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Biology

Misure di Cuore e Tariffe ventilatoria a muoversi liberamente gamberi di fiume

doi: 10.3791/1594 Published: October 15, 2009

Summary

Invertebrati mostrano un autonomo simpatico, come risposta simile a quella descritta per i vertebrati. Il coordinamento dei sistemi cardio-vascolare e respiratorio permette per la misurazione di un indice biologico in cui per valutare uno stato interno dell'organismo.

Abstract

La risposta alla paura, fuga o lotta serve come base fisiologica per l'esame fondamentale la consapevolezza di un organismo del suo ambiente in un attacco imminente predatore. Anche se non è noto se gli invertebrati possiedono un sistema nervoso autonomo identica a quella dei vertebrati, le prove dimostrano gli invertebrati hanno una simpatica reazione simile per regolare l'ambiente interno e pronto l'organismo ad agire comportamentale a determinati stimoli. Inoltre, questa risposta fisiologica può essere misurata e tenerne agisce come un indice biologico per lo stato interno dell'animale. Misure della risposta fisiologica può essere direttamente correlati ai fattori di stress interni ed esterni attraverso i cambiamenti nel coordinamento del sistema nervoso centrale controllato dei sistemi cardio-vascolari e respiratorie. Più in particolare, il monitoraggio cardiaco e dei tassi di ventilazione forniscono misure quantificabili della risposta allo stress comportamentale non sempre osservate. Gamberi sono organismi buon modello per la misurazione della frequenza cardiaca e respiratoria a causa della possibilità di registrazione, così come la ricca storia conosciuta della morfologia del gambero, risalente al Huxley nel 1888, ed i comportamenti tipici ben studiato.

Protocol

Introduzione

Gli organismi devono presentare una vasta gamma di comportamenti di rispondere agli stimoli minacciosi e cambiamenti nell'ambiente. La risposta autonomica è ben studiata nei vertebrati come la risposta di lotta o fuga in cui il sistema nervoso simpatico prepara fisiologicamente l'ambiente interno (Carpenter, 1976;. Nicholls et al, 2001). È attraverso i cambiamenti fisiologici che un organismo in grado di regolare la risposta allo stress e alterare il comportamento di reagire a un attacco imminente o cambiamenti ambientali. I dati dimostrano che il sistema cardio-vascolare è strettamente collegato con il sistema respiratorio consentendo in tal modo l'ambiente interno di reagire e di attuare una risposta. E 'noto che il controllo autonomo del sistema respiratorio e cardiovascolare in grado di regolare la disponibilità di ossigeno e nutrienti ai tessuti target specifici necessari per una risposta imminente comportamentale.

Nei vertebrati, la risposta autonomica e fisiologico è così ben evoluto, sembrerebbe probabile che invertebrati complesso sarebbe allo stesso modo in possesso di un sistema di risposta sviluppato (Schapker et al, 2002;. Zavarzin, 1941). Anche se vertebrati e invertebrati sono molto diversi sistematicamente; invertebrati altamente sviluppato richiedono la rapida risposta cardiovascolare e respiratorio per rispondere in maniera lotta o fuga. Per molti invertebrati, un simpatico-come risposta fisiologica può essere quantificato. Risalente al 1927, molti degli studi molto presto sono stati condotti negli invertebrati, in particolare attraverso i artropodi in generale (Alexandrowicz, 1932; Orlov, 1927; Zavarzin, 1941).

Gamberi sono noti per esporre una vasta gamma di comportamenti rapido così come la capacità di valutare e rispondere agli stimoli ambientali. Studi molto presto hanno notato un simpatico-come la risposta di una risposta immediata e rapida di atteggiamenti di difesa (Bethe, 1897, Huxley, 1880; Shuranova et al, 2006;. Wiersma, 1961). Il cuore gamberi adulto neurogena da quando il battito e il ritmo sono controllati dal sistema nervoso centrale (Alexandrowicz, 1932; Yamagishi e Hirose, 1997;. Yamagishi et al, 1997; Wilkens, 1999). Di routine, la misurazione della frequenza cardiaca di un animale (HR) fornisce una misura diretta di eccitabilità e disponibilità dell'ambiente interno. In gamberi, un aumento delle risorse umane è notato durante la postura di difesa quando si presenta con uno stimolo percepito minaccioso (Listerman et al., 2000). Questo tipo di risposta del sistema nervoso è stato anche mostrato in aragoste (Yazawa e Katsuyama, 2001).

