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Biology

Medidas de las frecuencias cardíaca y respiratoria en movimiento libre del cangrejo de río

doi: 10.3791/1594 Published: October 15, 2009

Summary

Invertebrados muestran un autónomo simpático-como respuesta similar a la descrita para los vertebrados. La coordinación de los sistemas cardiovascular y respiratorio permite la medición de un índice biológico en el que para evaluar un estado de organismo interno.

Abstract

La respuesta al miedo, la huida o la lucha es la base fisiológica fundamental para el examen de conciencia de un organismo de su entorno en un ataque de depredadores inminente. Aunque no se sabe si los invertebrados poseen un sistema nervioso autónomo, idéntica a la de los vertebrados, la evidencia muestra los invertebrados tienen una respuesta simpática, como para regular el medio interno del organismo y listo para actuar conductualmente a un estímulo determinado. Además, esta respuesta fisiológica puede ser factible medir y actúa como un índice biológico para el estado interno del animal. Las mediciones de la respuesta fisiológica puede estar directamente relacionado con factores estresantes internos y externos a través de cambios en la coordinación del sistema nervioso central controlado de los sistemas cardiovascular y respiratorio. Más específicamente, el monitoreo cardíaco y las tasas de ventilación proporcionan mediciones cuantificables de la respuesta al estrés no siempre su comportamiento observado. Cangrejos de río son organismos buen modelo para el corazón y las mediciones de tasa de ventilación debido a la posibilidad de grabación, así como la rica historia conocida de la morfología de los cangrejos de río, que data de Huxley en 1888, y las conductas típicas bien estudiado.

Protocol

Introducción

Los organismos deben presentar una amplia gama de comportamientos que responden a los estímulos de amenaza y los cambios en el medio ambiente. La respuesta autonómica está bien estudiado en los vertebrados como la respuesta de lucha o de vuelo en el que el sistema nervioso simpático prepara fisiológicamente el ambiente interno (Carpenter, 1976;. Nicholls et al, 2001). Es a través de los cambios fisiológicos que un organismo puede regular la respuesta al estrés y modificar la conducta de reaccionar ante un ataque inminente o cambios ambientales. La evidencia muestra que el sistema cardio-vascular está estrechamente conectada con el sistema respiratorio permitiendo así que el ambiente interno de responder y ejecutar una respuesta. Es bien sabido que el control autónomo de los sistemas respiratorio y cardiovascular pueden regular la disponibilidad de oxígeno y nutrientes a los tejidos específicos necesarios para una respuesta de comportamiento inminente.

En los vertebrados, la respuesta autonómica y fisiológico está tan bien desarrollado, parece probable que los invertebrados complejos de manera similar que poseen un sistema de respuesta desarrollados (Schapker et al, 2002;. Zavarzin, 1941). A pesar de que los vertebrados y los invertebrados son muy diferentes de forma sistemática; invertebrados muy desarrollados requieren la rápida respuesta cardiovascular y respiratoria para responder de una forma de lucha o huida. Para muchos invertebrados, una respuesta fisiológica simpático-como se puede cuantificar. Que data de 1927, muchos de los estudios muy temprano se han realizado en los invertebrados, especialmente artrópodos, en general, utilizando (Alexandrowicz, 1932; Orlov, 1927; Zavarzin, 1941).

Cangrejos de río se sabe que presentan una amplia gama de comportamientos rápida, así como la capacidad para evaluar y responder a los estímulos ambientales. Estudios muy temprano han observado una respuesta simpática, como de una respuesta inmediata y rápida de la postura de defensa (Bethe, 1897; Huxley, 1880; Shuranova et al, 2006;. Wiersma, 1961). El corazón del cangrejo de río adulto neurogénica desde el compás y el ritmo son controlados por el sistema nervioso central (Alexandrowicz, 1932; Yamagishi y Hirose, 1997;. Yamagishi et al, 1997; Wilkens, 1999). Habitualmente, la medición de la frecuencia cardiaca de un animal (HR) proporciona una medida directa de la excitabilidad y la preparación del ambiente interno. En cangrejos de río, un incremento de la FC se observa en una postura de defensa cuando se le presenta un estímulo percibido amenaza (Listerman et al., 2000). Este tipo de respuesta del sistema nervioso también se mostró en las langostas (Yazawa y Katsuyama, 2001).

