Yöntem makalesi

Potansiyel Hedef Belirleme ve İlaç Keşfi için İnsan Hepatoselüler Karsinomu Hasta Kaynaklı Organoid Modelinin Geliştirilmesi ve Optimizasyonu

DOI:

10.3791/65785

⸱

18 Ağustos 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Affiliated Cancer Hospital and Institute of Guangzhou Medical University, 2Guangzhou Municipal and Guangdong Provincial Key Laboratory of Protein Modification and Degradation, Center for Cancer Research and Translational Medicine, School of Basic Medical Sciences, Guangzhou Medical University, 3Department of Pediatric Surgery, Guangzhou Institute of Pediatrics, Guangzhou Women and Children’s Medical Center, Guangzhou Medical University, 4Department of Hepatobiliary Surgery, Affiliated Cancer Hospital, Guangzhou Medical University

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hepatoselüler karsinom (HCC) organoid oluşumu için organoid kültivasyonun tüm aşamalarını kapsayan mevcut protokollere kapsamlı bir genel bakış ve iyileştirme sunuyoruz. Bu sistem, potansiyel terapötik hedeflerin belirlenmesi ve ilaç adaylarının etkinliğinin değerlendirilmesi için değerli bir model görevi görmektedir.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hepatosellüler karsinom (HCC) dünya çapında oldukça yaygın ve ölümcül bir tümördür ve geç keşfi ve etkili spesifik terapötik ajanların eksikliği, patogenezi ve tedavisi ile ilgili daha fazla araştırma yapılmasını gerektirmektedir. Doğal tümör dokusuna çok benzeyen ve in vitro kültürlenebilen yeni bir model olan organoidler, karaciğer kanseri için organoid modellerin geliştirilmesine ilişkin çok sayıda raporla son yıllarda büyük ilgi görmüştür. Bu çalışmada, prosedürü başarılı bir şekilde optimize ettik ve stabil pasajlama ve kültür koşulları ile daha büyük boyutlu HCC organoidlerinin oluşumunu sağlayan bir kültür protokolü oluşturduk. Bu yazıda, HCC doku ayrışması, organoid kaplama, kültür, pasaj, kriyoprezervasyon ve resüsitasyon sürecinin tamamını kapsayan prosedürün her adımını kapsamlı bir şekilde özetledik ve ayrıntılı önlemler sağladık. Bu organoidler, orijinal HCC dokularına genetik benzerlik gösterir ve tümörler için potansiyel terapötik hedeflerin belirlenmesi ve müteakip ilaç geliştirme dahil olmak üzere çeşitli uygulamalar için kullanılabilir.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yaygın ve çok çeşitli bir tümörolan hepatosellüler karsinom (HCC) 1, tıp camiasında büyük ilgi görmüştür. HCC'de soy plastisitesinin ve önemli heterojenliğin varlığı, çeşitli hastalardan kaynaklanan tümör hücrelerinin ve hatta aynı hastadaki farklı lezyonların farklı moleküler ve fenotipik özellikler gösterebileceğini ve böylece yenilikçi terapötik yaklaşımların ilerlemesinde zorlu engeller oluşturabileceğini düşündürmektedir 2,3,4,5 . Sonuç olarak, daha etkili tedavi stratejilerinin formülasyonunu bilgilendirmek için HCC'de ilaç direncinin biyolojik özelliklerinin ve mekanizmalarının daha iyi anlaşılmasına ihtiyaç vardır.

Son yıllarda, araştırmacılar çabalarını HCC 3,4'ü incelemek amacıyla in vitro modellerin geliştirilmesine adamışlardır. Bazı gelişmelere rağmen, sınırlamalar devam etmektedir. Bu modeller, hücre hatlarının, birincil hücrelerin ve hastadan türetilen ksenogreftlerin (PDX) kullanımı gibi bir dizi tekniği kapsar. Hücre hatları, HCC hastalarından elde edilen tümör hücrelerinin uzun süreli kültürü için in vitro modeller olarak hizmet eder ve kolaylık ve kolay genişleme avantajları sunar. Primer hücre modelleri, primer tümör hücrelerinin hasta tümör dokularından doğrudan izolasyonunu ve kültürünü içerir, böylece hastaların kendilerine çok benzeyen biyolojik özelliklerin bir temsilini sağlar. PDX modelleri, tümör büyümesini ve yanıtını daha sadık bir şekilde simüle etmek amacıyla hasta tümör dokularının farelere nakledilmesini gerektirir. Bu modeller HCC araştırmalarında etkili olmuştur, ancak hücre hatlarının heterojenliği ve in vivo koşullarda tam olarak kopyalanamaması dahil olmak üzere belirli sınırlamalara sahiptirler. Ayrıca, uzun süreli in vitro kültivasyon, hücrelerin orijinal özelliklerinin ve işlevlerinin bozulmasına neden olabilir ve HCC'nin biyolojik özelliklerini doğru bir şekilde temsil etmede zorluklar ortaya çıkarabilir. Ek olarak, PDX modellerinin kullanımı hem zaman alıcı hem de maliyetlidir3.