Il sistema di ventilazione è anche neuronally controllata con un generatore di ventilatorio modello centrale (VPG) responsabile per consumo di ossigeno attraverso le branchie con l'azione di pompaggio di due appendici specializzate scaphognathites definito (Mendelson, 1971). Un scaphognathite singolo risiede in ogni camera branchiale alle estremità anteriore e estrae l'acqua attraverso le branchie con un movimento ritmico (Pasztor, 1968). Il VPG, come con il cuore, può essere modulato da molti fattori. Lavori precedentemente svolti in granchio, Cancro magister mostra il ritmo cardiaco e respiratorio può essere alterata dal controllo centrale attraverso i neuroni di comando (Wilkens et al., 1974). Inoltre, l'attività del VPG è noto a cambiare con i cambiamenti nella risposta interna e con le interazioni sociali o cambiamenti ambientali in crostacei (Burmistrov e Shuranova, 1996; Cuadras, 1979, 1980; Li et al, 2000;. Listerman et al. , 2000; McMahon e Wilkens, 1983; Schapker et al, 2002;. Shuranova et al, 2002;. Wilkens, 1976). Come si vede nella gamberi, attività ventilatoria (VR) può variare a seconda dello stato interno e le modifiche in VR possono essere registrati durante inaspettati stimoli esterni (Shuranova et al, 1993;. Shuranova et al, 2002)..

A causa della affidabilità e la fattibilità delle risorse umane e le misure di VR, le domande futuro da porsi sono infinite. Come notato in precedenza, il lavoro è stato fatto per esaminare la risposta autonomica durante le interazioni sociali e disturbi ambientali. È interessante notare che molte zone sono lasciati da esplorare come l'esame della risposta autonomica durante naturali cambiamenti ormonali e / o altri processi fisiologici che avvengono nell'organismo. Possibili direzioni future possono anche esaminare simpatico-come le risposte durante l'accoppiamento e la ricezione chimici olfattivi. Ma soprattutto, le risposte fisiologiche possono fornire una conoscenza più approfondita in una risposta dell'organismo con l'ambiente rispetto alle osservazioni comportamentali poiché gli animali non sempre rispondono comportamentale quando si stanno preparando internamente. Così, la misura fisiologica fornisce un indice biologico per valutare lo stato interno di un organismo che può spiegare i cambiamenti globali in un organismo.

Metodi

Prima di iniziare a filo di un gambero, la preparazione di fili è richiesto. Tagliate due fili isolati in acciaio inox (0,005 pollici di diametro e con il rivestimento 0,008 pollici; Sistemi AM, Carlsburg, WA), abbastanza a lungo da inserire nel gamberi e adeguatamente raggiungere un rilevatore di impedenza (UFI, modello 2991). Rimuovere l'isolamento (~ 0,5 mm) da un incendio alle estremità dei fili che sarà inserito nel carapace. Fare attenzione a non rimuovere l'isolamento troppo come un filo scoperto sulla parte esterna del l'animale deve essere ricoperto per evitare corto circuito registrazioni impedenza. Quindi, utilizzando pinze piegare le estremità dei fili bruciati in un angolo di 90 per il posizionamento nel carapace. Assicurarsi che la parte inserita del filo non sia troppo lungo perché questo potrebbe fare danni agli organi interni. Per la fattibilità di inserire i cavi in ​​un tubo di plastica (che protegge i fili), è meglio girare liberamente i fili insieme. Se il cuore di registrazione e tassi di ventilazione, ripetere i passi sopra una seconda volta e le due serie di fili possono essere liberamente intrecciati tra loro prima collocazione nel tubo di plastica. Assicurati di designare i fili per il cuore e la velocità di ventilazione in modo da non confondere i fili che attribuiscono alla quale rivelatore impedenza per la registrazione. E 'meglio di etichettare i cavi o tagliare un paio più corta dell'altra all'inizio.

