Yöntem makalesi

Yüksek Canlılık Doku Toplanması için Kemirgenlerde Minimal İnvaziv Beyin Tümörü Rezeksiyonunun Uygulanması

DOI:

10.3791/64048

⸱

9 Mayıs 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Neurosurgery, University of Maryland School of Medicine, 3Marlene and Stewart Greenebaum Comprehensive Cancer Center, University of Maryland School of Medicine, 4Diagnostic Radiology and Nuclear Medicine, University of Maryland School of Medicine, 5Pontifical Catholic University of Parana, 6Department of Pathology, University of Maryland School of Medicine, 7Departments of Ophthalmology, Oncology and Biomedical Engineering, Johns Hopkins University School of Medicine

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mevcut protokol, entegre bir doku koruma sistemi ile minimal invaziv bir yaklaşımla kemirgenlerde beyin tümörlerinin standartlaştırılmış bir rezeksiyonunu tanımlamaktadır. Bu tekniğin, kemirgen ve diğer hayvan modellerindeki bakım standardını doğru bir şekilde yansıtmak için etkileri vardır.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mevcut protokol, kemirgen beyin tümörü rezeksiyonu ve doku muhafazası için standartlaştırılmış bir paradigmayı tanımlamaktadır. Klinik pratikte, maksimal tümör rezeksiyonu çoğu beyin tümörü için standart bakım tedavisidir. Bununla birlikte, şu anda mevcut olan preklinik beyin tümörü modellerinin çoğu ya rezeksiyon içermez ya da zaman alıcı olan ve önemli postoperatif morbidite, mortalite veya deneysel değişkenliğe yol açan cerrahi rezeksiyon modellerini kullanır. Ek olarak, kemirgenlerde rezeksiyon yapmak, klinik olarak karşılaştırılabilir cerrahi aletlerin veya protokollerin eksikliği ve standartlaştırılmış doku toplama için kurulmuş bir platformun bulunmaması gibi çeşitli nedenlerden dolayı göz korkutucu olabilir. Bu protokol, çok işlevli, ablatif olmayan bir rezeksiyon cihazının ve cihazın klinik versiyonundan uyarlanmış entegre bir doku koruma sisteminin kullanımını vurgulamaktadır. Bu çalışmada uygulanan cihaz, hassas bir şekilde problama, kesme ve emme dokusu için ayarlanabilir emme ve diyafram açıklığında silindirik bir bıçağı birleştirir. Minimal invaziv rezeksiyon cihazı , işlevlerini ilk tümör implantasyonu için kullanılan aynı çapak deliğinden yerine getirir. Bu yaklaşım, biyopsi veya rezeksiyon ameliyatları sırasında bölgesel anatomideki değişiklikleri en aza indirir ve önemli kan kaybı riskini azaltır. Bu faktörler ameliyat süresini önemli ölçüde azaltmıştır (<2 dk/hayvan), postoperatif hayvan sağkalımını iyileştirmiş, deney gruplarında değişkenliği azaltmış ve gelecekteki analizler için rezeke edilmiş doku ve hücrelerin yüksek canlılığı ile sonuçlanmıştır. Bu işlem, ~ 1.400 döngü / dak'lık bir bıçak hızı ile kolaylaştırılır, bu da dokuların fizyolojik bir çözelti ile doldurulabilen steril bir kapalı sisteme toplanmasına izin verir. Cerrahinin etkisini, bölgeselleştirilmiş tümör rezeksiyon örneklerinin korunmasını ve titiz karşılaştırmalı analizini ve kavite içi verilen terapötikleri incelemenin ve doğru bir şekilde modellemenin ortaya çıkan önemi göz önüne alındığında, bu eşsiz protokol, beyin tümörü hastaları için perioperatif yönetim ve terapötik keşif hakkında cevaplanmamış soruları keşfetme fırsatlarını genişletecektir.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Glioblastoma (GBM) erişkinlerde en sık görülen ve agresif primer beyin tümörüdür. Nöroşirürji, hedefe yönelik ilaç geliştirme ve radyasyon tedavisindeki son gelişmelere rağmen, GBM hastaları için 5 yıllık sağkalım oranı% 5'in altındadır ve otuz yıldan fazla bir süredir önemli ölçüde iyileşmemiş biristatistiktir1. Bu nedenle daha etkili tedavi stratejilerine ihtiyaç vardır.