El sistema de ventilación es también neuronal controlado con un generador de patrón ventilatorio central (VPG) responsable de la captación de oxígeno través de las branquias por la acción de bombeo de dos apéndices especializados denominados scaphognathites (Mendelson, 1971). A scaphognathite solo reside en cada cámara branquial en los extremos anterior y lleva el agua a través de las branquias de un movimiento rítmico (Pasztor, 1968). El VPG, al igual que con el corazón, puede ser modulado por muchos factores. El trabajo previo en el cangrejo, Cancer magister muestra el ritmo cardíaco y respiratorio puede ser alterado por el control central a través de las neuronas de comando (Wilkens et al., 1974). Además, la actividad de la VPG se conoce a cambiar con los cambios en la respuesta interna y con las interacciones sociales o los cambios ambientales en los crustáceos (Burmistrov y Shuranova, 1996; Cuadras, 1979, 1980, Li et al, 2000;. Listerman et al. , 2000; McMahon y Wilkens, 1983; Schapker et al, 2002;. Shuranova et al, 2002;. Wilkens, 1976). Como se observa en los cangrejos de río, la actividad ventilatoria (VR) puede variar dependiendo de la situación interna y los cambios en la realidad virtual se pueden registrar durante inesperados estímulos externos (Shuranova et al, 1993;. Shuranova et al, 2002)..

Debido a la seriedad y viabilidad de los recursos humanos y las medidas de realidad virtual, las preguntas que se le pregunte el futuro son infinitas. Como se señaló anteriormente, el trabajo se ha hecho para examinar la respuesta autonómica durante las interacciones sociales y las alteraciones del medio ambiente. Curiosamente, muchas áreas quedan por explorar, como el examen de la respuesta autonómica durante los cambios hormonales naturales y / o en otros procesos fisiológicos que ocurren en el organismo. Las posibles direcciones futuras también puede examinar simpático-como las respuestas durante el apareamiento y la recepción química olfato. Más importante aún, las respuestas fisiológicas pueden proporcionar un mayor conocimiento de una respuesta del organismo al medio ambiente en comparación con las observaciones de la conducta ya que los animales no siempre se comportaron cuando se están preparando internamente. Por lo tanto, la medición fisiológica proporciona un índice biológico para evaluar el estado interno de un organismo que puede explicar los cambios globales en el organismo.

Métodos

Antes de comenzar el hilo de un cangrejo de río, la preparación de los cables es necesario. Cortar dos cables aislados de acero inoxidable (diámetro de 0,005 pulgadas y con el revestimiento de 0,008 pulgadas, sistemas de AM, Carlsburg, WA) el tiempo suficiente para insertar en los cangrejos de río y adecuadamente llegar a un detector de impedancia (UFI, modelo 2991). Quite el aislamiento (~ 0,5 mm) por el fuego en los extremos de los dos cables que se insertan en el caparazón. Tenga cuidado de no remover demasiado aislamiento como un cable pelado en el exterior del animal deben ser recubiertas para evitar cortocircuitos en las grabaciones de impedancia. Entonces, el uso de fórceps doblar los extremos de los cables quemados en un ángulo de 90 para la colocación en el caparazón. Asegúrese de que inserta la porción del cable no es demasiado largo, porque esto podría hacer daño a los órganos internos. Para la viabilidad de la inserción de los cables en un tubo de plástico (que protege los cables), lo mejor es girar libremente los cables juntos. Si el corazón de grabación y tasas de ventilación, repita los pasos anteriores por segunda vez y los dos juegos de cables puede ser vagamente trenzado juntos antes de la colocación en el tubo de plástico. Asegúrese de designar a los cables para el corazón y la tasa de ventilación a fin de no confundir los cables que unen a detector de impedancia, que para la grabación. Lo mejor es la etiqueta de los cables o cortar un par más corto que el otro en el principio.