Per plausibilmente e sicuro filo il gambero di fiume, è meglio per avvolgere gli artigli e le gambe (lasciando la parte posteriore e un lato a vista) in panno umido o tovaglioli di carta per eliminare il pregiudizio alla persona e / o gamberi (Figura 1).

Figura 1 Figura 1. Avvolgimento del chelipeds e le gambe del gambero. Avvolgere i gamberi in un tovagliolo di carta bagnato per prevenire lesioni alla persona e il gambero di fiume. La confezione sarà ostacolare la capacità del gambero per spostare il chelipeds e le gambe.


Per iniziare il processo di cablaggio, è meglio iniziare nella camera branchiale poiché lo spessore del carapace varia con ogni gamberi e forza in eccesso possono causare danni agli organi interni, così da partire nella camera branchiale, eccessiva pressione è meno probabile che uccidere come i gamberi rispetto alla camera del torace. La prima buca è fatto usando una punta sottile bisturi e appena abbastanza grande per un filo da inserire sotto la cuticola in area rostrale della camera branchiale (cioè, camera prebranchial di monitoraggio della frequenza respiratoria;. Schapker et al, 2002). Un grande buco avrà eccessiva perdita di emolinfa e non tenuta bene e questo aumenterà la probabilità che i fili non rimanere nel foro designato. Una volta che il filo è a posto, cadere una piccola quantità di colla (cianoacrilato estere) e acceleratore (HobbyTown USA, Lexington, KY) sul filo. L'uso della colla a rapida essiccazione riduce lo stress trattamento degli animali. Fare attenzione a posto solo una piccola quantità di acceleratore sulla cuticola poiché questo è tossico per i gamberi e causerà la morte. La cosa migliore è di cancellare immediatamente qualsiasi acceleratore eccesso con un tovagliolo di carta. Ripetere questi passaggi per il secondo filo nella camera branchiale. Questi due fili sono in grado di coprire l'scaphognathite (organo respiratorio) per assicurare una misura forte impedenza accurata durante ogni movimento scaphognathite (Figura 2). Per ottenere una registrazione accurata, assicurarsi che il secondo filo non è posto all'esterno della camera di branchie e nella camera toracica.

Figura 2 Figura 2. Il posizionamento di fili di acciaio inossidabile nella camera branchiale. I puntini bianchi sul carapace rappresentano i punti per i fili di acciaio inox da posizionare sotto la cuticola. I fili coprono l'scaphognathite e del movimento attraverso la misura di impedenza dinamica.

La procedura per la frequenza cardiaca cablaggio nella camera toracica è la stessa di sopra eccetto i fili sono posti sotto il carapace dorsale direttamente sul cuore e attraversano il cuore in un rostrale-caudale disposizione (Figura 3). Questa posizione garantisce una misura accurata forte impedenza durante ogni contrazione cardiaca (Listerman et al., 2001).


Figura 3 Figura 3. Il posizionamento di fili di acciaio inossidabile nella camera del torace. I puntini bianchi sul carapace rappresentano i punti per i fili di acciaio inox da posizionare sotto la cuticola. I fili attraversano il cuore in un rostrale-caudale accordo. Ciò consentirà di misure di contrazione del cuore attraverso l'impedenza dinamica.