Bu sınırlamaları ele almak ve HCC'nin fizyolojik özelliklerini daha doğru bir şekilde çoğaltmak için, organoid teknolojisinin kullanımı, önceki kısıtlamaları aşabilen umut verici bir araştırma platformu olarak tanıtılmıştır. İn vitro kültürlenmiş üç boyutlu hücre modelleri olan organoidler, gerçek organların yapısını ve işlevselliğini kopyalama yeteneğine sahiptir. Bununla birlikte, HCC bağlamında, organoid modellerin oluşturulmasında bazı zorluklar vardır. Bu zorluklar arasında HCC organoid yapım prosedürlerinin yeterince ayrıntılı olmayan açıklamaları, HCC organoid yapımının tüm süreci için kapsamlı protokollerin eksikliği ve tipik olarak küçük boyutlu kültürlenmiş organoidler 6,7,8 yer almaktadır. Kültürlenmiş organoidlerin tipik olarak sınırlı boyutları ışığında, HCC organoid yapısının tamamını kapsayan kapsamlı bir protokol geliştirerek bu zorlukların üstesinden gelmeye çalıştık6. Bu protokol doku ayrışması, organoid kaplama, kültür, pasaj, kriyoprezervasyon ve resüsitasyonu kapsar. Prosedürel adımları optimize ederek ve kültür ortamının bileşimini iyileştirerek, sürekli büyüme ve uzun vadeli geçiş yapabilen HCC organoid modellerini başarıyla kurduk 6,8. Sonraki bölümlerde, HCC organoidlerinin yapımında yer alan operasyonel karmaşıklıkların ve ilgili faktörlerin kapsamlı bir açıklaması sunulacaktır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Guangzhou Tıp Üniversitesi'ne bağlı Kanser Hastanesi ve Enstitüsü'ndeki ilgili hastadan insan biyopsisi alınan dokular alındı ve hastalardan bilgilendirilmiş onam alındı. Bu protokolde kullanılan tüm malzemeler, reaktifler ve aletler hakkında ayrıntılar için Malzeme Tablosuna bakın.

1. Cerrahi örneklerden hasta kaynaklı HCC organoidlerinin oluşturulması

NOT: HCC organoidlerinin kurulması, doku ayrışması, organoid kaplama, kültür, pasaj, kriyoprezervasyon ve resüsitasyon gibi çeşitli aşamaları kapsar. Doku ayrışma işlemi 2 saatlik bir süre gerektirirken, organoidlerin bir plakaya tohumlanması yaklaşık 40 dakika sürer. Bunu takiben, HCC organoidlerinin ilk nesli, HCC izolasyon ortamı kullanılarak 10-14 günlük bir kültür periyoduna tabi tutulur. Tatmin edici bir yoğunluğa ulaşıldığında, 1 saat gerektiren organoid geçişler gerçekleştirilir. Organoidlerin müteakip kültürleri daha sonra 7-10 gün boyunca HCC genişleme ortamı kullanılarak korunur, bu da organoidlerin büyüme hızına ve durumuna bağlı olarak değişebilir.