Para factible y segura de alambre del cangrejo de río, lo mejor es envolver las garras y las piernas (dejando la parte de atrás y se expone uno de los lados) en un paño húmedo o toallas de papel para eliminar el perjuicio a la persona y / o cangrejos de río (Figura 1).

Figura 1 Figura 1. Envoltura del quelípedos y las piernas del cangrejo de río. Envolver los cangrejos de río en una toalla de papel húmeda evitará lesiones a la persona y el cangrejo. El envoltorio se obstaculizan la capacidad de los cangrejos de río para mover la quelípedos y las piernas.


Para comenzar el proceso de cableado, lo mejor es empezar en la cámara de enmalle ya que el grosor del caparazón varía con cada uno de los cangrejos y exceso de fuerza puede causar daños en órganos internos, por lo que al comenzar en la cámara de enmalle, la presión excesiva es menos probable que matar a los cangrejos de río como en comparación con la cámara torácica. El primer agujero se realiza mediante un bisturí de punta fina y grande suficiente para un alambre que se inserta debajo de la cutícula de la zona rostral de la cámara de enmalle (es decir, la cámara prebranchial para controlar la frecuencia respiratoria;. Schapker et al, 2002). Un gran agujero tendrá la pérdida de hemolinfa excesiva y no sellar correctamente y que esto aumentará la probabilidad de que los cables no quedan en el agujero designado. Una vez que el cable está en su lugar, colocar una pequeña cantidad de pegamento (éster de cianoacrilato) y el acelerador (HobbyTown EE.UU., Lexington, KY) en el cable. El uso del pegamento de secado rápido, reduce el estrés del manejo de los animales. Tenga cuidado de colocar sólo una pequeña cantidad de acelerador en la cutícula ya que es tóxico para los cangrejos de río y causar la muerte. Lo mejor es borrar inmediatamente cualquier acelerador sobrante con una toalla de papel. Repita estos pasos para el segundo cable en la cámara de las agallas. Estos dos cables se colocan para abarcar el scaphognathite (órgano respiratorio) para asegurar una fuerte medida de impedancia correcta en cada movimiento scaphognathite (Figura 2). Para obtener un registro exacto, asegúrese de que el segundo hilo no se coloca fuera de la cámara branquial y en la cámara torácica.

Figura 2 Figura 2. La colocación de alambres de acero inoxidable en la cámara de las agallas. Los puntos blancos en el caparazón representan puntos para los alambres de acero inoxidable que se coloca debajo de la cutícula. Los cables de abarcar el scaphognathite y el movimiento a través de medidas de impedancia dinámica.

Los pasos para la tasa de cableado de corazón en la cámara de tórax es el mismo que el anterior, excepto los cables se colocan bajo el caparazón dorsal directamente sobre el corazón y la duración del corazón en un acuerdo de rostral-caudal (Figura 3). Esta colocación se asegurará una fuerte medida de impedancia exacta durante cada contracción del corazón (Listerman et al., 2001).


Figura 3 Figura 3. La colocación de alambres de acero inoxidable en la cámara torácica. Los puntos blancos en el caparazón representan puntos para los alambres de acero inoxidable que se coloca debajo de la cutícula. Los cables abarcan todo el corazón en un acuerdo de rostral-caudal. Esto permitirá a las medidas de la contracción del corazón a través de impedancia dinámica.


