Name: Modelo de transplante de hindlimb heterotópico parcial em ratos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-09T14:45:00.000+00:00
Duration: 6 min 19 s
Description: Aprenda o modelo cirúrgico de transplante heterotópico de membro posterior em ratos para estudos de preservação e rejeição imunológica em TCA vascularizado. Este protocolo passo a passo permite que pesquisadores dominem rapidamente a técnica.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Este trabalho foi apoiado pelo Escritório do Secretário Adjunto de Defesa para Assuntos de Saúde através do Programa de Pesquisa Médica Dirigido pelo Congresso sob o Prêmio Nº. W81XWH-17-1-0680. Opiniões, interpretações, conclusões e recomendações são dos autores e não são necessariamente endossadas pelo Departamento de Defesa.

Todos os animais receberam cuidados humanos de acordo com o Guia do NIH para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório. O Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC-protocol 2017N000184) e o Escritório de Revisão de Cuidados e Uso animal (ACURO) aprovaram todos os protocolos animais. Ratos machos de raça Lewis (250-400 g) foram usados para todos os experimentos.
1. Cirurgia
<ol><li>Anestesiar os ratos de Lewis usando inalação de isoflurano. Induzir anestesia com 5% de isoflurane na câmara de indução, e manter anestesia com 1,5-3% de inalação de isoflurane através de um cone respiratório.</li>
	<li>Aplique lubrificante ocular antes da cirurgia em procedimentos de sobrevivência. Raspe o local cirúrgico, trate com creme depilatório, esfregue e drape com cortinas estéreis.</li>
	<li>Confirme a anestesia total com um teste de beliscão do dedo do dedo antes da incisão e regularmente durante o procedimento. Monitore as frequências cardíacas e respiratórias durante todo o procedimento. Para todas as cirurgias, mantenha condições estéreis usando instrumentos estéreis, suprimentos, cortinas e luvas. Consulte a Tabela de Materiais para a lista de instrumentos utilizados para os procedimentos.</li>
</ol>2. Aquisição parcial de hindlimb parcial do doador
<ol><li>Faça uma incisão circunferencial da pele acima do tornozelo no terço distal da perna.</li>
	<li>Esqueleto e cauterizar a artéria safena e o ramo terminal da artéria popliteal usando fórceps bipolares. Cauterize e corte os músculos gastrocnemius, soleus, tibialis anterior e bíceps femoris até que o osso tibial seja exposto.</li>
	<li>Faça uma incisão de 2,5 cm na linha inguinal direita. Disseque a almofada de gordura inguinal e retrate-a distally para expor os vasos femorais. Use um retrátil de anzol para agarrar o ligamento inguinal e fixar fórceps para segurar a almofada de gordura inguinal distally. NOTA: A almofada de gordura inguinal está incluída na colheita do membro parcial.</li>
	<li>Disseque os vasos femorais, individualize os ramos de Murphy (ramos colaterais musculares profundos geralmente localizados no meio do ligamento inguinal e do ramo epigástrico), e ligadura com 8-0 laços de nylon.</li>
	<li>Heparinize o rato doador com 100 UI/kg de heparina, injetada na veia dorsal peniana usando uma agulha de 27,5 G.</li>
	<li>Complete a incisão da pele ao redor do quadril.</li>
	<li>Cauterize os músculos femoris bíceps e glúteos superficiales usando fórceps bipolares. Cauterize e corte o nervo ciático no comprimento médio do fêmur. Exponha o fêmur proximalmente ao nível da crista femoral posterior. NOTA: Os músculos adutor e quadríceps ficam de fora da aquisição. O pedículo innominado está preservado.</li>
	<li>Vasos femorais ligantes com laços de nylon 8/0 ao nível do ligamento inguinal. Realize uma arteriotomia na artéria femoral logo abaixo da ligadura e dilate para permitir a inserção de um angio-cateter de 24 G.</li>
	<li>Cauterize e corte o músculo restante sob o pedículo, expondo o lado anterior do fêmur.</li>
	<li>Corte a tíbia e o fêmur usando um cortador ósseo o mais proximicamente e distally possível, respectivamente (comprimento médio).</li>
	<li>Lave a retalho parcial com 2 mL de solução salina de heparina (100 UI/mL) para obter uma saída venosa clara. Armazenar no gelo em uma gaze estéril até a transferência microvascular(Figura 1).</li>
	<li>Enquanto o animal está sob anestesia geral, realize a eutanásia por exsanguinação até que o animal não mostre nenhum sinal de vida (nenhum movimento respiratório e nenhum batimento cardíaco).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62586/62586fig01.jpg"> Figura 1: Perna traseira parcial do rato colhida. Um angiocato de 24 G é inserido na artéria femoral, pronto para transferência microvascular heterotópica. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62586/62586fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
