Summary
このプロトコルは、Sprague Dawleyラットから脂肪組織由来間葉系幹細胞(MSC)を単離および同定するための方法論について説明しています。
Abstract
成体間葉系細胞は、ここ数十年で分子生物学と細胞生物学に革命をもたらしました。それらは、自己複製、遊走、および増殖のための優れた能力に加えて、異なる特殊な細胞型に分化することができます。脂肪組織は、間葉系細胞の最も侵襲性が低く、最もアクセスしやすい供給源の1つです。また、他の供給源と比較して高い収率、および優れた免疫調節特性を有することが報告されている。最近、異なる組織源および動物種から成体間葉系細胞を得るための異なる手順が公開されている。一部の著者の基準を評価した後、さまざまな目的に適用でき、簡単に再現できる方法論を標準化しました。腎周囲脂肪組織および精巣上体脂肪組織からの間質血管画分(SVF)のプールにより、最適な形態と機能を備えた初代培養を開発することができました。細胞は24時間プラスチック表面に接着して観察され、線維芽細胞様の形態を示し、延長およびコロニーを形成する傾向を示した。フローサイトメトリー(FC)および免疫蛍光(IF)技術を用いて、膜マーカーCD105、CD9、CD63、CD31、およびCD34の発現を評価しました。脂肪由来幹細胞(ASC)が脂肪生成系統に分化する能力も、因子(4 μMインスリン、0.5 mM 3-メチル-イソ-ブチル-キサンチン、および1 μMデキサメタゾン)のカクテルを使用して評価されました。48時間後、線維芽細胞様形態の漸進的な消失が観察され、12日目にオイルレッド染色陽性の脂肪滴の存在が確認された。要約すると、再生医療への応用に最適で機能的なASC培養物を得るための手順が提案されています。
Introduction
間葉系幹細胞(MSC)は、自己複製、増殖、遊走、および異なる細胞系譜への分化能力が高いため、再生医療に大きな影響を与えています1,2。現在、さまざまな病気の治療と診断の可能性に焦点を当てた多くの研究が行われています。
間葉系細胞には、骨髄、骨格筋、羊水、毛包、胎盤、脂肪組織など、さまざまな供給源があります。それらは、ヒト、マウス、ラット、イヌ、ウマなどのさまざまな種から得られます3。骨髄由来MSC(BMSC)は、再生医療における幹細胞の主要な供給源として、また胚性幹細胞の使用に代わるものとして長年使用されてきました4。しかしながら、脂肪由来MSC、または脂肪由来幹細胞(ASC)は、それらの収集および単離の容易さ、ならびに脂肪組織のグラム当たりに得られる細胞の収量のために大きな利点を有する重要な代替物である5,6。ASCの収穫率は一般的にBMSCよりも高いことが報告されています7。当初、ASCの修復/再生能力は、他の細胞系譜に分化する能力によるものであると提案されました8。しかし、近年の研究により、ASCによって放出されるパラクリン因子の修復可能性における主要な役割が強化されています9,10。
脂肪組織(AT)は、エネルギー貯蔵量であることに加えて、内分泌系、神経系、および心血管系と相互作用します。また、出生後の成長と発達、組織の恒常性の維持、組織の修復、および再生にも関与しています。ATは、脂肪細胞、血管平滑筋細胞、内皮細胞、線維芽細胞、単球、マクロファージ、リンパ球、前駆脂肪細胞、およびASCで構成されています。後者は免疫原性が低いため、再生医療において重要な役割を果たしています11,12。ASCは、酵素消化および機械的処理によって、または脂肪組織外植片によって得ることができる。ASCの初代培養は、維持、成長、および拡張が容易です。ASCの表現型の特徴付けは、免疫蛍光法やフローサイトメトリーなどの方法を用いて特異的膜マーカーの発現を評価することにより、細胞の同一性を検証するために不可欠です13。国際脂肪治療科学連盟(IFATS)と国際細胞治療学会(ISCT)は、ASCがCD73、CD90、およびCD105を発現する一方で、CD11b、CD14、CD19、CD45、およびHLA-DR14の発現を欠くと定義しています。したがって、これらのマーカーは、ポジティブとネガティブの両方で、ASCの特性評価に信頼できると見なされます。
このプロジェクトは、ラットのATから抽出された成体間葉系細胞の単離と同定の手順を説明することに焦点を当てていましたが、この細胞源は胚性幹細胞とは異なり、倫理的な課題を提示しません。これは、骨髄由来幹細胞と比較してアクセスが容易で低侵襲な方法であるため、実行可能な選択肢として手順を固めます。
この組織源から得られる間葉系細胞は、その免疫調節能力と低い免疫拒絶反応のために、再生医療において重要な役割を果たしています。したがって、本研究は、それらのセクレトームと、糖尿病などの代謝性疾患を含むさまざまな疾患における再生医療としての応用に関する将来の研究の基本的な部分です。
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Protocol
すべての実験手順は、実験動物ケア国際評価認定協会(Norma Oficial Mexicana NOM-062-200-1999、メキシコ)の勧告に基づいて、動物ケアに関するメキシコのガイドラインに従って実施されました。プロトコルは、メキシカーノデルセグロ社会研究所の健康研究のための倫理委員会によってレビュー、承認、および登録されました(R-2021-785-092)。
1. 外科的切除によるラットからの脂肪組織の除去
- 20 mLの滅菌1xリン酸緩衝生理食塩水-抗生物質抗真菌薬(PBS-AA)溶液(1x PBS、ゲンタマイシン[20 μg/mL]、およびアムホテリシン[0.5 μg/mL])を含む2本のコニカルチューブを準備し、氷上で維持します。
