou d’un flacon pulvérisateur rempli de solution saline à 0,9 % dans un tamis à mailles de 106 μm et examiner le contenu du tamis au stéréomicroscope pour détecter la présence de vers filaires ou de trématodes sanguins.</li>
	<li>Ouvrez chaque section du tube digestif avec des ciseaux, grattez la muqueuse et examinez soigneusement la présence de gros parasites (>1 cm). Utilisez une loupe si nécessaire. Les trompes des acanthocéphales sont souvent profondément enracinées dans la paroi de l’intestin et peuvent devoir être soigneusement retirées du tissu à l’aide de pinces et/ou de petits ciseaux.</li>
	<li>Placez chaque section ouverte sous l’eau courante et lavez tout le contenu dans un tamis de 106 μm comme décrit à l’étape 1.11.</li>
	<li>Ouvrez le cœur et les principaux vaisseaux sanguins (pulmonaire et aorte), la trachée, l’urinaire et la vésicule biliaire et examinez le contenu de la même manière.</li>
	<li>Coupez et séparez les organes solides tels que les poumons, le foie, les reins, la rate et le pancréas à l’aide d’une lame tranchante et d’une pince. Lavez-les à l’eau courante dans un tamis de 106 μm comme décrit à l’étape 1.11.</li>
	<li>Notez les types de parasites trouvés, le nombre de chaque type et le(s) organe(s) dans lequel ils se trouvent. Les méthodes de fixation et de coloration sont énumérées ci-dessous.</li>
	<li>Étiquetez les flacons/bocaux en plaçant un petit morceau d’une fiche simple écrite au crayon (l’encre et les fiches lignées « coulent » dans l’alcool et tachent les échantillons).</li>
</ol>
2. Préservation des helminthes
<ol>
	<li>Pour les helminthes qui doivent être conservés pour des études génétiques ultérieures, placez-les directement dans de l’éthanol à 80-90 % (sans glycérine). L’éthanol doit être fabriqué en diluant 95 % d’éthanol, de préférence de qualité réactif (tableau 1). Ne laissez jamais ces spécimens être exposés au formol, car le formol dégrade l’ADN jusqu’à un état inutilisable.</li>
	<li>Placez des trématodes vivants sur une lame de microscope en verre dans une goutte de solution saline, placez une lamelle en verre et passez la lame sur une flamme sans faire bouillir la solution saline.
	<ol>
		<li>Déposez la lame dans une boîte de Pétri contenant de l’AFA (alcool-formol-acide acétique, voir tableau 1) et laissez flotter la lamelle.</li>
		<li>Fixer dans l’AFA pendant un à plusieurs jours, rincer à l’eau du robinet et transférer dans des flacons en verre de 5 ml (ou dans un flacon/bocal en verre plus grand selon la taille et la quantité de parasites) remplis d’éthanol à 70 % pour un stockage à long terme.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Fixez les trématodes morts dans de l’AFA ou du formol tamponné à 10 % pendant 48 heures, puis transférez-les dans un flacon/bocal rempli d’éthanol à 70 % pour un stockage à long terme.</li>
	<li>Détendez les cestodes vivants dans une boîte de Pétri en versant de l’eau presque bouillante dessus, puis transférez-les dans un flacon/bocal rempli d’éthanol à 70 % pour un stockage à long terme.</li>
	<li>Détendez les acanthocéphales vivants en les plaçant dans une boîte de Pétri pendant une à plusieurs heures dans l’eau du robinet d’un réfrigérateur (~4 °C) jusqu’à ce que la trompe soit complètement éversée (cela peut prendre jusqu’à 24 heures). Transfert dans un flacon/bocal rempli d’éthanol à 70 % ou d’AFA pour un stockage à long terme.</li>
	<li>Traitez les cestodes et les acanthocéphales morts de la même manière que les trématodes morts (voir ci-dessus).</li>
	<li>Tuer les nématodes vivants de petite taille (<5 mm) ou fragiles (p. ex. trichostrongylides, capillaires) dans de l’éthanol chaud (presque bouillant) à 70 % et conserver dans un flacon/bocal rempli d’éthanol à 70 % avec 5 % de glycérine (tableau 1) ajouté pour préserver les vers en cas d’évaporation.</li>
	<li>Tuez (et éliminez) les nématodes de taille moyenne à grande (>5 mm) (p. ex. ascarides, spiruridés, oxyures, filaires) en les plaçant dans une boîte de Pétri avec de l’acide acétique glacial froid (tableau 1) et après 15 minutes, transférez-les dans un flacon/bocal rempli d’éthanol à 70 % et de glycérine à 5 %. L’acide acétique peut être utilisé à plusieurs reprises de cette manière.</li>
	<li>Placez les nématodes morts directement dans un flacon/bocal rempli de 70 % d’éthanol et de 5 % de glycérine.</li>
</ol>
3. Identification taxonomique des helminthes
<ol>
	<li>Préparez l'hématoxyline de Harris en dissolvant l'hématoxyline dans de l'alcool et en dissolvant le sulfate d'ammonium et d'aluminium dans de l'eau avec de la chaleur. Mélangez les deux solutions et portez à ébullition.