  1. Doku ayrışması
    1. Sarf malzemeleri ve malzemelerin hazırlanması
      1. Operasyon öncesi daha önce herhangi bir lokal veya sistemik tedavi almamış hastalardan 1-2cm3 HCC dokusu toplayın. Cerrahi rezeksiyondan sonra, işleme kadar dokuyu doku koruma solüsyonunda (Tablo 1) 4 ° C'de tutun.
        NOT: Organoidlerin başarılı bir şekilde oluşturulması için yüksek kaliteli taze doku örnekleri gereklidir. Doku canlılığını korumak için numunelerin derhal, ideal olarak cerrahi rezeksiyondan sonraki 1-4 saat içinde işlenmesi önemlidir. Sonraki tüm prosedürleri steril malzemeler ve reaktifler kullanarak aseptik bir ortamda gerçekleştirin.
      2. Ultra düşük ataşman yüzeyli hücre kültürü plakalarını (24 oyuk) 37 °C'de bir inkübatörde 1 saat önceden ısıtın. Dondurulmuş bazal membran ekstraktını (BME) gece boyunca 4 °C'de kullanımdan hemen öncesine kadar çözdürün.
        NOT: BME'nin tamamen çözülmesini sağlamak için en az 3 saat buz üzerine yerleştirilmelidir. BME'nin tamamen erimesi, sonraki adımlarda başarılı organoid kültürü için gereklidir.
      3. Kullanmadan önce, sindirim solüsyonunun (Tablo 1) 37 °C'ye kadar ısıtıldığından emin olun.
        NOT: Çürütme solüsyonunu aseptik bir ortamda taze olarak hazırlayın ve hemen kullanın.
    2. Organizasyonel işlem akışı
      1. Laminer akış kabininde, bir Petri kabı üzerinde cerrahi makas kullanarak tümör dokusunu küçük parçalara (0,5-1mm3) kesin. Kırpılmış dokuyu 15 mL'lik konik bir tüpe aktarın ve 5-10 mL bazal ortam ekleyin (Tablo 1).
        NOT: Bazal ortam (Tablo 1) 4 °C'de 1 aya kadar saklanabilir.
      2. Mümkün olduğunca fazla kanı yıkamak için barotropik bir pipet kullanın ve kan hücreleri ve yüzen yağ pıhtıları da dahil olmak üzere süpernatantın bir kısmını çıkarmak için 1-2 dakika bekletin. Bu işlemi iki kez tekrarlayın.
      3. Karışımı oda sıcaklığında 5 dakika boyunca 300 × g'da santrifüjleyin ve süpernatanı dikkatlice çıkarın. Kesilmiş dokuya 5 mL önceden ısıtılmış sindirim solüsyonu (Tablo 1) ekleyin.
      4. Sindirim için tüpü 37 °C'de döndürün.
      5. 30 dakikalık ilk sindirimden sonra, mikroskop altında küçük hücre kümeleri arayın. Aşırı sindirimi önlemek için her 5-10 dakikada bir kontrol edin.
        NOT: Doku sindirimi için gereken süre, dokunun boyutuna ve türüne bağlı olacaktır. Doku sindirimi 90 dakikayı geçmemelidir. Aşırı sindirilmiş doku, mikroskop altında büyük bir hücre tabakası olarak görünecektir. Uygun sindirim seviyesi, bunların çoğunun hücre kümeleri olması ve üzüm benzeri bir görünüme sahip olması ile gösterilir.
      6. Soğuk bazal ortam ekleyerek sindirimi durdurun (Tablo 1) ve 100 μm hücre filtreli yeni bir 50 mL tüpe süzün. 50 mL'lik bir hacme soğuk bazal ortam ekleyin.
      7. Hücreleri 2 × g'da 8 ° C'de 10 dakika santrifüj edin. Süpernatanı dikkatlice çıkarın ve 50 mL daha soğuk bazal ortam ekleyerek peleti yeniden süspanse edin (Tablo 1). Bu adımı iki kez tekrarlayın.
        NOT: Düşük hızlı santrifüjleme, küçük hücre kümelerinin yerleşmesine izin vermek için kullanılırken, kan hücreleri ve hücre kalıntıları hala süpernatantta asılı kalır; Nispeten saf bir doku hücresi kütlesi elde etmek için işlem birkaç kez tekrarlanır.
  2. Organoid kaplama
    1. İkinci yıkamadan sonra, süpernatanı mümkün olduğunca çıkarın ve istenen sayıda hücreyi (24 oyuklu bir plakanın oyuğu başına 1.000-5.000 hücre) kaplama için uygun BME'de yeniden süspanse edin.
      NOT: BME'yi kullanmadan önce daima 4 °C'de tutun.
    2. BME ekleyin ve BME ekleyerek ve hücre agregaları tamamen süspanse olana kadar hafifçe yukarı ve aşağı pipetleyerek Gelişmiş DMEM/F-12'de küçük hücre kümelerini askıya alın. BME konsantrasyonunu %30 ile %50 arasında kontrol edin.
    3. Tohum 50 μL BME damlacıkları, 24 oyuklu kültür plakalarının merkezinde hücre kümeleri ile karıştırılır.
      NOT: Mümkün olduğunca, damlacıkların kuyu plakasının yan duvarına yayılmasına izin vermeyin. Düşük adsorpsiyonlu plakanın yan duvarı düşük adsorpsiyon durumunda değildir ve damlacıklar ile yan duvar arasındaki temas, sonraki inkübasyona elverişli olmayan yapışmaya yol açacaktır.
    4. Eklenen damlacıkların bulunduğu plakaların 37 °C'de 20 dakika katılaşmasına izin verin. İnkübasyonun sonunda, her bir oyuğa 500 μL önceden ısıtılmış ortam (Tablo 1) ekleyin ve 37 ° C'de bir hücre inkübatöründe inkübe edin.
  3. Organoid kültür
    1. Kültür ortamını (Tablo 1) 2-3 günde bir yenileyin. Kültürün başlangıcında, HCC organoidlerini HCC izolasyon ortamında (Tablo 1) 2 hafta boyunca kültürleyin.
    2. HCC izolasyon ortamı ile 2 haftalık inkübasyondan sonra, ortamı HCC organoid genleşme ortamı (Tablo 1) ile değiştirin (4 ° C'de 2 haftaya kadar saklanır).
    3. Kültür ortamını her 3 günde bir yenileyin.