- 健康状態の良い2匹の成体のオスのスプレイグドーリーラット (R. ラットが生後3〜4か月で、体重が350〜450gであることを確認してください。
- 20 mg / kgの塩酸キシラジンで鎮静し、5分後、120 mg / kgの塩酸ケタミンの麻酔薬を腹腔内に投与します。.乾燥を防ぐために眼科用軟膏で両目を滑らかにします。次に、ペダル反射の欠如による麻酔の深さを確認します。
- 腹部と鼠径部をヨウ素溶液で剃って消毒します。無菌性を維持するために外科用ドレープを適用します。次に、胸骨から精巣領域まで正中縦切開を行います。
- 滅菌鉗子で精巣上体と腎臓の両方を囲む脂肪組織を取り除き、1x PBS-AA溶液に入れます。サンプルを氷の上に保管してください。
- 施設のガイドラインに従って必要に応じて切開部を縫合し、40 mg / kgのペントバルビタールナトリウムの心臓内用量で動物を安楽死させます。.死亡が確認されたら、施設の手順に従って死体を処分します。
注:死は、間葉系細胞の免疫表現型、分化能力、およびパラクリン効果に影響を与えるシグナル伝達メカニズムを誘発します。したがって、組織採取は安楽死の前に行われます。
2.脂肪組織からの間葉系細胞の単離
- バイオセーフティキャビネット内の滅菌鉗子で脂肪組織を取り除き、直径100mmのペトリ皿の滅菌ろ紙に置いて余分なPBSを吸収します。
- 脂肪組織を別のシャーレに移し、10 mLピペットを使用して10 mLの1x PBS-AA溶液でそれぞれ5分間3回洗浄します。
- ハサミとメスを使用して組織を約1 cm2 の断片に機械的に分解します。
- コラゲナーゼIV型(0.075%)を、20 mLの非添加ダルベッコ改変イーグル培地(DMEM)で調製します。0.22 μmシリンジフィルターでろ過し、37°Cに保ちます。
- ステップ2.4で調製したコラゲナーゼ溶液(20 mL)を、断片化した組織と磁気バーを備えたクリスタルビーカーに加えます。容器を密封し、37°Cでゆっくりと連続的に攪拌しながらインキュベートします。
注:酵素消化には約90分かかります(細胞膜の完全性を維持するためにゆっくりと攪拌を維持します)。 - 100 mmペトリ皿上のステンレス鋼、40メッシュ、0.38 mmアパーチャフィルターでホモジネートをろ過し、滅菌50 mLコニカルチューブで細胞懸濁液を回収します。
- 加温して添加したDMEM(10%ウシ胎児血清[FBS]、2 mMグルタミン、2 mMピルビン酸ナトリウム、100倍の非必須アミノ酸溶液、および100倍の抗生物質抗真菌溶液[AA])を20 mL加えます。間質血管画分(SVE)を慎重に懸濁します。
- 細胞懸濁液を290 x g で10分間遠心分離し、25 mLピペットで上清を廃棄し、40 mLの非添加DMEM培地で細胞を穏やかに洗浄します。
- この手順を繰り返します。ステップの間に新しい滅菌円錐形のチューブを使用して、最小限の量の細胞残骸と脂肪をドラッグします。
- ペレットを5 mLピペットで5 mLの添加DMEMに懸濁し、T-25 cm2 ボトルに移します。37°C、5%CO2で24時間インキュベートします。
- 翌日、加温した5 mLの1x PBS-AAで3回の洗浄を行い、非添加DMEMで2回の洗浄を行い、細胞残渣および非接着細胞を除去します。5 mLのピペットで5 mLの新鮮で温めたDMEMを追加し、3〜4日ごとに培地を交換します。
3. ASC初代培養の維持・拡大
- 細胞が90%〜100%コンフルエントに達したら(8〜2日±)、5 mLの非添加DMEMで2回洗浄します。加温した0.025%トリプシン-2 mMエチレンジアミン四酢酸(EDTA)1 mLを加え、37°Cで5〜7分間インキュベートします。
- 細胞単層が剥離したら、添加したDMEMを4 mL加え、細胞懸濁液を穏やかに分解します。
- 細胞懸濁液を15 mLのコニカルチューブに移し、加温して添加したDMEMを5 mL加え、穏やかに懸濁させてホモジナイズします。
- 290 x g で5分間遠心分離します。上清を捨て、ペレットを1 mLの添加DMEMに穏やかに混合します。ノイバウアーチャンバー内の細胞をトリパンブルーで染色した後にカウントします。
- 最後に、T-75フラスコに2.5 x 103 細胞/ cm2 を1:4の分割比で播種します。このステップは、コロニー形成と高い増殖率を確実にします。
4. ASC初代培養の形態特性評価
- 倒立顕微鏡でASCの形態を観察します。
注意: 組織学とASC識別のために取り付ける前に、カバーガラスを1%ゼラチン溶液で処理してください。紫外線を15分間照射します。- 70%エタノール溶液からカバーガラスを取り出し、5分間乾燥させます。
- カバーガラスを滅菌1%ゼラチン溶液に浸し、水気を切り、室温(RT)で乾燥させます。
- 各カバーガラスを6ウェルプレートの各ウェルに入れ、プレートにUV光を15分間照射します。
- ウェルの中央に25 x 103 細胞を含む一滴を播種し、1分間待ってから、1 mLの添加DMEM培地を追加します。37°C、5%CO2で96時間インキュベートします。
- 培地を取り出し、トランスファーピペットを使用して1x PBS-AAで3回の洗浄を行います。
- 各ウェルに1 mLの3.5%中性ホルマリンを加え、RTで1時間インキュベートします。 ホルマリンを慎重に取り出し、各ウェルに1 mLの冷たい70%エタノールを加えます。
- 乾燥を防ぐために、使用時までプレートをパラフィルムで密封してください。
注:ASCの細胞形態は、異なる継代中のヘマトキシリン-エオジン染色によっても評価されます。 - 各ウェルから70%エタノールを除去し、蒸留水で5分間細胞を水和します。その間、染色溶液を濾過する。