	<ol>
		<li>Ajouter l’iodate de sodium et faire bouillir pendant 2-3 min. Filtrer la solution (papier filtre 541) une fois qu’elle est revenue à température ambiante.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Colorer excessivement les trématodes, les cestodes et les acanthocéphales en les laissant dilués dans de l'hématoxyline de Harris (1:10) ou du carmin de Semichon pendant la nuit (voir tableau 1).
	<ol>
		<li>Décolorez à l’aide d’éthanol acide à 70 % jusqu’à ce que les organes soient visibles (cela peut prendre entre quelques secondes et plus d’une heure et doit être observé de près).</li>
		<li>Arrêtez la décoloration en transférant les échantillons dans de l’éthanol basique à 70 % pendant au moins 30 min. Ensuite, déshydratez-les en une série d’éthanols gradués (80 %, 95 %, 100 %) et éliminez-les dans du xylène ou du salicylate de méthyle.</li>
		<li>Montez les spécimens sur une lame de microscope après avoir ajouté une goutte de baume du Canada et une lamelle couvre-feuille. Laisser sécher toute la nuit.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Éliminer les nématodes et les acanthocéphales petits à moyens pendant 15 à 30 minutes dans des montages temporaires de lactophénol sur une lame de microscope avec une lamelle.
	<ol>
		<li>Utilisez 80 % de phénol jusqu’à 60 min pour les grands nématodes (ascarides et spiruridés) et les acanthocéphales. Examiner au microscope optique (40-400X) l’évaluation de structures plus petites (spicules mâles et crochets).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Utilisez les approches suivantes pour l’examen de structures spéciales.
	<ol>
		<li>Pour les cestodes, coupez le scolex et placez-le sur une lame de microscope dans du lactophénol et de la « courge » avec une lamelle pour mesurer et compter les crochets rostellaires (voir Figure 1B).</li>
		<li>Pour les nématodes, coupez l’extrémité antérieure et montez en face sur une lame de microscope dans quelques gouttes de lactophénol (sans lamelle) ou dans de la gelée de glycérine pour un montage permanent (avec lamelle) et observez les pièces buccales au microscope optique (35-400X) (voir figure 1D).</li>
		<li>Coupez la queue des grands nématodes et montez-la au lactophénol sur une lame de microscope à l’aide d’une lamelle pour observer la morphologie des papilles ventrales et des spicules des mâles au microscope optique (voir la figure 1D).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Identifier les parasites des espèces à l’aide d’une combinaison de littérature primaire et de références taxonomiques standard telles que :
	<ol>
		<li>Trématodes : Yamaguti (1958, 1971)3,4 et Gibson et al. 5 à 7</li>
		<li>Acanthocéphales : Yamaguti8</li>
		<li>Cestodes : Yamaguti9, Schmidt10, et Khalil et al. 11</li>
		<li>Nématodes : Yamaguti12 et Anderson et al. 13</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Dépôt d’helminthes dans la collection nationale de parasites des États-Unis
<ol>
	<li>Déposer des spécimens représentatifs d’helminthes à la U.S. National Parasite Collection (USNPC). Ceci est obligatoire pour la plupart des revues parasites. Après la soumission, chaque espèce d’helminthe se voit attribuer un numéro d’accession pour l’inclusion dans les manuscrits.</li>
	<li>Incluez les informations suivantes lors de la soumission des échantillons : 1) Nom scientifique du parasite ; 2) les informations sur l’hôte (espèce, coordonnées de longitude/latitude de l’emplacement géographique) ; 3) organe trouvé chez l’hôte ; 4) le nom de la personne qui a prélevé les spécimens et la date de la collecte ; 5) le type de fixateur, de teinture ou de matériau de clarification/montage utilisé ; 6) l’emplacement d’autres collections (numéros de musée et d’acquisition) si des spécimens supplémentaires sont soumis ailleurs ; et 7) des informations sur la publication et la revue. Ces données doivent également être envoyées avec les échantillons et sous pli séparé.</li>
	<li>Emballez les échantillons dans des récipients solides avec un matériau absorbant résistant aux chocs. Collez des bouchons à vis sur les flacons en verre et placez chaque flacon dans un sac en plastique séparé. Enveloppez les diapositives dans du papier et placez-les dans une boîte à diapositives avec un matériau absorbant les chocs entre elles.</li>
	<li>Expédiez les spécimens et une lettre séparée contenant des informations sur les spécimens à : U.S. National Parasite Collection, USDA, ARS, ANRI, Bldg. 1180, BARC-East, 10300 Baltimore Avenue, Beltsville, MD 20705-2350.</li>
</ol>