3. Cirurgia de receptor
<ol><li>Antes da incisão, raspe a parte de trás do pescoço e administre buprenorfina 0,01-0,05 mg/kg subcutânea. Coloque o rato em uma posição supina em uma almofada de aquecimento.</li>
	<li>Faça uma incisão de 2,5 cm na linha inguinal direita. Disseque a almofada de gordura inguinal e recline-a distally para expor os vasos femorais. Use um gancho para retrair o ligamento inguinal e os fórceps de fixação para segurar a almofada de gordura inguinal distally.</li>
	<li>Disseca os vasos femorais, individualize os ramos de Murphy e ligante com laços de nylon 8/0.</li>
	<li>Ligate ambas as naves acima dos vasos epigástricos usando laços de nylon 8/0. Coloque grampos aproximadores proximicamente e extremidades do vaso dilato; enxágüe com soro fisiológico de heparina.</li>
	<li>Faça uma incisão no flanco esquerdo acima do quadril, e crie um bolso subcutâneo com um túnel subcutâneo para o vinco inguinal. NOTA: A incisão de entrada é feita acima da faixa de movimento do quadril para garantir que o animal mantenha um movimento de escalada traseira normal. Além disso, manter uma ponte cutânea entre o inset do enxerto e o local de transferência microvascular permite uma melhor fixação do enxerto(Figura 2).</li>
	<li>Coloque a parte proximal do membro parcial e a almofada de gordura inguinal através do túnel subcutâneo para transferência microvascular. Realize anastomoses venosos e arteriais usando suturas de nylon 10/0. Remova os dois grampos aproximadores e observe a revascularização do membro. Realize um "teste de ordenha" em ambos os vasos para avaliar a patência de cada anastomose. NOTA: Oito a nove suturas são geralmente necessárias para anastomose venosa, 6 suturas em média para anastomose arterial.</li>
	<li>Faça uma incisão longitudinal na pele do lado medial do membro transplantado, e insira o enxerto. Remova o excesso de pele do enxerto e feche a ferida com suturas separadas e uma sutura em execução usando suturas absorventes 4/0.</li>
	<li>Sutura juntar as almofadas de gordura inguinal do membro transplantado e o receptor usando duas suturas absorvíveis separadas, e fechar o vinco inguinal na extremidade após um último check-up das anastomoses microvasculares. NOTA: As almofadas de gordura inguinais são suturadas firmemente para adicionar uma camada protetora de gordura acima dos anastomoses e garantir uma posição segura do enxerto e seu pedículo. Um fechamento meticuloso é melhor para a cicatrização de feridas; também previne sangramento residual da ferida e diminui o risco de automutilação.</li>
	<li>Compensar a perda de fluido subcutânea com 1-3 mL de soro fisiológico de acordo com a quantidade de sangramento perioperatório.</li>
	<li>Coloque uma coleira elizabetano ao redor do pescoço do animal, e aplique 2 suturas soltas na pele para mantê-la na posição correta.</li>
	<li>Pare a inalação de isoflurano e monitore o animal continuamente em uma almofada de aquecimento até totalmente consciente e ambulatorial.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62586/62586fig02.jpg"> Figura 2: Imagem perioperatória antes do início do membro osteomyocutâneo. Uma ponte cutânea de aproximadamente 1 cm é preservada entre a incisão do vinco inguinal e o inset do enxerto acima do quadril. O enxerto é colocado sob a ponte, mantendo-o estável para transferência microvascular. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62586/62586fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
4. Cuidados pós-operatórios
<ol><li>Monitore o animal duas vezes por dia durante 72 horas, depois uma vez por dia até o pós-operatório (POD) 7 e, em seguida, duas vezes por semana. NOTA: O monitoramento deve ser ajustado à condição animal e enxerto (olhos pálidos podem exigir fluidos suplementares, manchas porfiliais como indicador de dor animal, cor/temperatura anormal do enxerto), e mais cuidados devem ser discutidos com o veterinário. É necessária uma única moradia para os ratos beneficiários durante todo o período de estudo para evitar qualquer dano ao enxerto.</li>
	<li>Realize analgesia com injeção subcutânea de buprenorfina e/ou anti-inflamatório não esteroide de acordo com as diretrizes da IACUC.</li>
	<li>Avalie o enxerto e realize exame físico diariamente com imagens usando o mesmo dispositivo. NOTA: O uso de creme de depilação na pele do enxerto é útil para avaliar melhor a cor da pele do transplante.</li>
</ol>