- 水を取り除き、ハリスのヘマトキシリン溶液で15分間ゆっくりと攪拌しながら細胞を染色します。
- 染色液を除去し、1x PBSで2回洗浄します。
- ゆっくりと撹拌しながら1分間エオジン溶液で細胞を染色する。次に、溶液を取り除き、1x PBSで2回の洗浄を行います。
- 各ウェルからカバーガラスを慎重に取り外し、PBS-グリセロール封入溶液(1:1 v/v)の滴にスライドを取り付けます。
- カバーガラスの周りにマニキュアのラインを置き、光学顕微鏡の下で組織学的スライドを観察します。
5. 免疫蛍光法によるASCの発現マーカー
- 1x PBS-0.05% Tween 20を含む洗浄バッファーを調製します。RTでゆっくりと振とうしながら洗浄を行います。プレートを2 mLのバッファー/ウェルで3回洗浄します(各洗浄で3分間インキュベートします)。
- ブロッキング試薬1 mL(1:10)を入れ、ゆっくりと攪拌しながら20分間インキュベートします。
- CD9(モノクローナルマウス)、CD34(ポリクローナルウサギ)、および抗CD63(ポリクローナルヤギ)の一次抗体200 μL(1:50希釈)を各ウェルに追加します。4°Cで一晩インキュベートします。
- プレートを再度3回洗浄し、抗マウスIgG FITC結合ヤギ、ロバ抗ヤギIgG DyeLight 550、およびヤギ抗ウサギIgG Cy3の二次抗体200 μL(1:50希釈)でインキュベートします。
- 1x PBS-0.05% Tween 20で3回洗浄し、細胞核を100 μLのDRAQ-7(希釈:1 mLの二重蒸留水に17 μL)で20分間対比染色します。
- さらに3回洗浄し、手順4.1.12〜4.1.13に従ってスライドを取り付けます。サンプルは光から保護し、使用するまで冷凍して保管してください。
- 落射蛍光共焦点顕微鏡下で、この装置に推奨される適切な設定とソフトウェアを使用してサンプルを視覚化します。
6. フローサイトメトリーによるASCの発現マーカー
- トリプシン処理または解凍した細胞(サブ継代3または4)からの単一細胞懸濁液を、1 x PBS-5%FBSの1 x 106 細胞/ mLの濃度で調整します。100 μLを100,000細胞とともに1.5 mL遠沈管に分注します。自己蛍光制御のためにラベルなしで1つのアリコートを使用してください。
- 製造元の指示に従って、適切な量の抗CD105 AF-594および抗CD31 AF-680をすべて追加して休息させます。暗所で4°Cで20分間インキュベートします。
- 余分な染色剤を1 mLの1x PBS-5%FBSで250 x g で5分間遠心分離して洗浄し、300 μLの1%ホルマリンに懸濁します。
- フローサイトメーターでサンプル取得を行います。細胞のゲーティング戦略は、FSC-A対SSC-Aゲーティング、SSC-H対SSC-A、続いてFSC-A対FSC-Hを使用して単一セルゲーティングに基づいています。
- CD105 AF-594にはY610-mCherry-A検出器を、CD31 AF-680にはR660-APC-A検出器を使用してください。
7. ASCの脂肪系統への分化
- 6ウェルプレートに、1 cm2あたり1 x 10 4細胞(P-4)を播種し、37°C、5%CO2で60-80%コンフルエント(~72-96時間)になるまでインキュベートします。4 μMインスリン、1 μMデキサメタゾン21-アセテート(Dxa)、および0.5 mMの3-イソブチル-1-メチルキサンチン(MIX)を培地に直接適用して分化を誘導します。2〜3日ごとに分化培地を交換してください。
- 2 mLの滅菌超純水に800 μMインスリンのストック溶液を調製し(完全に溶解するために20 μLの1 N HClを加えます)、-20°Cで保存します。 あらかじめ1:100に希釈したインスリンストック10 μLを加え、ウェルあたり最終容量2 mLで10 μLを塗布します。
- 滅菌超純水5 mLに1 mM Dxaの原液を調製します(完全溶解は起こりませんのでご注意ください)。4°Cで保存してください。 40 μL/ウェルの Dxa ストックの 1:4 希釈液を加えます。
- 2.5 mLの0.1 N NaOH溶液中の100 mMのMIXストックを調製し、ボルテックスし、40 μLの1 N NaOHを加えて完全に溶解します。-70°Cで保存してください。 10 μL/ウェルのMIXストックを追加します。
- 保存前に、0.22 μmの滅菌シリンジフィルターでストック溶液をろ過してください。
- 12日目に、細胞を1x PBSで3回洗浄し、500 μLの4%ホルマリンとともにRTで1時間インキュベートします。 続いて蒸留水で各ウェルを2回洗浄し、続いて60%イソプロパノールで5分間乾燥させます。
- 60%イソプロパノール(500 μL/well)で希釈した0.5%オイルレッドOを加え、RTで20分間インキュベートします。 蒸留水1 mLで3回洗浄し、倒立顕微鏡で観察します。
注意: 必要な試薬、機器、および材料については、 材料表を参照してください。
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Representative Results