Una vez que la colocación de los cuatro cables es completa, mezcla de un adhesivo instantáneo (Eastman, de 5 minutos de secado epoxy) y el abrigo de los agujeros de cada lugar, así como los cables. Una vez que los cables y los agujeros están adecuadamente cubiertas, utilice la resina restante para mantener el tubo de plástico para la parte de atrás de los cangrejos de río. Esto asegurará que los cables no se retiró de los agujeros en los manejos en el futuro. Dado que la resina tarda unos minutos para secar, bodega o lugar de los cangrejos en un recipiente sin agua hasta que el epoxi ya no es pegajoso al tacto. Una vez que la resina se seca, lavar los cangrejos de río con agua para eliminar exceso de productos químicos y colocarlos de nuevo en un ambiente acuático. Para asegurar la salud de los cangrejos de río, lo mejor es cambiar el agua de aproximadamente una hora para eliminar cualquier sustancia química no previamente eliminado. Como se ha señalado a los investigadores anteriores, encontramos que la manipulación prolongada altera las mediciones de estrés fisiológico debido a una duración de 24 horas a 3 días (Wilkens et al, 1985.), Por lo tanto, los animales se debe dejar de 2 a 3 días antes de la experimentación .

Para grabar ECGs, conecte los cables de los cangrejos de río a los detectores de impedancia. Los dos cables que abarca el corazón (HR medida) debe ser conectado a un detector de impedancia de un solo y mismo para los dos cables que abarca el scaphognathite (medida VR). El detector de impedancia mide la resistencia dinámica entre los dos alambres de acero inoxidable. Estas señales son captadas por el detector de conectar en línea a una PowerLab través de una interfaz PowerLab/4SP (Instrumentos AD). Todos los eventos son medidos y calibrados con la versión de software PowerLab Gráfico 5.5.6 (AD Instruments, Australia). Para empezar, establezca una velocidad de adquisición de 4 kHz. Las desviaciones grandes se representan latidos del corazón y la tasa de ventilación. Para facilitar el conteo de cada uno de HR / VR, se puede aplicar una función de suavizado de los datos. Si 100 puntos se suavizaron (es decir, en promedio) la huella resultante se muestran sólo los latidos del corazón. La frecuencia cardíaca puede ser determinada por conteo directo de cada latido de más de 10 s intervalos y luego se convierte en latidos por minuto (BPM).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Scalpel Stainless steel surgical blades No. 11 for No. 3 handle
Stainless steel wire A-M Systems, Carlsburg, WA diameter 0.005 inches with the coating 0.008 inches
Impedance detector UFI model 2991
Plastic tubing Cole-Parmer Tygon Tubing ID .0812, OD .1492
Fast-drying glue (cyanoacrylate ester) HobbyTown USA, Lexington, KY
Accelerator HobbyTown USA, Lexington, KY
Adhesive Eastman 5-min drying epoxy
PowerLab via a PowerLab/4SP interface ADInstruments
PowerLab Chart AD Instruments, Australia software version 5.5.6
PowerLab Chart AD Instruments, Australia software version 3.5.6