<ol><li>Lanteiri, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feasibility%2C+reproducibility%2C+risks+and+benefits+of+face+transplantation%3A+a+prospective+study+of+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Feasibility, reproducibility, risks and benefits of face transplantation: a prospective study of outcomes.</a> American Journal of Transplantation. 11 (2), 367-378 (2011).</li>
<li>Park, S. H., Eun, S. C., Kwon, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hand+transplantation%3A+current+status+and+immunologic+obstacles%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Clinical+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Hand transplantation: current status and immunologic obstacles.</a> Experimental and Clinical Transplantation. 17 (1), 97-104 (2019).</li>
<li>Cetrulo, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Penis+transplantation%3A+first+US+experience%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Penis transplantation: first US experience.</a> Annals of Surgery. 267 (5), 983-988 (2018).</li>
<li>Grajek, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+complex+allotransplantation+of+neck+organs%3A+larynx%2C+trachea%2C+pharynx%2C+esophagus%2C+thyroid%2C+parathyroid+glands%2C+and+anterior+cervical+wall%3A+a+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">First complex allotransplantation of neck organs: larynx, trachea, pharynx, esophagus, thyroid, parathyroid glands, and anterior cervical wall: a case report.</a> Annals of Surgery. 266 (2), 19-24 (2017).</li>
<li>Pribaz, J. J., Caterson, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+and+limitations+of+conventional+autologous+reconstruction+of+the+head+and+neck%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Craniofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">Evolution and limitations of conventional autologous reconstruction of the head and neck.</a> Journal of Craniofacial Surgery. 24 (1), 99-107 (2013).</li>
<li>Lipson, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+limb+transplantation+in+the+rat.+I.+Results+with+syngeneic+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Vascularized limb transplantation in the rat. I. Results with syngeneic grafts.</a> Transplantation. 35 (4), 293-299 (1983).</li>
<li>Lipson, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+limb+transplantation+in+the+rat.+II.+Results+with+allogeneic+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Vascularized limb transplantation in the rat. II. Results with allogeneic grafts.</a> Transplantation. 35 (4), 300-304 (1983).</li>
<li>Adamson, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+model+of+hindlimb+osteomyocutaneous+flap+for+the+study+of+tolerance+to+composite+tissue+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">A modified model of hindlimb osteomyocutaneous flap for the study of tolerance to composite tissue allografts.</a> Microsurgery. 27 (7), 630-636 (2007).</li>
<li>Arav, A., Friedman, O., Natan, Y., Gur, E., Shani, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+hindlimb+cryopreservation+and+transplantation%3A+a+step+toward+%22organ+banking%22%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Rat hindlimb cryopreservation and transplantation: a step toward "organ banking".</a> American Journal of Transplantation. 17 (11), 2820-2828 (2017).</li>
<li>Gok, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+an+ex-situ+limb+perfusion+system+for+a+rodent+model%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+Journal%22%5BJournal%5D)">Development of an ex-situ limb perfusion system for a rodent model.</a> ASAIO Journal. 65 (2), 167-172 (2019).</li>
<li>Gok, E., Rojas-Pena, A., Bartlett, R. H., Ozer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+skeletal+muscle+metabolomic+changes+associated+with+static+cold+storage%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Rodent skeletal muscle metabolomic changes associated with static cold storage.</a> Transplantation Proceedings. 51 (3), 979-986 (2019).</li>