脂肪組織は、生後3〜4ヶ月齢で体重401±41g(幾何平均±SD)の成体Sprague Dawleyラットから得られた。精巣上体脂肪組織および腎周囲脂肪組織の平均値3.8gは、15回の実験的抽出の分析に対応していた。24時間の培養後、細胞集団はプラスチック表面に付着したままであり、不均一な形態を示した。最初の継代は8±2日目に実現され、合計8回の実験で1.4±0.6 x 106 細胞の収量が得られました。明視野の直接観察(図1)とヘマトキシリン-エオジン染色(図2)により、光学顕微鏡による形態学的特性評価が容易になりました。伸長した伸長と豊富な細胞内マイクロフィラメントで広範な細胞質が見られ、間葉系間質細胞の特徴でした。
ASCは、異なるサブ継代(1、3、7、および9)において間接免疫蛍光によって特異的に可視化された表面マーカーを発現しました(図3)。ASCは、試験したすべてのサブパッセージにおいてCD9表面マーカーに対して100%陽性であった。百分率は、無作為に採取した5つの顕微鏡写真でカウントされた全細胞数に対する陽性細胞の数である。細胞(100%)はサブ継代1、3、および9(P-1、P-3、P-9)でCD63マーカーを発現し、49.3%はP-7で発現しました。CD34マーカーは継代1、7、9で陰性であったが、継代3では陽性の標識結果が観察された。さらに、FCMによるイムノフェノタイピングでは、細胞集団の98.7%がCD105陽性であるのに対し、CD31マーカーは5.88%しか発現していないことが示されました(図4)。
最後に、分化因子のカクテルに12日間曝露されたASCは、脂肪遺伝子系統に向かって分化する能力を示しました(図5)。48時間後、形態の最初の変化を観察しました。細胞はサイズが小さくなり、丸みを帯びた形状を示した。7日後、脂質小胞が見え、分化後12日目にオイルレッド染色で陽性でした。
図1:ラット脂肪組織から抽出し、0.075%コラゲナーゼで消化した間質血管画分(SVF)(24時間時点 )。 (A)SVF(20倍)。(B)SVFは5回の洗浄(10倍)に続いた。プラスチック表面に付着した細胞は、丸みを帯びた星型、線維芽細胞様の外観(倒立顕微鏡)という不均一な形態を示します。スケールバーは100μmを表します。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図2:ヘマトキシリン-エオジン染色による形態学的特徴。 (A)ASC、P-1(10倍)。(B)ASC、P-1、(C)P-3、および(D)P-9(100倍)。スケールバーは100μmを表します。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図3:IFによるASCおよびエキソソームの異なる発現マーカーの評価。 軸X:通路1、3、7、および9。 軸Y: CD9:抗マウスIgG FITC結合ヤギ;CD63:ヤギ抗ウサギIgG Cy3;およびCD34:ロバ抗ヤギIgGダイライト550。核はDraQ7(倍率40倍、ズーム1倍)で青色に染色された。スケールバーは、すべてのパネルで100μmを表します。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図4:フローサイトメトリーによるASC同定。 (A-C) FSC-A 対 SSC-A ゲーティング、SSC-H 対 SSC-A に続いて FSC-A 対 FSC-H を使用して単一細胞ゲーティングに基づいて選択されたサンプル。(D,E)自家蛍光制御(非標識細胞)。(F,G)抗CD105 AF-594(Y610 mCherry;陽性マーカー)および抗CD31 AF-680(R660-APC-A検出器;陰性マーカー)でそれぞれ標識されたASC。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図5:ラット脂肪組織間葉系間質細胞の機能評価。 (A)コントロール(10倍)。(B)脂肪分化10倍、(C)20倍、および(D)40倍。細胞質内脂肪滴は、誘導の12日目にオイルレッド色素に対して陽性であった(位相差顕微鏡)。スケールバーは100μmを表します。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
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Discussion
間葉系幹細胞の発見から過去40年間、いくつかの研究者グループが、さまざまな組織や種から間葉系幹細胞を取得するための手順を説明してきました。ラットを動物モデルとして使用する利点の1つは、その容易な維持および迅速な発生、ならびに脂肪組織からのMSCの入手の容易さである。ASCを得るために、内臓脂肪、腎周囲脂肪、精巣上体脂肪、および皮下脂肪などの異なる組織源が記載されている12、13、14、15、16。
ここで採用されている抽出手順に関して、著者らは、ラットの体重を生後4か月で達成可能な350〜450 gにすることを推奨しています。動物の体重が450〜600 gで生後8か月までの場合、ラットあたりの脂肪組織の量(5.5 ± 2.1;平均± SD)が高かった。しかし、ASCの数は比例して増加しなかった(データは示されていない)。これらの観察は、他の情報源と比較して、皮下組織から得られた培養表面への生存率と接着性が高い集団にも言及したGonzález3によって行われた観察と一致しています。一方、生検切除によるASCは、脂肪吸引によって得られたものと比較して、より大きな生存率、頻度、および複製能力を示します7。本研究では、研究対象年齢のラットの皮下組織は非常に少なかった。そこで我々は,糖・脂質調節に関わるアディポカインの合成・分泌や炎症16に関与する精巣上体・腎周囲に隣接する脂肪組織を外科的切除により除去することとした。