Yeni tedaviler geliştirmek için, araştırma protokollerinin (1) tümör heterojenliğini ve mikro çevreyi doğru bir şekilde özetleyen çevrilebilir klinik öncesi modelleri kullanması, (2) GBM'li hastalarda kullanılan ve şu anda cerrahi, radyoterapi ve kemoterapiyi içeren standart terapötik rejimi yansıtması ve (3) rezeke edilmiş çekirdek ile kalıntı arasındaki farkı hesaba katması gerektiği giderek daha belirgin hale gelmektedir. invaziv tümör dokuları 2,3,4,5. Bununla birlikte, şu anda mevcut olan preklinik beyin tümörü modellerinin çoğu ya cerrahi rezeksiyon uygulamıyor ya da nispeten zaman alıcı olan cerrahi rezeksiyon modellerini kullanıyor, bu da önemli miktarda kan kaybına yol açıyor veya standardizasyon eksikliğine neden oluyor. Ayrıca, kemirgen beyin tümörlerinin rezeksiyonunu gerçekleştirmek, klinik olarak karşılaştırılabilir cerrahi aletlerin veya protokollerin eksikliği ve sistematik doku toplama için yerleşik bir platform6'nın bulunmaması nedeniyle zor olabilir (Tablo 1).

Bu protokol, kemirgen beyin tümörü rezeksiyonu ve doku koruması için çok fonksiyonlu ablatif olmayan minimal invaziv rezeksiyon sistemi (MIRS) ve entegre bir doku koruma sistemi (TPS) kullanarak standartlaştırılmış bir paradigmayı tanımlamayı amaçlamaktadır (Şekil 1). Bu eşsiz tekniğin, GBM ve diğer beyin tümörü modelleri için klinik öncesi araştırmalarda çeşitli çalışmalarda kullanılabilecek standartlaştırılmış bir platform sağlaması beklenmektedir. Beyin tümörleri için terapötik veya tanısal modaliteleri araştıran araştırmacılar, çalışmalarında standartlaştırılmış bir rezeksiyon elde etmek için bu protokolü uygulayabilirler.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tüm hayvan çalışmaları Maryland Üniversitesi ve Johns Hopkins Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylanmıştır. Bu çalışmada 6-8 haftalık C57BL/6 dişi fareler kullanıldı. Fareler ticari kaynaklardan elde edilmiştir (bakınız Malzeme Tablosu). Maske, eldiven ve önlük kullanımı da dahil olmak üzere tüm Biyogüvenlik Seviye 2 (BSL-2) düzenlemelerine uyulmuştur.

1. İlk intrakraniyal tümör implantasyonu

  1. Çalışmanın ilk aşamasında, her fareye, daha önce yayınlanan rapor7'yi takiben 4 μL fosfat tamponlu salin (1x PBS) içinde asılı 100.000 hücre (GL261 murin glioma hücre hattı) ile intrakraniyal olarak 2.5 mm derinliğe enjekte edin.
  2. Tümör implantasyonundan8 9 gün sonra in vivo görüntüleme sistemini kullanarak her faredeki tümör sinyalini ölçün.
    NOT: Gerekirse, fareleri tümör yüküne göre iki gruba ayırın. Bu çalışmada, iki grup şunlardı: (1) nispeten küçük tümör yüküne sahip fareler (ortalama biyolüminesan sinyal = 5.5e + 006 ± 0.1e + 006 foton / s, n = 10) ve (2) nispeten büyük tümör yüküne sahip fareler (ortalama biyolüminesan sinyal = 1.69e + 007 ± 0.2e + 007 foton / s, n = 10), (p < 0.05, Mann-Whitney testi)9.
  3. Her grubu karşılaştırılabilir iki alt gruba bölün.
    NOT: Bu çalışmada iki alt grup: Tedavi edilmemiş fareler (n=5) ve MIRS kullanılarak cerrahi rezeksiyon uygulanan tümörlü fareler (n = 5), (p > 0.05, Mann-Whitney testi)9.
  4. Rezeksiyon gününden itibaren, tümör büyüme paternine dayanan bir frekansta in vivo görüntüleme sistemini kullanarak tümör ilerlemesini izleyin.
    NOT: GL261 hücre hattı için, rezeksiyon gününde ve daha sonra her 3-6 günde bir tümör ilerlemesini izleyin.