<ol><li>Atkinson, C. T., Thomas, N. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAtkinson%2C+CT+%22Parasitic+Diseases+of+Wild+Birds%22">Parasitic Diseases of Wild Birds</a>. Hunter, D. B. , John Wiley & Sons, Blackwell Press. Hoboken, New Jersey, USA. (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Parasitic+Diseases+of+Wild+Mammals%22">Parasitic Diseases of Wild Mammals</a>. Samuel, W. M., Pybus, M. J., Kocan, A. A. , Second Edition, Iowa State University Press. Ames, Iowa, USA. (2001).</li>
<li>Yamaguti, S. Parts 1 and 2. The Digenetic Trematodes of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. I, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1958).</li>
<li>Yamaguti, S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Synopsis+of+Digenetic+Trematodes+of+Vertebrates%22">Synopsis of Digenetic Trematodes of Vertebrates</a>. I and II, Keigaku Publishing Company. Tokyo, Japan. (1971).</li>
<li>Gibson, D. I., Jones, A., Bray, R. A. Keys to the Trematoda. 1, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2002).</li>
<li>Jones, A., Bray, R. A., Gibson, D. I. Keys to the Trematoda. 2, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2005).</li>
<li>Bray, R. A., Gibson, D. I., Jones, A. Keys to the Trematoda. 3, CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2008).</li>
<li>Yamaguti, S. Acanthocephala of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. V, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1963).</li>
<li>Yamaguti, S. The Cestodes of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. II, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1959).</li>
<li>D, G. Keys to the Cestode Parasites of Vertebrates. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aD%2C+G+%22CRC+Handbook+of+Tapeworm+Identification%22">CRC Handbook of Tapeworm Identification</a>. , CRC Press Inc. Boca Raton, Florida, USA. (1986).</li>
<li>Khalil, L. F., Jones, A., Bray, R. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKhalil%2C+LF+%22Keys+to+the+Cestode+Parasites+of+Vertebrates%22">Keys to the Cestode Parasites of Vertebrates</a>. , CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (1994).</li>
<li>Yamaguti, S. The Nematodes of Vertebrates. Parts 1 and 2. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYamaguti%2C+S+%22Systema+Helminthum%22">Systema Helminthum</a>. III, Interscience Publishers Inc. New York, New York, USA. (1961).</li>
<li>Anderson, R. C., Chabaud, A. G., Willmott, S. Keys to the Nematode Parasites of Vertebrates: Archival Volume (Nos). 1-10. , CAB International Publishing and The Natural History Museum. Wallingford, Oxfordshire, UK. (2009).</li>
</ol>