脂肪組織由来の間葉系幹細胞を単離するための現在のプロトコルは、外植片培養17などの酵素フリー処理手順と、ほぼ全組織脱凝集を達成するための酵素処理の使用18に依存しています。提案された手順は比較的単純であり、機械的脱凝集、酵素的脱凝集、および細胞懸濁液への連続洗浄を含む。後者は、前駆細胞からできるだけ多くの無関係な細胞を除去し、したがってそれらの表面マーカーの最小発現(<5%)を得るために行われる。興味深いことに、得られるSVFの量は、脂肪組織の酵素的脱凝集に使用されるコラゲナーゼの種類に依存し得る。I型コラゲナーゼは脂肪細胞の単離に強く推奨されますが、II型19およびVIII型の使用も報告されています20,21。本研究では、通常膵臓組織の処理に用いられる酵素活性の低いIV型コラゲナーゼを用いた。したがって、ASCの収率は低くなりますが、膜の損傷も少なくなります。これにより、一部のサーフェスマーカーの表現が変更され、その機能が変更される可能性があります。一方、培養の拡大に使用される低い分割率は、コロニーの形成およびより大きな増殖能力を可能にした。
形態学によると、間葉系細胞には主に3つのタイプがあります:小さな細胞、細長い細胞、そして増殖が遅い大きな核を持つ大きくて平らな細胞です。これらの形態は、おそらくそれらの分化の可能性22など、本質的な性質に関連している。ASCの初代培養で観察された形態は、これらの著者によって報告された結果と一致しています。細胞質内の豊富な数のマイクロフィラメントも評価されたすべての段階で見られ、これは研究で得られたASCの線維芽細胞様形態を裏付けています23、24、25。さらに、単離された細胞の間葉系の性質を確認するために、イムノフェノタイピングが必要です。ISCTとIFATSは、いくつかのマーカーの使用を推奨していますが、他の代替手段も可能です。MSCは、特定のタンパク質含有量で細胞外培地に分泌される小さな小胞であるエクソソーム26を大量に産生できることが知られています。それらのエンドソーム起源のために、それらは融合および膜輸送タンパク質(GTPアーゼ、アネキシン、およびフロチリン)、テトラスパニン(CD9、CD63、CD81、およびCD82)を含み、とりわけ、それらが由来する細胞の表面にも発現します17,18。この研究の限界は、マーカーの幅広いパネルが評価されていないことです。ただし、同じテストで少なくとも2つの陽性マーカーと陰性マーカーを使用することは受け入れられます。
この研究では、エキソソームマーカーによる間接免疫蛍光により、サブパッセーション1、3、7、および9でASCからCD9およびCD63マーカーへの陽性シグナルが明らかになりました。パッセージ7で観測された信号は弱かったため、より良い結果を得るには、ISCTとIFATSが推奨するマーカーを使用することが重要です。CD34は、内皮および造血細胞のマーカーおよび脂肪組織SVF由来細胞の陽性マーカーとして認識される表面抗原である。しかし、天然ASCでのその発現は、in vitroでの細胞増殖と負の相関があります27。CD34+細胞の割合は、脂肪組織採取の方法、血管出血の程度、およびその後の消化および分離技術に依存する。ASCは一貫して異なるマーカーを発現していますが、提案された方法論で得られた結果によって証明されるように、それらのダイナミクスはin vitro拡大中に変化することが示されています28,29。
現在、ASCを取得するための標準化されたプロトコルはありません。さまざまな要因がその形態と機能を変更するため、結果はさまざまです。ドナーの年齢と健康状態、ソース、およびASCの培養条件は、これらの要因の一部です。提案された方法論は、多様な調査の目的をカバーする再現性のある方法論の標準化に焦点を当てています。科学界は、糖尿病を含むさまざまな代謝性疾患の診断、制御、および治療のための新しい治療オプションを見つけるよう努めています。したがって、方法論的手順の開示も重要です。
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Disclosures
著者は、利益相反がないことを宣言します。
Acknowledgments
著者らは、メキシコ社会保障研究所(IMSS)とメキシコ小児病院、フェデリコ・ゴメス(HIMFG)、およびIMSS研究調整のBioterioスタッフに、このプロジェクトを実施するために与えられた支援に感謝しています。AOC(815290)奨学金を提供してくれた全米科学技術評議会と、視聴覚資料の技術サポートを提供してくれたアントニオドゥアルテレイエスに感謝します。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Amphotericin B | HyClone | SV30078.01 | |
| Analytical balance | Sartorius | AX224 | |
| Antibody anti- CD9 (C-4) | Santa Cruz | Sc-13118 | |
| Antibody anti-CD34 (C-18) | Santa Cruz | Sc-7045 | |
| Antibody anti-C63 | Santa Cruz | Sc-5275 | |
| Antibody anti-Endoglin/CD105 (P3D1) Alexa Fluor 594 | Santa Cruz | Sc-18838A594 | |
| Antibody anti-CD31/PECM-1 Alexa Fluor 680 | Santa Cruz | Sc-18916AF680 | |
| Antibody Goat anti-rabitt IgG (H+L) Cy3 | Novus | NB 120-6939 | |