2. MIRS kullanarak tümör rezeksiyonu

  1. Bir indüksiyon odasında izofluran-O2 gaz karışımı veya intraperitoneal ksilazin / ketamin çözeltisi enjeksiyonu kullanarak fareyi anestezi altına alın.
    1. Gaz anestezik kullanıyorsanız, anestezi indüksiyonu için gaz akış hızını 1.0 mL / dak'ya ve buharlaştırıcıyı% 2.0'a ayarlayın, tipik olarak odada 3-5 dakika gerekir (bkz.
    2. Enjekte edilebilir anestezi kullanılıyorsa, intraperitoneal olarak 0.2 mL anestezik çözelti (80-100 mg / kg ketamin ve 10-12.5 mg / kg ksilazin) enjekte ederek fareleri anestezi altına alın.
  2. Ayak parmağını sıkıştırarak hayvanı yeterli sedasyon için değerlendirin. Korneanın kurumasını önlemek için gözlere oftalmik merhem uygulayın. İşlemden önce bir analjezik (0.03-0.06 mg / kg buprenorfin deri altından) uygulayın.
  3. Tam sedasyon onaylandıktan sonra fareyi stereotaktik çerçevenin üzerine yerleştirin ( Malzeme Tablosuna bakınız).
    NOT: Gaz anestezisi kullanıyorsanız, farenin burnunu, işlem sırasında izofluran-O2 karışımını almaya devam edeceği bir burun konisine yerleştirin (%1,5).
  4. Önceki zımbayı çıkarın, ardından saçları tüy dökücü bir kremle veya tıraş ederek çıkarın. Klorheksidin/betadin bazlı ovma ve alkolün alternatif döngüleri ile cildi dezenfekte edin. Daha sonra, steril bir neşter kullanarak, önceki cerrahi skar boyunca 1 cm uzunlamasına orta hat kesisi oluşturun.
  5. Gelişmiş stabilite ve hassasiyet için MIRS el parçasını sahne adaptörü/el aleti tutucusu aracılığıyla stereotaktik kola takın.
  6. MIRS makinesini aşağıdaki ayarları kullanarak ayarlayın (bkz. Malzeme Tablosu) (Şekil 1).
    1. Arka panelde ayarlanan güç kablosunu güç kablosu prizine takın. Geçiş yaparak sistemin gücünü açın veya kapatın (1 = AÇIK, 0 = KAPALI).
    2. Nitrojen hortumunun bir ucunu (konsolla birlikte verilir) konsolun arka panelindeki erkek bağlantı parçasına yerleştirin. Bağlantıyı sıkmak için bağlantı somununu saat yönünde döndürün.
      NOT: Hortumun karşı ucunun azot beslemesine bağlanması gerekir.
    3. Hortumu nitrojen beslemesine takmadan önce, besleme basıncının konsol için önerilen giriş besleme basıncı olan 100 psig'yi geçmediğini doğrulayın.
      NOT: Azot konsola sağlandıktan sonra konsol, ayak pedalı tarafından etkinleştirildiğinde kendi aspirasyonunu üretecektir.
    4. Vakum portunun kapağını sabitleyin ve vakum sisteminde herhangi bir sızıntıyı önlemek için kapatın. Aspirasyon sistemindeki herhangi bir sızıntı, MIRS konsolunun performansını etkileyecektir.
    5. Kurulum veya astarlama sırasında aspirasyon 17'nin altındaysa, konsolun önündeki aspirasyon düğmesinin maksimum seviyede (100) ayarlandığından emin olun, aspirasyon sisteminde sızıntı olmadığından emin olun ve azot giriş besleme basıncının doğru olduğundan emin olun.
    6. Ayak pedalını konsola bağlamak için, gri ayak pedalı konektörünü tıklayana ve yerine oturana kadar gri kabına takın.
      NOT: Ayak pedalı konektörü konsola tek bir yönde bağlanır ve anahtarlanır.
    7. El parçasını konsola bağlamak için, mavi el aleti konektörünü tıklatıp yerine oturana kadar mavi haznesine takın.
      NOT: El aleti konektörü konsola tek bir yönde bağlanır ve anahtarlanır.
    8. Sistemi kullanmadan önce steril sıvıyı küçük bir kaseden açıklığa, boru ve el aletinden ve daha sonra doku tıkanıklıklarını azaltmak için borunun ve el aletinin iç kısmının yağlanmasını sağlamak için teneke kutuya aspire ederek her bir el parçasını astarlayın.
    9. Konsolun ön panelinde uygun modu seçerek tek başına aspirasyona veya kesme ile aspirasyona hazırlanın. Ayak pedalını kullanarak başlayın.
  7. 23 G MIRS kanülünü çapak deliğine 2,5 mm derinliğe kadar yerleştirin.
  8. Kanüle bağlı ayak pedalına basarak rezeksiyon işlemini başlatın. El parçasındaki kontrol düğmesini kullanarak bir tam döngü (360°) veya daha fazla rezeksiyon gerçekleştirin.
    NOT: Ne kadar çok döngü yapılırsa, tümör dokusunun hacmi o kadar fazla rezeke edilir.
  9. Rezeksiyon işlemi tamamlandıktan sonra, 23 G MIRS kanülünü çapak deliğinden çekin ve boruyu yıkamak ve artık kalıntıları yerinden çıkarmak için 5 mL 1x PBS kullanın.
  10. Fareyi stereotaktik çerçeveden çıkarın ve yarayı zımba veya 4-0 dikiş malzemesiyle kapatın (bkz.
  11. Fareyi bir ısıtma yastığına veya anesteziden kurtulma sırasında kafesine geri döndürmeden önce ısınan bir ışığın altına yerleştirin.
  12. Deney tamamlandıktan sonra, kanülü kızartarak temizleyin. Rezeke edilen tüm dokuyu toplama kabına geri "itmek" için soğutulmuş ortam ve hava ile değiştirin. Toplama kabını sistemden çıkarın ve birlikte verilen kapakla kapatın.
  13. Adım 2.12'yi tamamladıktan sonra, kanülün distal ucunu% 3 H 2 O2'yeyerleştirin ve emme hattını emme toplama kabına geri doldurmak için Hg'de 24-25'te emme uygulayın ve 60-90 s bekletin. Steril ortamla havayı ve ortamı aralıklı olarak titreşen suyla yıkayın.
  14. İşlemi takiben fareleri herhangi bir nörolojik belirti (anormal düzensiz hareketler veya nöbetler) açısından izleyin.
  15. Ciddi nörolojik bozuklukları olan fareleri ötenazi haline getirin (uyuşuklaşır, gösterişli bir görünüme sahip olur, kamburlaşır veya düzensiz hareketlere sahip olur).
    NOT: Bu çalışmada, her fareyi ötenazi yapmak için 200 mg / kg ticari olarak temin edilebilen bir ötenazi çözeltisi ( bakınız Malzeme Tablosu) kullanılmıştır.