    4. HCC genleşme ortamı ile 7-10 günlük kültürlemeden sonra, organoid uygun yoğunluğa veya boyuta ulaştığında, deneysel müdahaleler veya geçiş başlatın veya organoidleri gerektiği gibi liyofilize edin.
  4. Organoid pasaj
    1. Sarf malzemeleri ve malzemelerin hazırlanması
      1. Ultra düşük ataşman yüzeyli hücre kültürü plakalarını (24 oyuk) 37 °C'de bir inkübatörde 1 saat önceden ısıtın. Dondurulmuş BME'yi kullanımdan hemen öncesine kadar gece boyunca 4 °C'de çözdürün.
      2. Organoid hasat çözeltisini ve tripsin ikamesini 37 °C'de 30 dakika önceden ısıtın.
    2. Geçiş işlemi
      1. Kültür ortamını kuyu plakasından çıkardıktan sonra, organoid süspansiyonu 15 mL'lik bir tüpe aktarın.
      2. 1.000 μL'lik bir pipet tabancası kullanarak kazıyarak ve yukarı ve aşağı pipetleyerek BME miktarına göre organoid hasat solüsyonu (50 μL BME başına 500 μL organoid hasat solüsyonu) ekleyin.
        NOT: Hava kabarcıklarının varlığı daha yüksek pipetleme basıncına işaret ettiğinden, organoid kaybını önlemek için proses boyunca hava kabarcıklarından kaçının.
      3. Oda sıcaklığında 30 dakika inkübe edin.
      4. BME'yi 1.000 μL'lik bir pipetle nazikçe aspire edin ve BME'nin tamamen çözündüğünü gözlemleyin. Berrak bir organoid hücre kümesi gözlenene kadar her 10 dakikada bir gözlemleyin, ardından oda sıcaklığında 5 dakika boyunca 400 × g'da santrifüjleyin ve mümkün olduğunca süpernatanı çıkarın.
        NOT: Bu aşamada, organoid dondurulabilir ve korunabilir.
      5. Organoidlerin enzimatik sindirimi için, 1-5 mL tripsin ikamesi (organoid sayısına göre) ekleyin ve 37 ° C'de 2 dakika inkübe edin. Organoidlerin 2-10 hücreden oluşan küçük kümelere ayrılıp ayrışmadığını belirlemek için mikroskop altında enzimatik sindirim derecesini gözlemleyin; Değilse, enzimatik sindirime devam edin.
        NOT: Aşırı sindirim, organoid hücre kümelerinin tek hücrelere bölünmesine, canlılıklarının azalmasına ve sonraki kültür süresinin uzamasına neden olacaktır.
      6. Sindirimi durdurmak için uygun hacimde soğuk bazal ortam ekleyin (Tablo 1).
      7. Organoidleri 400 × g'da 8 °C'de 5 dakika santrifüjleyin; Süpernatanı mümkün olduğunca çıkarın.
      8. İstenilen sayıda organoidi (24 oyuklu bir plakanın oyuğu başına 1.000-5.000 organoid) kaplama için uygun matriste yeniden süspanse edin. Bölüm 1.2'deki adımların aynısını izleyin.
        NOT: Kaplama yoğunluğu, organoidlerin büyüme hızına ve boyutuna göre optimize edilmelidir.
      9. Organoidleri, organoid büyümesinin yoğunluğuna bağlı olarak her 10 günde bir 1: 3 veya 1: 4 oranında geçirin.
  5. Organoid kriyoprezervasyon ve resüsitasyon
    1. Organoidlerin dondurularak saklanması
      1. Liyofilizasyon tüpleri hazırlayın, her tüp organoidler içeren 24 oyuklu bir plakanın iki oyuğu ile birleşir.
      2. BME'siz organoidler elde etmek için organoid geçişi için 1.4.2.1 ila 1.4.2.4 arasındaki adımları izleyin ve 24 oyuklu bir plakaya 500 μL / oyuklu organoid liyofilizasyon çözeltisi ekleyerek organoidleri nazikçe yeniden süspanse edin.
        NOT: Organoidlerin büyüme durumuna ve boyutuna bağlı olarak, organoidlerin üçüncü nesle kadar kültürde dondurularak saklanması önerilir.
      3. Süspansiyonu liyofilizasyon tüplerine aktarın ve -80 °C'de gradyan soğutmalı bir kutuya yerleştirin. En az 24 saat boyunca -80 °C'de gradyan soğutmadan sonra, uzun süreli depolama için tüpleri sıvı nitrojene aktarın.
    2. Organoidlerin resüsitasyonu
      1. Liyofilize tüpleri 37 °C'lik bir su banyosunda inkübe edin ve sadece küçük bir buz bloğu kaldığında inkübasyonu durdurun.
      2. Süpernatanı tamamen çıkarmak için 400 × g'da 8 °C'de 5 dakika santrifüjleyin.
      3. Sonraki işlemler için bölüm 1.2 ve 1.3'ü izleyin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yukarıda belirtilen prosedürün uygulanmasından sonra, HCC organoid sferoidlerinin ortaya çıkışı tipik olarak 3 günlük bir süre içinde gözlemlenebilir (Şekil 1). Şekil 1A,B, kuruluşun ilk gününde yuvarlatılmış kenarlar ve geçirgen sitozol ile karakterize edilen kompakt sferoidleri hemen geliştiren yerleşik HCC organoidini göstermektedir. HCC organoidlerinin büyümesi sırasında, farklı konsantrasyonlarda BME kullanımı, organoidlerin büyüme hızı üze...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hasta kaynaklı organoid modellerin dikkate değer bir yararı, doku yapısını ve genomik manzarayı kapsayan tümörlerin biyolojik özelliklerini aslına uygun olarak kopyalama kapasitelerinde yatmaktadır. Bu modeller dikkate değer bir doğruluk düzeyi gösterir ve uzun süreli ekim dönemlerinde bile tümörlerin heterojenliğini ve ilerlemesini etkili bir şekilde yansıtır 6,8,9. Bu rafine organoid kültür protokolünün kullanılmasıyla, in