| Antibody Donkey anti-goat IgG (H+L) DyLight 550 | Invitrogen | SA5-10087 | |
| Antibody anti-mouse IgG FITC conjugated goat F (ab´) | RD Systems. | No. F103B | |
| Bottle Top Filter Sterile | CORNING | 10718003 | |
| Cell and Tissue Culture Flasks | BIOFIL | 170718-312B | |
| Cell Counter Bright-Line Hemacytometer with cell counting chamber slides | SIGMA Aldrich | Z359629 | |
| Cell wells: 6 well with Lid | CORNING | 25810 | |
| Centrifuge conical tubes | HeTTICH | ROTANA460R | |
| Centrifuge eppendorf tubes | Fischer Scientific | M0018242_44797 | |
| Collagen IV | Worthington | LS004186 | |
| Cryovial | SPL Life Science | 43112 | |
| Culture tubes | Greiner Bio-One | 191180 | |
| CytExpert 2.0 | Beckman Coulter | Free version | |
| CytoFlex LX cytometer | Beckman Coulter | FLOW-2463VID03.17 | |
| DMEM | GIBCO | 31600-034 | |
| DMSO | SIGMA Aldrich | 67-68-5 | |
| DraQ7 Dye | Thermo Sc. | D15106 | |
| EDTA | SIGMA Aldrich | 60-00-4 | |
| Eosin yellowish | Hycel | 300 | |
| Ethanol 96% | Baker | 64-17-5 | |
| Falcon tubes 15 mL | Greiner Bio-One | 188271 | |
| Falcon tubes 50 mL | Greiner Bio-One | 227261 | |
| Fetal Bovine Serum | CORNING | 35-010-CV | |
| Gelatin | SIGMA Aldrich | 128111163 | |
| Gentamicin | GIBCO | 15750045 | |
| Glycerin-High Purity | Herschi Trading | 56-81-5 | |
| Hematoxylin | AMRESCO | 0701-25G | |
| Heracell 240i CO2 Incubator | Thermo Sc. | 50116047 | |
| Ketamin Pet (Ketamine clorhidrate) | Aranda | SV057430 | |
| L-Glutamine | GIBCO/ Thermo Sc. | 25030-081 | |
| LSM software Zen 2009 V5.5 | Free version | ||
| Biological Safety Cabinet Class II | NuAire | 12082100801 | |
| Epifluorescent microscope | Zeiss Axiovert 100M | 21.0028.001 | |
| Inverted microscope | Olympus CK40 | CK40-G100 | |
| Non-essential amino acids 100X | GIBCO | 11140050 | |
| Micro tubes 2 mL | Sarstedt | 72695400 | |
| Micro tubes 1,5 mL | Sarstedt | 72706400 | |
| Micropipettes 0.2-2 μL | Finnpipette | E97743 | |
| Micropipettes 2-20 μL | Finnpipette | F54167 | |
| Micropipettes 20-200 μL | Finnpipette | G32419 | |
| Micropipettes 100-1000 μL | Finnpipette | FJ39895 | |
| Nitrogen tank liquid | Taylor-Wharton | 681-021-06 | |
| Paraformaldehyde | SIGMA Aldrich | SLBC3029V | |
| Penicillin / Streptomycin | GIBCO/ Thermo Sc. | 15140122 | |
| Petri dish Cell culture | CORNING Inc | 480167 | |
| Pipet Tips | Axygen Scientific | 301-03-201 | |
| Pisabental (pentobarbital sodium) | PISA Agropecuaria | Q-7833-215 | |