3. TPS ile doku toplama

  1. Tümör örneğini RBC lizis ortamı içeren bir doku kültürü kabına daldırın (bakınız Malzeme Tablosu) oda sıcaklığında 5 dakika boyunca.
    NOT: MIRS'den TPS'ye toplanan doku, öncelikle küçük doku parçaları ile birlikte tek hücreler şeklinde olacaktır.
  2. 50 mL'lik bir konik tüp üzerine 70 μm'lik bir filtre yerleştirin (Malzeme Tablosuna bakınız) ve tümör örneğini filtreden geçirmek için 5 mL'lik bir şırınganın bir pistonunu kullanın.
  3. Bir transfer pipeti ile, hücrelerin ve herhangi bir doku kütlesinin filtreden geçmesini kolaylaştırmak için RPMI-1640 ortamını kullanın.
  4. 4 °C'de 5 dakika boyunca 428 x g'de santrifüj. Süpernatantı bir pipetle atın.
  5. Her numuneyi 5 mL'lik hazırlanmış RPMI-1640 ortamında yeniden askıya alın.
  6. Doku canlılığını artırmak için, özellikle de büyük doku parçaları ilk izlenimde görselleştirilirse, enzim kokteylinin gerekli hacimlerini (DNAse I, kollajenaz IV, dispase, Papain ve EDTA içeren, Malzeme Tablosuna bakınız) her numuneye ekleyin. Çözümleri karıştırmak için girdabı kullanın.
    NOT: Adım 3.6 isteğe bağlıdır. Enzim kokteylinin bileşimi (toplam 5 mL / numune hacmi için): 300 μL DNAse I Grade II, 150 μL Kollajenaz / Dispaz (fibronektin, kollajenaz IV, I ve polar olmayan amino asitleri parçalar), 250 μL Papain (spesifik olmayan proteaz) ve 6 μL 0.5 M EDTA.
  7. Numuneleri 20 dakika boyunca 200 rpm, 37 °C'ye ayarlanmış bir çalkalayıcı inkübatöre yerleştirin.
  8. 20 dakika sonra, numuneleri 4 ° C'de 5 dakika boyunca 428 x g'de döndürün. Süper natantı atın.
  9. Tek hücreleri 70 μm'lik bir hücre süzgecinden süzün ve 4 ° C'de 3 dakika boyunca 274 x g'de aşağı doğru döndürün. Trypan Blue ve Hemocytometer ile hücre canlılığı analizi10 yapın (bakınız Malzeme Tablosu).
    NOT: 0. Gün canlılığı %30-%70 arasında değişir ve 2-3 gün içinde önemli ölçüde artar.
  10. Gerekli uygulanabilirlik testine bağlı olarak Adım 4, 5 veya 6'ya geçin.