<li>Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+basic+and+translational+research+in+reconstructive+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Birth+Defects+Research.+Part+C%2C+Embryo+Today%22%5BJournal%5D)">Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation.</a> Birth Defects Research. Part C, Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).</li>
<li>Fleissig, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+heterotopic+hindlimb+osteomyocutaneous+flap+model+in+the+rat+for+translational+vascularized+composite+allotransplantation+research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Modified heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap model in the rat for translational vascularized composite allotransplantation research.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (146), e59458(2019).</li>
<li>Ulusal, A. E., Ulusal, B. G., Hung, L. M., Wei, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+hindlimb+allotransplantation+in+rats%3A+an+alternative+model+for+immunological+research+in+composite-tissue+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Heterotopic hindlimb allotransplantation in rats: an alternative model for immunological research in composite-tissue allotransplantation.</a> Microsurgery. 25 (5), 410-414 (2005).</li>
<li>Jang, Y., Park, Y. E., Yun, C. W., Kim, D. H., Chung, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+vest-collar+as+a+rodent+collar+to+prevent+licking+and+scratching+during+experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">The vest-collar as a rodent collar to prevent licking and scratching during experiments.</a> Lab Anim. 50 (4), 296-304 (2016).</li>
<li>Kern, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+rodent+orthotopic+forelimb+transplantation+model+that+allows+for+reliable+assessment+of+functional+recovery+resulting+from+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">A novel rodent orthotopic forelimb transplantation model that allows for reliable assessment of functional recovery resulting from nerve regeneration.</a> American Journal of Transplantation. 17 (3), 622-634 (2017).</li>
<li>Perez-Abadia, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-dose+immunosuppression+in+a+rat+hind-limb+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+International%22%5BJournal%5D)">Low-dose immunosuppression in a rat hind-limb transplantation model.</a> Transplant International. 16 (12), 835-842 (2003).</li>
<li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+hind-limb+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Orthotopic hind-limb transplantation in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (41), e2022(2010).</li>
<li>Fleissig, Y. Y., Beare, J. E., LeBlanc, A. J., Kaufman, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+the+rat+hind+limb+transplant+as+an+experimental+model+of+vascularized+composite+allotransplantation%3A+Approaches+and+advantages%5BTitle%5D)+AND+%22SAGE+Open+Medicine%22%5BJournal%5D)">Evolution of the rat hind limb transplant as an experimental model of vascularized composite allotransplantation: Approaches and advantages.</a> SAGE Open Medicine. 8, 2050312120968721(2020).</li>
<li>Lindboe, C. F., Presthus, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+denervation%2C+immobilization+and+cachexia+on+fibre+size+in+the+anterior+tibial+muscle+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathologica%22%5BJournal%5D)">Effects of denervation, immobilization and cachexia on fibre size in the anterior tibial muscle of the rat.</a> Acta Neuropathologica. 66 (1), 42-51 (1985).</li>
<li>Nazzal, J. A., Johnson, T. S., Gordon, C. R., Randolph, M. A., Lee, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+limb+allotransplantation+model+to+study+skin+rejection+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Heterotopic limb allotransplantation model to study skin rejection in the rat.</a> Microsurgery. 24 (6), 448-453 (2004).</li>
</ol>