| Potassium chloride | J.T.Baker | 7447-40-7 | |
| Potassium Phosphate Dibasic | J.T Baker | 2139900 | |
| S1 Pipette Fillers | Thermo Sc | 9531 | |
| Serological pipette 5 mL | PYREX | L010005 | |
| Serological pipette 10 mL | PYREX | L010010 | |
| Sodium bicarbonate | J.T Baker | 144-55-8 | |
| Sodium chloride | J.T.Baker | 15368426 | |
| Sodium Phosphate Dibasic Anhydrous | J.T Baker | 7558-79-4 | |
| Sodium pyruvate | GIBCO BRL | 11840-048 | |
| Syringe Filter Sterile | CORNING | 431222 | |
| Spectrophotometer | PerkinElmer Lambda 25 | L6020060 | |
| Titer plate shaker | LAB-LINE | 1250 | |
| Transfer pipets | Samco/Thermo Sc | 728NL | |
| Trypan Blue stain | GIBCO | 1198566 | |
| Trypsin From Porcine Pancreas | SIGMA Aldrich | 102H0234 | |
| Tween 20 | SIGMA Aldrich | 9005-64-5 | |
| Universal Blocking Reagent 10x | BioGenex | HK085-GP | |
| Xilapet 2% (xylazine hydrochloride) | Pet's Pharma | Q-7972-025 |
References
- Djian, P., Roncari, A. K., Hollenberg, C. H. Influence of \anatomic site and age on the replication and differentiation of rat adipocyte precursors in culture. The Journal of Clinical Investigation. 72 (4), 1200-1208 (1983).
- Greenwood, M. R., Hirsch, J. Postnatal development of adipocyte cellularity in the normal rat. Journal of Lipid Research. 15 (5), 474-483 (1974).
- González, M. Engineering of the cartilage tissue: application of mesenchymal stem cells derived from adipose tissue and bone marrow for use in cartilage tissue regeneration. , Universidad de León. PhD thesis, http://hdl.handle.net/10612/3600 (2014).
- Oedayrajsingh-Varma, M. J., et al. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cell yield and growth characteristics are affected by the tissue-harvesting procedure. Cytotherapy. 8 (2), 166-177 (2006).
- Sherman, L. S., Conde-Green, A., Naaldijk, Y., Lee, E. S., Rameshwar, P. An enzyme-free method for isolation and expansion of human adipose-derived mesenchymal stem cells. Journal of Visualized Experiments. (154), e59419 (2019).
- Cowan, C. M., et al. Adipose-derived adult stromal cells heal critical-size mouse calvarial defects. Nature Biotechnology. 22 (5), 560-567 (2004).
- Alstrup, T., Eijken, M., Bohn, A. B., Moller, B., Damsgaard, T. E. Isolation of adipose tissue-derived stem cells: enzymatic digestion in combination with mechanical distortion to increase adipose tissue-derived stem cell yield from human aspirated fat. Current Protocols in Stem Cell Biology. 48 (1), 68 (2019).