4. Yapışkan kültürde büyüyen hücreler

  1. Sertifikalı bir laminer akış başlığında, peleti serum içeren yapışkan ortamda (DMEM,% 10 fetal sığır serumu (FBS) ve% 1 penisilin / streptomisin (P / S) çözeltisi gibi) ve yapışkan bir hücre şişesindeki plaka hücrelerinde yeniden askıya alın.
  2. Hücreleri kontrollü bir inkübe ortamında tutun (37 °C,% 5 CO2).

5. Süspansiyon kültüründe büyüyen hücreler (nörosferler)

  1. Sertifikalı bir laminer akış başlığında, peleti serumsuz tam kök hücre ortamı11'de ve plakayı bir süspansiyon şişesinde yeniden askıya alın.
  2. Nörosfer oluşumuna izin vermek için hücrelerikontrollü bir inkübe ortamında (37 ° C, % 5 CO 2) 2-3 gün boyunca saklayın.
  3. Kültür ortamındaki nörosferlerin görselleştirilmesinden sonra, pasaj için tek hücreli süspansiyonlar elde etmek için Tripsin-EDTA veya Accutase kullanın ( Malzeme Tablosuna bakınız).
    NOT: Hasat sırasında özel dikkat gösterildiği ve nöral kök hücreleri destekleyen uygun ortam kullanıldığı sürece, hasat edilen dokudaki kök hücreler birkaç gün içinde nörosferler oluşturmalıdır.

6. Hücrelerin reimplantasyon için hazırlanması

  1. Pelet, 4 μL 1x PBS başına 100.000 canlı hücre konsantrasyonunda yeniden askıya alın.
  2. İntrakraniyal tümör implantasyon yöntemini kullanarak hemen naif farelere enjekte edin (adım 1).

7. Histolojik analiz

  1. Rezeksiyonun hemen ardından, beyinleri 24 saat12 boyunca% 4 paraformaldehit (PFA) içinde çıkarın ve sabitleyin.
  2. Beyinleri, sakkaroz ile doyurulana kadar% 30'luk bir sakkaroz çözeltisine aktarın (kabın dibine batırılmış).
  3. Beyinleri% 70'lik bir etanol çözeltisine aktarın.
  4. Daha önce yayınlanan rapor13'ü takiben parafin blok gömme, kesitleme ve standart hematoksilin ve eozin (H & E) boyama işlemini gerçekleştirin.
    NOT: Boyama için alınan her bölümün kalınlığı 10 μm idi.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MIRS kullanılarak yapılan cerrahi rezeksiyon, tümör yükünde önemli bir azalmaya neden olur.
Daha küçük tümör yükü olan grupta, rezeksiyon uygulanan alt grupta ortalama başlangıç biyolüminesan sinyali 5.5e + 006 foton / s ± 0.2e + 006 idi. Rezeksiyonu takiben, ortalama biyolüminesan sinyal 0.3e+006 ± 3.09e+006 foton/sn'ye düşmüştür (p <0.0001, Mann-Whitney testi)9 (Şekil 2). Biyolüminesan sinyal, fareler ötenazi yapılana...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tümör rezeksiyonu, hem düşük dereceli hem de yüksek dereceli beyin tümörleri için nöroşirürji onkolojisi tedavi planlarının temel taşıdır. Tümörün sitoredüksiyonu ve debulkingi, beyin tümörlü hastalarda iyileşmiş nörolojik fonksiyon ve genel sağkalım ile ilişkilidir 1,2,5,6. Cerrahi rezeksiyon protokolleri daha önce kemirgen modellerinde tanımlanmış olmasına rağmen, bu protokoller üretilen sonu...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