Una volta che il posizionamento di tutte e quattro fili è completa, un mix adesivo istantaneo (Eastman, a 5 min e asciugaturaPOXY) e coprire i buchi per ogni posizione così come i fili. Una volta che i fili e fori siano adeguatamente coperti, utilizzare la resina epossidica rimanenti per tenere il tubo di plastica sul retro del gambero. Questo farà sì che i fili non sarà tirato fuori i fori maneggi futuro. Dal momento che la resina epossidica richiede pochi minuti per asciugare, detenere o posto i gamberi in un contenitore senza acqua fino a quando la resina epossidica non è più appiccicoso al tatto. Una volta che la resina epossidica è asciutta, lavare i gamberi in acqua per rimuovere le sostanze chimiche in eccesso e riporle in un ambiente acquatico. Per garantire la salute del gambero, è meglio cambiare l'acqua in circa un'ora per rimuovere tutti i prodotti chimici non precedentemente rimosso. Come rilevato da ricercatori precedenti, abbiamo trovato che una manipolazione prolungata altera le misure fisiologiche dello stress dovuto per la durata di 24 ore a 3 giorni (Wilkens et al, 1985.), Pertanto, gli animali dovrebbero essere lasciati per 2 a 3 giorni prima di ogni sperimentazione .

Per registrare ECG, collegare i fili dal gambero di rilevatori di impedenza. I due fili che attraversa il cuore (HR misura) deve essere collegato ad un rilevatore di impedenza singolo e allo stesso modo per i due fili che attraversa il scaphognathite (misura VR). Il rilevatore impedenza misure resistenza dinamica tra i due fili di acciaio inossidabile. Questi segnali vengono registrati collegando il rilevatore on-line ad un PowerLab tramite un'interfaccia PowerLab/4SP (Strumenti dC). Tutti gli eventi sono misurati e calibrati con la versione software 5.5.6 Grafico PowerLab (AD Instruments, Australia). Per iniziare, impostare una velocità di acquisizione a 4 kHz. Le deviazioni di grandi dimensioni rappresenta il battito cardiaco e la frequenza di ventilazione. Per una maggiore facilità nel conteggio ogni HR / VR, può applicare una funzione di smoothing per il set di dati. Se 100 punti sono stati attenuato (cioè la media) la traccia risultante sarà raffigurano solo i battiti cardiaci. La frequenza cardiaca può essere determinato mediante una conta diretta di ogni battito più di 10-s intervalli e poi convertito in battiti per minuto (BPM).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Scalpel Stainless steel surgical blades No. 11 for No. 3 handle
Stainless steel wire A-M Systems, Carlsburg, WA diameter 0.005 inches with the coating 0.008 inches
Impedance detector UFI model 2991
Plastic tubing Cole-Parmer Tygon Tubing ID .0812, OD .1492
Fast-drying glue (cyanoacrylate ester) HobbyTown USA, Lexington, KY
Accelerator HobbyTown USA, Lexington, KY
Adhesive Eastman 5-min drying epoxy
PowerLab via a PowerLab/4SP interface ADInstruments
PowerLab Chart AD Instruments, Australia software version 5.5.6
PowerLab Chart AD Instruments, Australia software version 3.5.6