Os autores não têm revelações.

Modelos ortotópicos de transplante de membros em roedores foram descritos na literatura15,16,17; no entanto, eles requerem uma reparação nervosa, recolocação muscular, e uma osteossíntese perfeita do fêmur, o que pode ser um passo muito difícil. Esses modelos também estão associados a uma maior taxa de morbidade e mortalidade em roedores14, especialmente no seguimento de curto prazo, pois a recuperação de...

Nas últimas duas décadas, o VCA evoluiu como um tratamento revolucionário para pacientes que sofrem desfiguração grave, incluindo face1, amputações de membros superiores2,peniano3e outros defeitos complexos do tecido4,5. No entanto, as consequências da imunossupressão ao longo da vida ainda dificultam uma aplicação mais ampla dessas complexas cirurgias reconstrutivas. Pesquisas básicas são cruciais para melhorar as estratégias anti-rejeição. O aumento do tempo de preservação do VCA também é essencial para melhorar a logística de transplante e aumentar o pool de doadores (já que os doadores de VCA devem preencher mais critérios do que doadores de órgãos sólidos, incluindo tom de pele, tamanho anatômico, gênero). Nesse contexto, os transplantes de membros de ratos são amplamente utilizados em estudos sobre a rejeição imune de atores6,7, novos protocolos de indução de tolerância8e estudos de preservação9,10,11. Assim, esses modelos VCA são um elemento-chave para dominar a pesquisa translacional VCA.
Retalhos osteomyocutâneos têm sido descritos na literatura como modelos confiáveis para estudar VCA em ratos8,12,13,14. Embora os transplantes ortotópicos de membros inteiros permitam uma avaliação a longo prazo da função do enxerto, é um procedimento demorado associado a maiores taxas de morbidade e mortalidade pós-operatórias14. Em contraste, os modelos heterotópicos de transplante de membros não são funcionais, mas permitem estudos reprodutíveis sobre VCA. Os resultados pós-operatórios podem ser antecipados de forma confiável antes do início de um estudo de transplante de VCA de ratos. Este estudo relata um modelo de transplante de retalho osteomyocutâneo heterotópico no rato que inclui desfechos e complicações possíveis frequentes que podem surgir intra-operatóriamente e no pós-operatório durante um período de seguimento de três semanas.

<table><tbody><tr><td>24 GA angiocateter</td><td>BD Insyte Autoguard</td><td>381412</td><td></td></tr><tr><td>4-0 sutura monofilamento preto não absorvível</td><td>Ethicon</td><td>1667</td><td>Usado para suturar o E-colar na parte de trás do pescoço</td></tr><tr><td>4-0 sutura Revestida Vicryl Plus Antibacteriana</td><td>Ethicon</td><td>VCP496</td><td></td></tr><tr><td>Adson Tissue Forceps, 11 cm, 1 x 2 Dentes com Plataforma de Amarração</td><td>ASSI</td><td>ASSI. </td><td></td>ATK26426</tr><tr><td>Cabos bipolares</td><td>ASSI</td><td>228000C</td><td></td></tr><tr><td>Monofilamento de poliamida preta USP 10-0, 4 mm 3/8c</td><td>AROSurgical</td><td>T04A10N07-13</td><td>Usado para realizar as anastomoses microvasculares</td></tr><tr><td>Buprenorfina HCl</td><td>Pharmaceutical, Inc</td><td>42023-179-01</td><td></td></tr><tr><td>Pinça de dilatação</td><td>Ferramentas de ciências finas (FST)</td><td>18131-12</td><td></td></tr><tr><td>Tesoura de dissecação 15 cm, cabo redondo 8 mm de diâmetro, lâmina cônica reta e delgada 7 mm, padrão Lipshultz</td><td>ASSI</td><td>ASSI. </td><td></td>SAS15RVL</tr><tr><td>Micro Grampos Duplos 5,5 x 1,5 mm</td><td>Ferramentas de ciências finas (FST)</td><td>18040-22</td><td></td></tr><tr><td>Colar elizabetano</td><td>Braintree Scientific</td><td>EC-R1</td><td></td></tr><tr><td>Fórceps 13,5 cm de comprimento, Cabo Plano, 9 mm de largura Pontas Retas 0,1 mm de diâmetro (x2)</td><td>ASSI</td><td>ASSI. JFL31</td><td></td></tr><tr><td>Halsey Micro Needle Holder</td><td>Ferramentas de ciência fina (FST)</td> <td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Heparin Lock Flush Solution, USP, 100 unidades/mL</td><td>BD PosiFlush</td><td>306424</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Patterson Veterinary</td><td>14043-704-06</td><td></td></tr><tr><td>Pinça Bipolar para Joalheiros Antiaderente 11 cm, ponta reta e pontiaguda, diâmetro da ponta de 0,25 mm</td><td>ASSI</td><td>ASSI. </td><td></td>BPNS11223</tr><tr><td>Lone Star Elastic Stays</td><td>CooperSurgical</td><td>3314-8G</td><td>Usado para retrair o ligamento inguinal para dissecção de vasos femorais</td></tr><tr><td>Lone Star Auto-retentores</td><td>CooperSurgical</td><td>3301G</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Mosquito Hemostats</td><td>Ferramentas de ciência fina (FST)</td><td>13010-12</td><td>Usado para retrair a almofada de gordura inguinal distalmente</td></tr><tr><td>Porta-agulhas, cabo redondo de 15 cm, diâmetro de 8 mm, mandíbula curva superfina de 0,2 mm de diâmetro da ponta, sem trava</td><td>ASSI</td><td>ASSI. B1582</td><td></td></tr><tr><td>Sutura de Nylon Monolfilamento Preto 8-0, 6,5 mm 3/8c</td><td>Ethilon</td><td>2808G</td><td>Usado para ligar ramos colaterais nos vasos femorais</td></tr><tr><td>Tesouras de osso deslocadas</td><td>Ferramentas de ciência fina (FST)</td><td>16101-10</td><td></td></tr><tr><td>S& T Grampos vasculares 5,5 x 1,5 mm</td><td>Ferramentas de ciências finas (FST)</td><td>00398-02</td><td></td></tr><tr><td>Tesouras Walton</td><td>Ferramentas de ciências finas (FST)</td><td>14077-09</td><td></td></tr></tbody></table>