Nous n’avons rien à divulguer

Il est extrêmement difficile d’identifier les parasites helminthiques, même de genre, sur la base d’un matériel pauvre. Les cestodes et les trématodes, en particulier, ont tendance à mourir et à se détériorer assez rapidement après la mort de l’hôte. La taxonomie des cestodes dépend grandement du nombre, de la taille et de la forme des crochets rostellaires, qui sont souvent perdus dans les matériaux congelés. Il en va de même pour certains trématodes avec des épines autour de la ventouse buccale, tels que les échinostom...

Les vertébrés sont parasités par quatre grands groupes d’helminthes (vers). Deux de ces groupes, les trématodes et les cestodes appartiennent à l’embranchement des Plathelminthes. Les deux autres groupes sont les nématodes, ou vers ronds, (Nematoda) et les acanthocéphales, ou vers à tête épineuse (Acanthocephala). Beaucoup de ces parasites ont été documentés comme causes de morbidité et de mortalité chez les oiseaux et les mammifères sauvages1,2.
La plupart des helminthes ont des cycles de vie complexes impliquant plus d’un hôte1,2 . Par exemple, les trématodes ont un ou deux hôtes intermédiaires (généralement des invertébrés) et un hôte final. Tous les hôtes doivent être disponibles pour que le cycle se termine et donc pour que les helminthes adultes soient présents dans les hôtes finaux (qui sont le sujet de ce manuscrit). Il est donc important de garder à l’esprit que des fluctuations saisonnières peuvent se produire dans la prévalence et l’intensité de certaines espèces d’helminthes et qu’une surveillance à long terme est souhaitable pour capturer l’helminthe complet de l’auna d’un hôte particulier.
La méthode optimale pour collecter des helminthes est d’examiner un hôte qui a été euthanasié. Cela permet de collecter les helminthes pendant qu’ils sont encore vivants et de leur détendre et de se fixer correctement. Le matériel provenant d’hôtes morts depuis plus de 24 heures, ou qui ont été congelés et décongelés pour examen, est souvent de qualité inférieure et difficile à identifier. Les trématodes et les cestodes d’hôtes congelés ou formalisés sont souvent mal contractés et ont perdu des structures cruciales pour l’identification, comme les épines buccales des trématodes ou les crochets sur le scolex des ténias. Cependant, la réalité est que la plupart du matériel disponible à partir d’hôtes vertébrés de nos jours est congelé ou conservé.
Les bases de données contenant des informations sur les séquences d’ADN des helminthes se développent rapidement et l’identification taxonomique est donc déjà possible pour de nombreuses espèces. Par conséquent, les helminthes doivent être conservés autant que possible pour d’éventuelles analyses d’ADN. Cependant, un ADN de bonne qualité n’est pas possible si les spécimens sont fixés dans du formol. Les méthodes décrites ici pour collecter et tuer les helminthes produiront du matériel adapté à l’extraction d’ADN et aux analyses génétiques.
Ci-dessous, nous décrivons des méthodes détaillées sur la façon de nécropsier les vertébrés (amphibiens, reptiles, oiseaux et mammifères ; les trématodes monogènes de poissons ne sont pas inclus) pour la collecte d’helminthes, suivies de procédures sur la façon de les conserver et de les traiter pour l’identification taxonomique.

<table><tbody><tr><td><fort>Fixant</fort></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alcool-Formoline-Acide acétique (AFA)</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (éthanol) F75F-1GAL (formaldéhyde) BP2401500 (acide acétique glacial)</td><td>Éthanol 85 % (85 ml) + formaldéhyde 37 % (10 ml) + acide acétique glacial (5 ml)</td></tr><tr><td>Éthanol pour la destruction et la conservation à long terme</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1</td><td>Éthanol 100 % (70 ml) + eau distillée (30 ml)</td></tr><tr><td>Éthanol pour la fixation et l’étude de l’ADN</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC61511-0010</td><td>Éthanol 80-90 % (80-90 ml) + eau distillée (20-10 ml), respectivement</td></tr><tr><td>Formalin Buffered</td><td>Fisher Scientific</td><td>SF100-4</td><td>Formalin 10 % (10 ml) + eau distillée (90 ml)</td></tr><tr><td>Alcool glycériné</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (éthanol) AC15365-1000 (glycérine)</td><td>Éthanol 70 % (95 ml) + glycérine (5 ml)</td></tr><tr><td><fort>Éclaircissant, colorant et montage</fort></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Éthanol pour déshydrater pendant la coloration</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1</td><td>Éthanol 80 %, 95 %, 100 % (80 ml, 95 ml, 100 ml) + eau distillée (20 ml, 5 ml, 0 ml)</td></tr><tr><td>Lactophénol</td><td>Fisher Scientific</td><td>R400-27-Phénol</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>A931I-1 (phénol) A407-1 (éthanol)</td><td>Phénol 100 % (80 ml) + éthanol 100 % (20 ml)</td></tr><tr><td>Harris' Hématoxyline</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25347 (hématoxyline) A407-1 (éthanol) A567-500 (sulfate d’ammonium et d’aluminium) S25553 (iodate de sodium)</td><td>Hématoxyline (5 g) + éthanol 100 % (50 ml) + sulfate d’ammonium et d’aluminium (100 g) + iodate de sodium (0,37 g) + eau distillée (1 000 ml)&nbsp ; &nbsp ;</td></tr><tr><td>Semichon' s carmin acétique</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP2401500 (acide acétique glacial) S25236 (carmin) A407-1 (éthanol)</td><td>Acide acétique glacial (100 ml) + carmin (1,5 g) + eau distillée (100 ml). Faites chauffer au bain-marie bouillant pendant 15 min et laissez refroidir. Filtrer pour faire une solution mère. Mélanger 1:2 avec 70 % d’alcool pour la coloration.</td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Fisher Scientific</td><td>X4-4</td><td>À utiliser uniquement sous une hotte chimique.</td></tr><tr><td>Salicylate de méthyle</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25437-Éthanol</td><td></td></tr> <tr><td>basique</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (éthanol) S25159A (hydroxyde d’ammonium concentré)</td><td>Éthanol 70 % (100 ml) + hydroxyde d’ammonium (0,1 ml)</td></tr><tr><td>Éthanol acide</td><td>Fisher Scientific</td><td>A407-1 (éthanol) SA9233-100 (acide chlorhydrique)</td><td>Éthanol 70 % (99,5 ml) +&nbsp ; acide chlorhydrique (0,5 ml)</td></tr><tr><td>Baume du Canada</td><td>Fisher Scientific</td><td>B10-100</td><td>-</td></tr></tbody></table>