BT, NIH'den araştırma fonuna sahiptir ve Hızlandırıcı Kombinasyon Terapileri* için ortak bir ortaktır ve Ashvattha Therapeutics Inc. patentlerinden birini lisanslamıştır. GW, NIH finansmanına sahiptir (R01NS107813). HB, Insightec'e ücretli bir danışman ve şirketin Tıbbi Danışma Kurulu başkanıdır. Bu düzenleme, Johns Hopkins Üniversitesi tarafından çıkar çatışması politikalarını izleyerek gözden geçirilmiş ve onaylanmıştır. HB, NIH, Johns Hopkins Üniversitesi ve hayırseverlikten araştırma fonuna sahiptir ve CraniUS, Candel Therepeutics, Inc., Accelerating Combination Therapies*, Catalio Nexus Fund II, LLC*, LikeMinds, Inc*, Galen Robotics, Inc.* ve Nurami Medical* için danışmanlık yapmaktadır. (*özkaynak veya opsiyonları içerir).

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
1 mL şırıngaBD309628
15 mL konik tüplerCorning430052
200 geçirmez etanolPharmCo111000200
5 mL pipetlerCoStar4487
70 mikron filtreFisher08-771-2
AccutaseMillipore SigmaSIG-SCR005
Anased (Ksilazin enjeksiyonu, 100 mg / mL)Covetrus33198
Anestezi SistemiPatterson Scientific78935903
Anestezik Gaz Atık KonteyneriPatterson Scientific78909457
Tezgah koruyucu alt pedCovidien10328
C57Bl/6, 6-8 haftalık farelerCharles River LaboratoriesStrain Code 027
ChroMini ProMoserTipi 1591-Q
Kollajenaz-DispaseRoche# 10269638001
Kontes II Otomatik Hücre SayacıThermo Fisher
Kontes II FL HematitometreThermo FisherA25750
Enkaz Temizleme ÇözümüMiltenyi Biotech# 130-109-398
D-LuciferinGoldbioLUCK-1G
DMEM F12 ortamıCorning10-090-CV
DMEM ortamıCorning10-013-CV
DNAse ISigma Aldrich#10104159001
Eppendorf tüpleriPosi-Click1149K01
Ötenazi çözümüHenry Schein71073
FBSMillipore SigmaF4135
Fetal Sığır SerumuThermo Fisher10437-028
FormalinInvitrogenINV-28906
Gazlı BezHenry Schein101-4336
hEGFPeproTech EC100-15
HeparinSigmaH-3149
hFGF-bPeproTech EC1001-18B
İndüksiyon OdasıPatterson Scientific78933388
IsofluranCovetrus11695-6777-2
Isofluran VaporizatörPatterson Scientific78916954
KetamineCovetrus11695-0703-1
Kopf Stereotaktik çerçeveKopf Instruments5001
Işık Alanı MikroskobuBioTekCytation 5
Mikroenjeksiyon ÜnitesiKopf5001
Mikromotor matkapForedomF210418
MRI sistemiBruker7T Biospec Avance III MRI Tarayıcı
NICO Myriad SystemNICO Corporation
Oftalmik merhemPuralube veteriner merhem
PapainSigma Aldrich#P4762
PBSInvitrogen#14190250
PenStrepMillipore SigmaN1638
Percoll çözümüSigma Aldrich #P4937
Pipet kontrolörüFalconA07260
Povidon-iyot çözeltisiAplicare52380-1905-08
ProgesteronSigmaP-8783
PutresinSigmaP-5780
RPMI MedyaİnvitrojenINV-72400120
Neşter bıçağıCovetrus7319
Neşter sapıGüzel Bilim Araçları91003-12
Cilt işaretleyiciZaman AşımıD538,851
Zımba sökücüMikRonACR9MM
ZımbaMikRonACA9MM
ZımbaClay Adams427631
Stereotaktik ÇerçeveKopf Instruments5000
SükrozSigma AldrichS9378
Sütür, vicryl 4-0 EthiconJ494H
T-75 kültür şişesiSarstedt83-3911-002
TheraPEAKTM ACK Parçalama Tamponu (1x)LonzaBP10-548E
Tripsin-EDTACorningMDT-25-053-CI