modelo de transplante de hindlimb heterotópico parcial em ratos

Partial Heterotopic Hindlimb Transplantation Model in Rats

As alotransplantações compostas vascularizadas (VCA) representam a opção de reconstrução mais avançada para pacientes sem possibilidades cirúrgicas autólogas após um defeito complexo tecidual. Os transplantes de rosto e mão mudaram a vida dos pacientes desfigurados, dando-lhes um novo órgão social estético e funcional. Apesar dos resultados promissores, o VCA ainda é pouco executado devido a comorbidades de imunossupressão ao longo da vida e complicações infecciosas. O rato é um modelo animal ideal para estudos in vivo que investigam vias imunológicas e mecanismos de rejeição de enxertos. Ratos também são amplamente utilizados em novas técnicas de preservação de enxerto de tecido composto, incluindo estudos de perfusão e criopreservação. Os modelos utilizados para VCA em ratos devem ser reprodutíveis, confiáveis e eficientes com baixa morbidade e mortalidade pós-operatória. Os procedimentos heterotópicos de transplante de membros preenchem esses critérios e são mais fáceis de realizar do que transplantes ortotópicos de membros. Dominar modelos microcirúrgicos de roedores requer experiência sólida em microcirurgia e cuidados com animais. Aqui é relatado um modelo confiável e reprodutível de transplante de retalhos heterotópicos parciais em ratos, os desfechos pós-operatórios e os meios de prevenção de possíveis complicações.

Neste estudo de operador único, foram realizados 30 transplantes de membros parciais heterotópicos sintéricos. O sucesso foi definido no pós-operatório 21 como a ausência de falha do VCA ou complicações que requerem eutanásia. A evolução normal do enxerto está representada na Figura 3. A duração média para aquisição parcial de membros e inset de enxerto no receptor foi de 35 e 105 min, respectivamente; a média de isquemia foi de 105 min. Durante o acompanhamento, ocorreram dois tipos de comp...

Este artigo apresenta um protocolo de transplante de retalho osteomyocutâneo heterotópico em ratos e seus resultados potenciais no acompanhamento a médio prazo.

Modelo de transplante de hindlimb heterotópico parcial em ratos

Vascularized composite allotransplantations (VCA) represent the most advanced reconstruction option for patients without autologous surgical possibilities ...