collecte et identification d’helminthes de la faune

Helminth Collection and Identification from Wildlife

Les animaux sauvages sont généralement parasités par un large éventail d’helminthes. Les quatre principaux types d’helminthes sont les « vers ronds » (nématodes), les « vers à tête épineuse » (acanthocéphales), les « douves » (trématodes) et les « ténias » (cestodes). La méthode optimale pour collecter des helminthes est d’examiner un hôte mort depuis moins de 4 à 6 heures, car la plupart des helminthes seront encore vivants. Une nécropsie approfondie doit être effectuée et tous les organes principaux examinés. Les organes sont lavés sur un tamis de 106 μm sous l’eau courante et le contenu est examiné au stéréomicroscope. Tous les helminthes sont comptés et un nombre représentatif est fixé (soit dans de l’éthanol à 70 %, soit du formol tamponné à 10 %, soit dans de l’alcool-formol-acide acétique). Pour l'identification des espèces, les helminthes sont soit éliminés dans du lactophénol (nématodes et petits acanthocéphales), soit colorés (trématodes, cestodes et grands acanthocéphales) à l'aide de l'hématoxyline de Harris ou du carmin de Semichon. Les helminthes sont associés à l’espèce en examinant différentes structures (par exemple, les spicules mâles chez les nématodes ou le rostellum chez les cestodes). Les protocoles décrits ici peuvent être appliqués à n’importe quel animal vertébré. Ils nécessitent une certaine expertise pour reconnaître les différents organes et être capables de différencier les helminthes des autres débris tissulaires ou du contenu intestinal. La collecte, la conservation et la coloration sont des techniques simples qui nécessitent un minimum d’équipement et de réactifs. L’identification taxonomique, en particulier des espèces, peut prendre beaucoup de temps et nécessiter la soumission des spécimens à un expert ou une analyse d’ADN.

À l’aide des méthodes décrites ci-dessus, une étude des helminthes du musaraignon masqué, Sorex cinereus, a été menée dans le comté de Missoula, dans le Montana, entre 2007 et 2011. Un total de 56 musaraignes ont été capturées à l’aide de pièges en fosse et examinées dans les 2 heures suivant la mort. La prévalence globale d’infection s’élevait à 96 % ; seules 2 musaraignes étaient dépourvues de parasites. Quinze espèces d’helminthes ont été identifiées, comprenant 9 espèces de cestodes et 6 espèces de nématodes...

Les animaux sauvages sont couramment parasités par un large éventail d’helminthes. Les quatre principaux types d’helminthes sont les « vers ronds » (nématodes), les « vers à tête épineuse » (acanthocéphales), les « douves » (trématodes) et les « ténias » (cestodes). Nous décrivons ici comment les helminthes sont collectés sur un animal vertébré et comment ils sont conservés et identifiés taxonomiquement.

Collecte et identification d’helminthes de la faune

Wild animals are commonly parasitized by a wide range of helminths. The four major types of helminths are &#34;roundworms&#34; (nematodes), ...