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mineo, J. F., et al. Prognosis factors of survival time in patients with glioblastoma multiforme: a multivariate analysis of 340 patients. Acta Neurochirurgica. 149 (3), 245-252 (2007).
  2. Miyai, M., et al. Current trends in mouse models of glioblastoma. Journal of Neuro-Oncology. 135 (3), 423-432 (2017).
  3. Raj, D., Agrawal, P., Gaitsch, H., Wicks, E., Tyler, B. Pharmacological strategies for improving the prognosis of glioblastoma. Expert Opinion on Pharmacotherapy. 22 (15), 2019-2031 (2021).
  4. Alomari, S., et al. Drug repurposing for Glioblastoma and current advances in drug delivery-a comprehensive review of the literature. Biomolecules. 11 (12), 1870(2021).
  5. Serra, R., et al. Combined intracranial Acriflavine, temozolomide and radiation extends survival in a rat glioma model. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics : Official Journal of Arbeitsgemeinschaft fur Pharmazeutische Verfahrenstechnik eV. 170, 179-186 (2022).
  6. Tang, B., Foss, K., Lichtor, T., Phillips, H., Roy, E. Resection of orthotopic murine brain glioma. Neuroimmunology and Neuroinflammation. 8 (1), 64-69 (2021).
  7. Ozawa, T., James, C. D. Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging. Journal of Visualized Experiments. (41), e1986(2010).
  8. Poussard, A., et al. In vivo imaging systems (IVIS) detection of a neuro-invasive encephalitic virus. Journal of Visualized Experiments. (70), e4429(2012).
  9. Lachin, J. M. Nonparametric statistical analysis. JAMA. 323 (20), 2080-2081 (2020).
  10. Louis, K. S., Siegel, A. C. Cell viability analysis using trypan blue: manual and automated methods. Methods in Molecular Biology. 740, 7-12 (2011).
  11. Spina, R., Voss, D. M., Asnaghi, L., Sloan, A., Bar, E. E. Flow cytometry-based drug screening system for the identification of small molecules that promote cellular differentiation of Glioblastoma stem cells. Journal of Visualized Experiments. (131), e56176(2018).
  12. Rodgers, G., et al. Virtual histology of an entire mouse brain from formalin fixation to paraffin embedding. Part 2: Volumetric strain fields and local contrast changes. Journal of Neuroscience Methods. 365, 109385(2022).
  13. Connolly, N. P., et al. Elevated fibroblast growth factor-inducible 14 expression transforms proneural-like gliomas into more aggressive and lethal brain cancer. GLIA. 69 (9), 2199-2214 (2021).
  14. Stall, B., et al. Comparison of T2 and FLAIR imaging for target delineation in high grade gliomas. Radiation Oncology. 5, 5(2010).
  15. Das, A., et al. Establishing a standardized method for the effective intraoperative collection and biological preservation of brain tumor tissue samples using a novel tissue preservation system: a pilot study. World Neurosurgery. , (2022).
  16. Zusman, E., et al. Tissues harvested using an automated surgical approach confirm molecular heterogeneity of Glioblastoma and enhance specimen's translational research value. Frontiers in Oncology. 9, (2019).
  17. McLaughlin, N., et al. Side-cutting aspiration device for endoscopic and microscopic tumor removal. Journal of Neurological Surgery Part B. 73 (1), 11-20 (2012).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Minimal nvaziv CerrahiKemirgen T m r ModeliDoku KorumaStereotaktik CerrahiT m r H cre Canl lOtomatize Doku ToplamaN rosfer Olu umuH cre Canl l AnaliziPreklinik Beyin T m r

İlgili makaleler