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References

  1. Alexandrowicz, J. S. The innervation of the heart of Crustacea. I. Decapoda. Wuart. J. Microsc. Sci. 75, 181-249 (1932).
  2. Bethe, A. Vergleichende Untersuchungen uber die Funtionen des Zentrainervensystems der Arthropoden. Pfluger s Arch. Ges. Physiol. 68, 449-545 (1897).
  3. Burmistrov, Y. M., Shuranova, Z. P. Russian Contributions to Invertebrate Behavior. Abramson, C. I., Shuranova, Z. P., Burmistrov, Y. M. Praeger. Westport, Connecticut. 111-144 (1996).
  4. Carpenter, M. B. The autonomic nervous system. Human Neuroanatomy. 7th ed, The William & Wilkins Co. Baltimore, MD. 191-212 (1976).
  5. Cuadras, J. Heart rate and agonistic behavior in unrestrained crabs. Mar. Behav. Physiol. 6, 189-196 (1979).
  6. Cuadras, J. Cardiac responses to visual detection of movement, mechanostimulation and cheliped improsed movement in hermit crabs. Comp. Biochem. Physiol. A. 66, 113-1171 (1980).
  7. Huxley, T. H. The Crayfish: An introduction to the study of zoology. MIT Press. Cambridge, MA. (1977).
  8. Li, H., Listerman, L. R., Doshi, D., Cooper, R. L. Use of heart rate to measure intrinsic state of blind cave crayfish during social interactions. Comp. Bichem. Physiol. 127A, 55-70 (2000).
  9. Listerman, L. R., Deskins, J., Bradacs, H., Cooper, R. L. Heart rate within male crayfish: social interactions and effects of 5-HT. Comp. Biochem. Physiol. 125, 251-263 (2000).
  10. McMahon, B. R., Wilkens, J. L. Ventilation, perfusion and oxygen uptake. Biology of Crustacea. Mantel, L., Bliss, D. 6, Academic Press. New York. 289-372 (1983).
  11. Mendelson, M. Oscillator neurons in crustacean ganglia. Science. 171, 1170-1173 (1971).
  12. Nicholls, J. G., Martin, A. R., Wallace, B. G., Fuchs, P. A. From Neuron to Brain. Sinauer Assoc. Sunderland, MA, USA. 315-317 (2001).
  13. Orlov, Y. Das Magenganglion des Fluβkrebses, Ein Beitrag zur vergleichenden Histologis des sympathischen Nervensystem. Z. Mikrosk. Anat. Forschung. 8, 67-102 (1927).
  14. Pasztor, V. M. The neurophysiology of respiration in decapod Crustacea: The motor system. Can. J. Zool. 46, 585-596 (1968).
  15. Schapker, H., Breithaupt, T., Shuranova, Z., Burmistrov, Y., Cooper, R. L. Heart rate and ventilatory correlative measures in crayfish during environmental disturbances and social interactions. Comp. Biochem. Physiol., A. 131, 397-407 (2002).
  16. Shuranova, Z. P., Vekhov, A. V., Burmistrov, Y. M. The behavioral reactions of fresh-water crayfish to sensory exposures: the autonomic components. Zh. Vyssh Nerv. Deiat Im I P Pavlova. 43, 1159-1169 (1993).
  17. Shuranova, Z. P., Burmistrov, Y. M. Ventilatory activity in free moving crayfish is indicative of its functional state and perceiving external stimuli. The Crustacean Nervous System. Wiese, K. Springer. Berlin. 526-535 (2002).
  18. Shuranova, Z. P., Burmistrov, Y. M., Strawn, J. R., Cooper, R. L. Evidence for an autonomic nervous system in decapod crustaceans. Inter. J. Zool. Res. 2, 242-283 (2006).
  19. Wiersma, C. A. G. Reflexes and the central nervous system. The physiology of Crustacea, vol II, Sense organs, integration, and behavior. Academic Press. New York. 241-279 (1961).
  20. Wilkens, J. L. Neuronal control of respiration in decapod Crustacea. Fed. Fed. Proc. 35, 2000-2006 (1976).
  21. Wilkens, J. L., Wilkens, L. A. Central control of cardiac and scaphognathite pacemakers in the crab Cancer magister. J. Comp. Physiol. 90, 89-104 (1974).
  22. Wilkens, J. L. The control of cardiac rhythmicity and of blood distribution in crustaceans. Comp. Biochem. Physiol. A. 124, 531-538 (1999).
  23. Yamagishi, H., Ando, H., Makioka, T. Myogenic heartbeat in the primitive crustacean Triops longicaudatus. Biol. Bull. 193, 350-358 (1997).
  24. Yazawa, T., Katsuyama, T. Spontaneous and repetitive cardiac slowdown in the freely moving spiny lobster, Panulirus japonicas. J. Comp. Physiol. 187, 817-824 (2001).
  25. Zavarzin, A. A. Ocherki po evol utsionnoj gistologii nervnoj sistemy (Essays on the evolutionary histology of the nervous system). Zavarzin, A. A., Izbrannye, T. III, Izdatel stvo AN SSSR. Moskva-Leningrad. (1950).
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Bierbower, S. M., Cooper, R. L. Measures of Heart and Ventilatory Rates in Freely Moving Crayfish. J. Vis. Exp. (32), e1594, doi:10.3791/1594 (2009).More

Bierbower, S. M., Cooper, R. L. Measures of Heart and Ventilatory Rates in Freely Moving Crayfish. J. Vis. Exp. (32), e1594, doi:10.3791/1594 (2009).

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