L'objectif général de cette procédure est de recueillir, conserver et identifier des casques provenant de la faune sauvage. Cela est réalisé en procédant d'abord à la nécropsie d'un animal sauvage. Ensuite, les casques sont collectés à partir de différents organes, puis conservés à l'aide de diverses techniques en vue de leur identification ultérieure.Enfin, les casques sont clarifiés, colorés et montés, puis les espèces sont identifiées. En définitive, des résultats peuvent être obtenus qui révèlent des structures spécifiques de casques grâce aux techniques de clarification et/ou de coloration, ce qui peut grandement faciliter l'identification des espèces. Bien que cette méthode puisse être appliquée à l'identification des casques provenant de mammifères, d'oiseaux, de reptiles et d'amphibiens.Il peut également être appliqué à d'autres organismes comme les poissons. Commencez par placer l'animal sur une surface plane et utilisez une loupe pour examiner toutes les ouvertures externes, notamment les oreilles, la cavité buccale et les yeux, afin de détecter la présence de nématodes, de CSE, d'orteils et de trématodes. Utilisez une lame tranchante ou un couteau ainsi qu'une paire de forceps de dissection.Pratiquer une incision au-dessus de la cavité abdominale en prenant soin de ne pas endommager les organes. Ensuite, à l'aide d'une pince coupante ou d'une petite scie manuelle si nécessaire, ouvrir la cavité thoracique. Examiner les deux cavités à la recherche de vers plats, de nématodes et de grands trématodes.Ensuite, attacher un fil près du début de l'œsophage et un autre à l'extrémité de l'intestin grêle pour l'examen. Sous un microscope stéréo, séparer le cœur et les principaux vaisseaux sanguins, la trachée et les poumons dans des boîtes de Pétri individuelles. Retirer le foie, la vésicule biliaire et le canal pancréatique, la rate, les reins et la vessie urinaire, puis les examiner sous le microscope stéréo.Ensuite, retirez complètement le système digestif et placez chaque section dans une coupelle en verre. Une fois les organes retirés, utilisez un tuyau ou une bouteille pulvérisatrice remplie de solution saline à 0,9 % pour rincer la cavité corporelle, en laissant le liquide s’écouler à travers un tamis de 106 micromètres. Rincez à contre-courant le contenu du tamis dans une boîte de Pétri et examinez-le au microscope stéréo. À l’aide de ciseaux, ouvrez chaque section du tube digestif afin de rechercher des vers Fal ou des trématodes sanguins.Gratter la muqueuse et l'examiner attentivement à la recherche de parasites de grande taille. Les psci de l'encanto céphalique sont souvent profondément intégrés dans la paroi de l'intestin. Par conséquent, si nécessaire, utiliser une pince et/ou de petits ciseaux pour les extraire délicatement du tissu.Placer chaque section ouverte sous un filet d’eau courante et laver le contenu dans un tamis de 106 micromètres. Ensuite, ouvrir le cœur et les principaux vaisseaux sanguins, la trachée ainsi que la vessie urinaire et la vésicule biliaire, et examiner le contenu de la même manière. Utiliser une lame tranchante et une pince pour découper et disséquer délicatement les organes solides tels que le foie, les poumons, les reins, la rate et le pancréas, puis laver et examiner leur contenu. Noter les types de parasites présents.Relevé le nombre de chaque type et les organes dans lesquels ils sont trouvés. Étiqueter les flacons ou bocaux en plaçant à l'intérieur un petit morceau de carte bristol non imprimée étiqueté au crayon afin de préserver les casques pour des études génétiques ultérieures. Les placer d'abord directement dans l'éthanol.Après avoir fixé l'échantillon pendant un à plusieurs jours, transférez-le dans un flacon en verre de cinq millilitres rempli d'éthanol à 70 % pour une conservation à long terme. Pour conserver les trématodes, placez les spécimens vivants sur une lame de microscope en verre dans une goutte de solution saline, appliquez une lamelle en verre, puis faites passer la lame brièvement au-dessus d'une flamme sans faire bouillir la solution saline. Ensuite, plongez la lame dans une boîte de Pétri contenant de l'alcool, du formol acétique ou un mélange FA, et laissez la lamelle se détacher d'elle-même.Fixer les trématodes morts dans du formol tamponné à 10 % ou du formol acétique (FA) pendant 48 heures avant de les transférer dans un bocal rempli d'éthanol