Apresentamos um modelo cirúrgico confiável e reprodutível de transplante heterotópico de escalada em ratos. Esta técnica é ideal para estudos de curto prazo sobre preservação ou rejeição imunológica em VCA. A descrição passo a passo permitirá que os estagiários dominem rapidamente a cirurgia.Para começar, faça uma incisão circunferencial na pele acima do tornozelo no terço distal da perna. Esqueleto e cauterizar a artéria safena e o ramo terminal da artéria popliteal usando fórceps bipolares. Cauterize e corte os músculos gastrocnemius, soleus, tibialis anterior e bíceps femoris até que o osso tibial seja exposto.Faça uma incisão de 2,5 centímetros na linha inguinal direita e disseque a almofada de gordura inguinal. Use um retrátil de anzol para agarrar o ligamento inguinal. Segure a almofada de gordura inguinal distally com fórceps de fixação e retraia a almofada de gordura para expor os vasos femorais.Disseca os vasos femorais, individualize os ramos de Murphy e ligante com laços de nylon 8/0. Heparinize o rato doador injetando a heparina na veia dorsal peniana usando uma agulha calibre 27,5. Complete a incisão da pele ao redor do quadril.Use os fórceps bipolares para cauterizar os músculos bíceps femoris e glúteos superficialis, em seguida, cauterizar e cortar o nervo ciático no comprimento do fêmur médio. Exponha o fêmur proximalmente ao nível da crista femoral posterior e liga os vasos femorais com laços de nylon ao nível do ligamento inguinal. Realize uma arteriotomia na artéria femoral logo abaixo da ligadura e dilate para inserir o angiocateter de calibre 24.Cauterize e corte o músculo restante debaixo do pedículo para expor o lado anterior do fêmur. Use o cortador de osso para cortar a tíbia proximally e corte o fêmur o mais distally possível. Lave a retalho parcial com dois mililitros de soro fisiológico de heparina para obter uma saída venosa clara.Coloque a plataforma traseira no gelo em uma gaze estéril até a transferência microvascular. Disseque a almofada de gordura inguinal e recline a almofada de gordura inguinal distally para expor os vasos femorais. Use um gancho para retrair o ligamento inguinal e os fórceps de fixação para segurar a almofada de gordura inguinal distally.Disseque os vasos femorais, individualize os ramos de Murphy, e ligante com laços de nylon como demonstrado. Ligate ambas as naves acima dos vasos epigástricos usando laços de nylon. Coloque os grampos aproximadores proximicamente, dilate a lente do vaso e enxágue com soro fisiológico de heparina.Faça uma incisão no flanco esquerdo acima do quadril e crie um bolso subcutâneo com um túnel subcutâneo para o vinco inguinal. Coloque a parte proximal do membro parcial e a almofada de gordura inguinal através do túnel subcutâneo para transferência microvascular. Realize as anastomoses venosas e arteriais usando suturas de nylon.Remova os dois grampos aproximadores e observe a revascularização do membro. Realize um teste de ordenha em ambos os vasos para avaliar a patência de cada anastomose. Faça uma incisão longitudinal da pele no lado medial do membro transplantado e insira o enxerto.Remova o excesso de pele do enxerto e feche a ferida com suturas separadas e uma sutura em execução usando suturas absorventes 4/0. Sutura juntar as almofadas de gordura inguinal do membro transplantado e o receptor usando duas suturas absorvíveis separadas e fechar o vinco inguinal após o último check-up da anastomose microvascular. A evolução do modelo de retrocesso heterotópico foi monitorada até o final do estudo.O crescimento capilar foi observado durante a primeira semana pós-operatória, e a retração cutânea apareceu após duas semanas. Falha vascularizada de aotransplante composto pode ocorrer durante a primeira semana pós-operatória devido à trombose microvascular. A trombose venosa foi a causa da eutanásia precoce em 20% dos casos, todos ocorridos antes do quinto dia de pós-operatório.A pele parecia azul e ficava mais escura a cada dia. A automutilação é uma preocupação séria em enxertos não-sentidos e ocorre frequentemente entre o segundo e o sétimo dia. Se limitado a menos de um terço da superfície do enxerto e diz respeito apenas à pele, o debridamento cirúrgico e a sutura utilizando suturas não absorvíveis podem ser discutidos com o veterinário da equipe.A prevenção da automutilação depende do uso de uma coleira e costurada no pescoço até o sétimo dia de pós-operatório e limpeza de qualquer sangue ou crosta nas feridas cirúrgicas do animal. Autofagia grave de múltiplas camadas do enxerto leva à eutanásia do animal. Cistos dérmicos apareceram após o pós-operatório 14, às vezes com um centro necrosado cutâneo antes da fístula.É crucial garantir que a colocação do enxerto não impeça o animal de ser ambulatorial, e que o pedículo não esteja torcido ou apertado durante o inset do enxerto. Nossa equipe realizou estudos de preservação nos membros adquiridos antes do transplante. Os efeitos de diferentes durações do armazenamento estático a frio foram avaliados, bem como diferentes protocolos de perfusão de membros.

partial-heterotopic-hindlimb-transplantation-model-in-rats

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Imunologia e Infecção

Aqui nós descrevemos o rato ortotópico membro-hind procedimento de transplante, o que parece ser o padrão...

Transplante Limb-Hind ortotópico em ratos

Descrevemos uma nova técnica para transplante coração-pulmão abdominal heterotópico (HAHLT) em ratos. A configuração do transplante resulta em uma circulação do enxerto parcialmente carregada, permitindo avaliação funcional direta. Esse modelo pode ser empregado para estudos agudos ou crônicos de função e estado imunológico do enxerto transplantado.