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarların ifşa edecek herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu araştırma, Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı (82122048; 82003773; 82203380) ve Guangdong Temel ve Uygulamalı Temel Araştırma Vakfı (2023A1515011416) tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
[Leu15]-gastrin I insanMerckG9145
1.5 mL MikrotüplerMerckAXYMCT150LC
A8301 (TGF ve beta; inhibitör)Tocris Bioscience2939
B27 Takviyesi (503), eksi A vitaminiThermo Fisher Scientific12587010
B-27 Takviyesi (503), serum içermeyenThermo Fisher Scientific
BMP7Peprotech120-03P
Hücre süzgeci boyutu 100 μ mMerckCLS352360
CHIR99021MerckSML1046
Kollajenaz DMerck11088858001
Corning  Costar Ultra DüşükMerckCLS3473
Costar 24 Kuyulu Şeffaf Düz Tabanlı Ultra Düşük Ataşman Çok Kuyulu Plakalar, Ayrı Ayrı Sarılmış, SterilCorning3473
Costar 6 Kuyulu Şeffaf Düz Tabanlı Ultra Düşük Ataşman Çoklu Kuyulu Plakalar, Ayrı Ayrı Sarılmış, SterilCorning3471
Cultrex Organoid Hasat ÇözeltisiR& D SİSTEMLERİ3700-100-01Organoid hasat çözeltisi
Cultrex Azaltılmış Büyüme Faktörü BME, Tip 2 PathClear (BME)Merck3533-005-02
DAPTMerckD5942
DeksametazonMerckD4902
DMSOMerckC6164
DNaseIMerckDN25
Dulbecco'nun Modifiye Eagle Medium/Ham'ın F-12Thermo Fisher Scientific12634028Advanced DMEM/F-12
Earle' S Dengeli Tuz Çözeltisi (EBSS)Thermo Fisher Scientific24010043
ForsepsN/A/A
ForskolinTocris Bioscience1099
GlutaMAX takviyesiThermo Fisher Scientific35050061
HEPES, 1 MThermo Fisher Scientific15630080
Leica DM6 B Floresan Motorlu MikroskopLeicaN/A
N2 takviyesi (1003)Thermo Fisher Scientific17502048
N-asetilsisteinMerckA0737-5MG
NikotinamidMerckN0636
Nunc 15 mL Konik Steril Polipropilen Santrifüj TüpleriThermo Fisher Scientific339651
Nunc 50 mL Konik Steril Polipropilen Santrifüj TüpleriThermo Fisher Scientific339653
Penisilin / streptomisin (10.000 U / mL)Thermo Fisher Scientific15140122
Rekombinant insan EGFPeprotechAF-100-15
Rekombinant insan FGF10Peprotech100-26
Rekombinant insan FGF19Peprotech100-32
Rekombinant insan HGFPeprotech100-39
Rekombinant insan NogginPeprotech120-10C
Rho kinaz inhibitörü Y-27632 dihidroklorürMerckY0503
R-spodin1 şartlandırılmış ortam(Broutier ve diğerleri)YokHücre hatlarının salgılanması
Cerrahi makasYOKN/A
HCC hastalarından çıkarılan tümörün cerrahi örneğiBağlı Kanser Hastanesi ve Guangzhou Tıp Üniversitesi EnstitüsüN/A
TNF&alfa;Peprotech315-01A
TripLE Ekspres Enzim (1x), fenol kırmızısı içermeyenThermo Fisher Scientific12604013Tripsin ikamesi
Wnt-3a şartlandırılmış ortam(Broutier ve diğerleri)N/AHücre hatlarının salgılanması
17504044 N