à 70 % pour une conservation à long terme. Pour fixer les estôs, détendre les animaux vivants dans une boîte de Pétri en versant de l'eau presque bouillante dessus, puis les transférer dans un bocal rempli d'éthanol à 70 % pour une conservation à long terme. Détendre les encanto céphalés vivants en les plaçant dans une boîte de Pétri contenant de l'eau du robinet au réfrigérateur pendant une à plusieurs heures, jusqu'à ce que le proboscis soit complètement rétracté.Les transférer dans un bocal rempli d'éthanol à 70 % ou d'acide formique (FA) pour une conservation à long terme. Tuer les nématodes petits ou fragiles dans de l'éthanol à 70 % chaud et les conserver dans un bocal rempli d'éthanol à 70 % contenant 5 % de glycérine pour tuer les nématodes de taille moyenne à grande.Les placer dans de l'acide acétique glacé, puis après 15 minutes, les transférer dans un bocal rempli d'éthanol à 70 % et de glycérol à 5 %. Préparer l'hématine de Harris en dissolvant de l'hématine dans de l'alcool, et en dissolvant du sulfate d'ammonium et d'aluminium dans de l'eau chauffée. Mélanger les deux solutions et porter à ébullition.Ensuite, ajoutez de l'iodate de sodium et faites bouillir pendant deux à trois minutes. Une fois la solution refroidie, utilisez un papier filtre 5 41 pour filtrer la solution afin de révéler les Trématodes estos et décantez. Placez dans de l'hématine de Harris ou de la carmine semi-concentrée pendant une nuit pour fixer les échantillons. Placez ensuite dans de l'éthanol acide à 70 % jusqu'à ce que les organes deviennent visibles.Pour arrêter la coloration au DES, transférez les spécimens dans de l'éthanol basique à 70 % pendant au moins 30 minutes. Déshydratez les échantillons dans une série d'éthanol et utilisez du xylène ou du salicylate de méthyle pour les clarifier. Pour monter les spécimens sur une lame de microscope, ajoutez une goutte de Baume du Canada et une lamelle. Laissez sécher toute la nuit. Clarifiez les nématodes de petite à moyenne taille et les encystés céphaliques en les plaçant dans des montages au lactophénol sur une lame de microscope, puis en les recouvrant d'une lamelle pendant 15 à 30 minutes, dans le cas des nématodes de grande taille et des encystés céphaliques.Placer dans du phénol à 80 % pendant un maximum de 60 minutes. Examiner au microscope optique pour vérifier la clarification des structures plus petites afin d'étudier les atos de culex. Les découper et les placer dans une goutte de lactophénol.Sur une lame de microscope. Utilisez une lamelle pour écraser le culex afin de permettre la mesure et le décompte des crochets stellaires roses. Coupez l'extrémité antérieure et montez-la sur Foss au microscope.Faire glisser sous quelques gouttes de lactophénol ou dans une gelée de glycérine pour une préparation permanente. Observer les pièces buccales au microscope optique. Après avoir coupé les queues des nématodes de grande taille et les avoir montés dans du lactophénol, observer la paoli ventrale et la morphologie des spicules des mâles au microscope optique en utilisant les méthodes décrites dans cette vidéo.Une étude des casques des scénarios de musaraignes masquées Sox a été menée dans le comté de Missoula, dans le Montana, entre 2007 et 2011. Au total, 56 musaraignes ont été collectées à l’aide de pièges à fosse et examinées dans les deux heures suivant leur mort.La prévalence globale de l'infection était de 96 %. Seulement deux musaraignes étaient exemptes de parasites. Quinze espèces de parasites ont été identifiées, incluant neuf espèces d'estos et six espèces de nématodes. Une espèce du genre *Staphylo* des esto n'avait jamais été décrite auparavant.Les organes infectés comprenaient l'intestin grêle, l'estomac, les poumons et la vessie urinaire. L'intensité totale d'infection variait de sept à 234 vers par hôte infecté, ou bien la richesse en espèces d'hôtes infectés ou le nombre d'espèces de casques par hôte infecté allait de un à huit, avec une moyenne de 4,1. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en une à deux Rs sur un petit mammifère comme un écureuil, et en quatre à cinq Rs sur un mammifère plus grand comme un raton laveur.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une très bonne compréhension de la manière de collecter, conserver et identifier les casques provenant de la faune sauvage.

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