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References

  1. Alexandrowicz, J. S. The innervation of the heart of Crustacea. I. Decapoda. Wuart. J. Microsc. Sci. 75, 181-249 (1932).
  2. Bethe, A. Vergleichende Untersuchungen uber die Funtionen des Zentrainervensystems der Arthropoden. Pfluger s Arch. Ges. Physiol. 68, 449-545 (1897).
  3. Burmistrov, Y. M., Shuranova, Z. P. Russian Contributions to Invertebrate Behavior. Abramson, C. I., Shuranova, Z. P., Burmistrov, Y. M. Praeger. Westport, Connecticut. 111-144 (1996).
  4. Carpenter, M. B. The autonomic nervous system. Human Neuroanatomy. 7th ed, The William & Wilkins Co. Baltimore, MD. 191-212 (1976).
  5. Cuadras, J. Heart rate and agonistic behavior in unrestrained crabs. Mar. Behav. Physiol. 6, 189-196 (1979).
  6. Cuadras, J. Cardiac responses to visual detection of movement, mechanostimulation and cheliped improsed movement in hermit crabs. Comp. Biochem. Physiol. A. 66, 113-1171 (1980).
  7. Huxley, T. H. The Crayfish: An introduction to the study of zoology. MIT Press. Cambridge, MA. (1977).
  8. Li, H., Listerman, L. R., Doshi, D., Cooper, R. L. Use of heart rate to measure intrinsic state of blind cave crayfish during social interactions. Comp. Bichem. Physiol. 127A, 55-70 (2000).
  9. Listerman, L. R., Deskins, J., Bradacs, H., Cooper, R. L. Heart rate within male crayfish: social interactions and effects of 5-HT. Comp. Biochem. Physiol. 125, 251-263 (2000).
  10. McMahon, B. R., Wilkens, J. L. Ventilation, perfusion and oxygen uptake. Biology of Crustacea. Mantel, L., Bliss, D. 6, Academic Press. New York. 289-372 (1983).
  11. Mendelson, M. Oscillator neurons in crustacean ganglia. Science. 171, 1170-1173 (1971).
  12. Nicholls, J. G., Martin, A. R., Wallace, B. G., Fuchs, P. A. From Neuron to Brain. Sinauer Assoc. Sunderland, MA, USA. 315-317 (2001).
  13. Orlov, Y. Das Magenganglion des Fluβkrebses, Ein Beitrag zur vergleichenden Histologis des sympathischen Nervensystem. Z. Mikrosk. Anat. Forschung. 8, 67-102 (1927).
  14. Pasztor, V. M. The neurophysiology of respiration in decapod Crustacea: The motor system. Can. J. Zool. 46, 585-596 (1968).
  15. Schapker, H., Breithaupt, T., Shuranova, Z., Burmistrov, Y., Cooper, R. L. Heart rate and ventilatory correlative measures in crayfish during environmental disturbances and social interactions. Comp. Biochem. Physiol., A. 131, 397-407 (2002).
  16. Shuranova, Z. P., Vekhov, A. V., Burmistrov, Y. M. The behavioral reactions of fresh-water crayfish to sensory exposures: the autonomic components. Zh. Vyssh Nerv. Deiat Im I P Pavlova. 43, 1159-1169 (1993).
  17. Shuranova, Z. P., Burmistrov, Y. M. Ventilatory activity in free moving crayfish is indicative of its functional state and perceiving external stimuli. The Crustacean Nervous System. Wiese, K. Springer. Berlin. 526-535 (2002).
  18. Shuranova, Z. P., Burmistrov, Y. M., Strawn, J. R., Cooper, R. L. Evidence for an autonomic nervous system in decapod crustaceans. Inter. J. Zool. Res. 2, 242-283 (2006).
  19. Wiersma, C. A. G. Reflexes and the central nervous system. The physiology of Crustacea, vol II, Sense organs, integration, and behavior. Academic Press. New York. 241-279 (1961).
  20. Wilkens, J. L. Neuronal control of respiration in decapod Crustacea. Fed. Fed. Proc. 35, 2000-2006 (1976).
  21. Wilkens, J. L., Wilkens, L. A. Central control of cardiac and scaphognathite pacemakers in the crab Cancer magister. J. Comp. Physiol. 90, 89-104 (1974).
  22. Wilkens, J. L. The control of cardiac rhythmicity and of blood distribution in crustaceans. Comp. Biochem. Physiol. A. 124, 531-538 (1999).
  23. Yamagishi, H., Ando, H., Makioka, T. Myogenic heartbeat in the primitive crustacean Triops longicaudatus. Biol. Bull. 193, 350-358 (1997).
  24. Yazawa, T., Katsuyama, T. Spontaneous and repetitive cardiac slowdown in the freely moving spiny lobster, Panulirus japonicas. J. Comp. Physiol. 187, 817-824 (2001).
  25. Zavarzin, A. A. Ocherki po evol utsionnoj gistologii nervnoj sistemy (Essays on the evolutionary histology of the nervous system). Zavarzin, A. A., Izbrannye, T. III, Izdatel stvo AN SSSR. Moskva-Leningrad. (1950).
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Bierbower, S. M., Cooper, R. L. Measures of Heart and Ventilatory Rates in Freely Moving Crayfish. J. Vis. Exp. (32), e1594, doi:10.3791/1594 (2009).More

Bierbower, S. M., Cooper, R. L. Measures of Heart and Ventilatory Rates in Freely Moving Crayfish. J. Vis. Exp. (32), e1594, doi:10.3791/1594 (2009).

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