- Gittel, C., et al. Isolation of equine multipotent mesenchymal stromal cells by enzymatic tissue digestion or explant technique: comparison of cellular properties. BMC Veterinary Research. 9, 221 (2013).
- Aliborzi, G., Vahdati, A., Mehrabani, D., Hosseini, S. E., Tamadon, A. Isolation, characterization and growth kinetic comparison of bone marrow and adipose tissue mesenchymal stem cells of guinea pig. International Journal of Stem Cells. 9 (1), 115-123 (2016).
- Jurgens, W. J., et al. Effect of tissue-harvesting site on yield of stem cells derived from adipose tissue: implications for cell-based therapies. Cell and Tissue Research. 332 (3), 415-426 (2008).
- Secunda, R., et al. Isolation, expansion and characterisation of mesenchymal stem cells from human bone marrow, adipose tissue, umbilical cord blood and matrix: a comparative study. Cytotechnology. 67 (5), 793-807 (2015).
- Tholpady, S. S., Katz, A. J., Ogle, R. C. Mesenchymal stem cells from rat visceral fat exhibit multipotential differentiation in vitro. The Anatomical Record. Part A, Discoveries in Molecular, Cellular, and Evolutionary Biology. 272 (1), 398-402 (2003).
- Yoshimura, K., et al. Cell-assisted lipotransfer for cosmetic breast augmentation: supportive use of adipose-derived stem/stromal cells. Aesthetic Plastic Surgery. 32 (1), 48-57 (2008).
- Si, Z., et al. Adipose-derived stem cells: Sources, potency, and implications for regenerative therapies. Biomedicine & Pharmacotherapy. 114, 108765 (2019).
- Hammoud, S. H., AlZaim, I., Al-Dhaheri, Y., Eid, A. H., El-Yazbi, A. F. Perirenal adipose tissue inflammation: Novel insights linking metabolic dysfunction to renal diseases. Frontiers in Endocrinology. 12, 707126 (2021).
- Liu, B. X., Sun, W., Kong, X. Q. Perirenal fat: A unique fat pad and potential target for cardiovascular disease. Angiology. 70 (7), 584-593 (2019).
- Lee, J., Han, D. J., Kim, S. C. In vitro differentiation of human adipose tissue-derived stem cells into cells with pancreatic phenotype by regenerating pancreas extract. Biochemical and Biophysical Research Communications. 375 (4), 547-551 (2008).
- Chandra, V., et al. Islet-like cell aggregates generated from human adipose tissue derived stem cells ameliorate experimental diabetes in mice. PLoS One. 6 (6), e20615 (2011).
- Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Engineering. 7 (2), 211-228 (2001).
- Huang, S. J., Yang, W. S., Lin, Y. W., Wang, H. C., Chen, C. C. Increase of insulin sensitivity and reversal of age-dependent glucose intolerance with inhibition of ASIC3. Biochemical and Biophysical Research Communications. 371 (4), 729-734 (2008).
- Jang, H. J., Cho, K. S., Park, H. Y., Roh, H. J. Adipose tissue-derived stem cells for cell therapy of airway allergic diseases in mouse. Acta Histochemica. 113 (5), 501-507 (2011).
- Haasters, F., et al. Morphological and immunocytochemical characteristics indicate the yield of early progenitors and represent a quality control for human mesenchymal stem cell culturing. Journal of Anatomy. 214 (5), 759-767 (2009).
- Zhang, S., et al. Identification and characterization of pig adipose-derived progenitor cells. Canadian Journal of Veterinary Research. 80 (4), 309-317 (2016).
- Varma, M. J., et al. Phenotypical and functional characterization of freshly isolated adipose tissue-derived stem cells. Stem Cells and Development. 16 (1), 91-104 (2007).
- Palumbo, P., et al. Methods of isolation, characterization and expansion of human adipose-derived stem cells (ASCs): An overview. International Journal of Molecular Sciences. 19 (7), 1897 (2018).
- Yu, B., Zhang, X., Li, X. Exosomes derived from mesenchymal stem cells. International Journal of Molecular Sciences. 15 (3), 4142-4157 (2014).
- Maumus, M., et al. Native human adipose stromal cells: localization, morphology, and phenotype. International Journal of Obesity. 35 (9), 1141-1153 (2011).
- Helmy, M. A., Mohamed, A. F., Rasheed, H. M., Fayad, A. I. A protocol for primary isolation and culture of adipose-derived stem cells and their phenotypic profile. Alexandria Journal of Medicine. 56 (1), 42-50 (2020).
- He, Q., Ye, Z., Zhou, Y., Tan, W. S. Comparative study of mesenchymal stem cells from rat bone marrow and adipose tissue. Turkish Journal of Biology. 42 (6), 477-489 (2018).