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Vogel, A., Meyer, T., Sapisochin, G., Salem, R., Saborowski, A. Hepatocellular carcinoma. Lancet. 400 (10360), 1345-1362 (2022).
  2. Craig, A. J., von Felden, J., Garcia-Lezana, T., Sarcognato, S., Villanueva, A. Tumour evolution in hepatocellular carcinoma. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 17 (3), 139-152 (2020).
  3. Yang, J. D., et al. A global view of hepatocellular carcinoma: trends, risk, prevention and management. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 16 (10), 589-604 (2019).
  4. Huang, A., Yang, X. R., Chung, W. Y., Dennison, A. R., Zhou, J. Targeted therapy for hepatocellular carcinoma. Signal Transduction and Targeted Therapy. 5 (1), 146(2020).
  5. Cancer Genome Atlas Research Network. Comprehensive and Integrative Genomic Characterization of Hepatocellular Carcinoma. Cell. 169 (7), 1327.e23-1341.e23 (2017).
  6. Broutier, L., et al. Human primary liver cancer-derived organoid cultures for disease modeling and drug screening. Nature Medicine. 23 (12), 1424-1435 (2017).
  7. Driehuis, E., Kretzschmar, K., Clevers, H. Establishment of patient-derived cancer organoids for drug-screening applications. Nature Protocols. 15 (10), 3380-3409 (2020).
  8. Peng, W. C., Kraaier, L. J., Kluiver, T. A. Hepatocyte organoids and cell transplantation: What the future holds. Experimental & Molecular Medicine. 53 (10), 1512-1528 (2021).
  9. Nuciforo, S., et al. Organoid models of human liver cancers derived from tumor needle biopsies. Cell Reports. 24 (5), 1363-1376 (2018).
  10. Liu, M., et al. A hepatocyte differentiation model reveals two subtypes of liver cancer with different oncofetal properties and therapeutic targets. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (11), 6103-6113 (2020).
  11. Kong, F. E., et al. Targeting tumor lineage plasticity in hepatocellular carcinoma using an anti-CLDN6 antibody-drug conjugate. Science Translational Medicine. 13 (579), eabb6282(2021).
  12. Li, M. M., et al. Identification and functional characterization of potential oncofetal targets in human hepatocellular carcinoma. STAR Protocols. 3 (4), 101921(2022).
  13. Li, M., et al. Cancer stem cell-mediated therapeutic resistance in hepatocellular carcinoma. Hepatoma Research. 8, 36(2022).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Patient Derived OrganoidsOrganoid CultureTissue DissociationOrganoid PlatingOrganoid PassagingOrganoid CryopreservationTherapeutic Target IdentificationTumor Spheroids

İlgili makaleler