Rat heterotópico abdominal coração / pulmão Transplante Single-carregado em uma configuração-Volume

O allograft composto vascularized oferece benefícios Life-alterando aos receptores da transplantação, mas as causas biológicas da rejeição da corrupção e do vasculopatia permanecem mal compreendidas. O modelo cirúrgico do roedor apresentado aqui apresenta um modelo de transplante reprodutível e clinicamente relevante, permitindo que os pesquisadores avaliem eventos de rejeição e potenciais estratégias terapêuticas para prevenir sua ocorrência.

Modelo Osteomyocutaneous Heterotopic modificado da aleta do Hindmembro no rato para a pesquisa de Allotransplante composta Vascularized translacional

Este protocolo apresenta um modelo robusto e reprodutível de alotransplante composto vascularizado (VCA) voltado para o estudo simultâneo de imunologia e recuperação funcional. O tempo investido em técnica meticulosa em um transplante ortotópico do membro traseiro da coxa direita com anastomoses vasculares costurados à mão e coaptation neural produz a capacidade de estudar a recuperação funcional.

Dando o próximo passo: um modelo de transplante ortotópico ortotópico de coaptation ortotópico para maximizar a recuperação funcional em ratos

Descrevemos um modelo de transplante de coração abdominal heterotópico em ratos, implicando modificações nas estratégias atuais, que levam a uma abordagem cirúrgica simplificada. Além disso, descrevemos um novo modelo de rejeição pela injeção in-ear de células musculares cardíacas vitais, permitindo novas análises imunológicas de transplante em ratos.

Um modelo imunológico para transplante heterotópico de células cardíacas e cardíacas em ratos

Este protocolo descreve um método simples e eficiente para o transplante de folhetos de válvulas aórticas sob a cápsula renal para permitir o estudo da aoreatividade das válvulas cardíacas.

Um modelo simplificado para transplante de válvula cardíaca heterotópica em roedores

O presente artigo descreve uma técnica modificada para transplante cardíaco vascularizado heterotópico com técnica asséptica atualizada, analgesia e anestesia.

Protocolo de transplante cardíaco heterotópico murino modificado que atende aos padrões contemporâneos de técnica asséptica, anestesia e analgesia

Este estudo demonstra uma técnica reprodutível de transplante cardíaco abdominal heterotópico em ratos que iniciantes podem aprender e executar. Além disso, um novo modelo de regurgitação aórtica em ratos é gerado pela realização de transplante cardíaco abdominal heterotópico e lesão da valva aórtica do doador usando fio-guia após a coleta.

Transplante Cardíaco Heterotópico Abdominal Modificado e um Novo Modelo de Regurgitação Aórtica em Ratos

O protocolo auxiliar de transplante hepático heterotópico de rato descrito aqui oferece uma ferramenta prática de investigação para explorar os mecanismos de rejeição do aloenxerto hepático. Este modelo ajuda a aliviar os obstáculos cirúrgicos e o estresse animal do transplante hepático ortotópico em ratos.

Modelo de transplante de fígado total auxiliar heterotópico de rato utilizando uma hepaticouretorostomia para estudos de rejeição de aloenxerto

Apresentamos um modelo reprodutível de camundongo de alotransplante composto vascularizado de membros posteriores para pescoço, heterotópico. Esse protocolo supermicrocirúrgico, envolvendo anastomoses de vasos de 0,3 a 0,5 mm, integra guiagem com filamento de náilon e algemamento venoso. Ela oferece uma plataforma confiável para estudos translacionais sobre tolerância, lesões por isquemia-reperfusão e mecanismos imunológicos em alotransplante composto vascularizado.

Transplante Heterotópico de Membro Posterior para Pescoço no Camundongo: Um Modelo Supermicrocirúrgico de Alotransplante Composto Vascularizado

Aprenda o modelo cirúrgico de transplante heterotópico de membro posterior em ratos para estudos de preservação e rejeição imunológica em TCA vascularizado. Este protocolo passo a passo permite que pesquisadores dominem rapidamente a técnica.

Modelo de transplante de hindlimb heterotópico parcial em ratos

Explorar mais vídeos