Summary
Les gliomas malins constituent un groupe hétérogène de néoplasmes glial fortement infiltrative avec les configurations cliniques et moléculaires distinctes. Les xénogreffes orthotopic primaires récapitulent les dispositifs histopathologiques et moléculaires des sous-types malins de glioma dans les modèles animaux précliniques.
Abstract
Les gliomas malins constituent un groupe hétérogène de néoplasmes glial fortement infiltrative avec les configurations cliniques et moléculaires distinctes. Les xénogreffes orthotopic primaires récapitulent les dispositifs histopathologiques et moléculaires des sous-types malins de glioma dans les modèles animaux précliniques. Pour modéliser les gliomes malins de grade III et IV de l’OMS dans les essais de transplantation, les cellules tumorales humaines sont xénogreffes dans un site orthotopique, le cerveau, de souris immunodéprimées. Contrairement aux xénogreffes secondaires qui utilisent les cellules cultivées de tumeur, des cellules humaines de glioma sont dissociées des spécimens réséqués et transplantées sans passage antérieur dans la culture de tissu pour générer les xénogreffes primaires. Le procédé dans ce rapport détaille la préparation d’échantillon de tumeur, la transplantation intra-crânienne chez les souris immunocompromised, la surveillance pour l’engraftment de tumeur et la récolte de tumeur pour le passage suivant dans les animaux réceptifs ou l’analyse. La préparation de cellules tumorales nécessite 2 heures et la procédure chirurgicale nécessite 20 min/animal.
Introduction
Les gliomes malins sont des tumeurs gliales primaires du système nerveux central qui se produisent dans le cerveau et parfois dans la moelle épinière. Les gliomes sont classés par l’Organisation mondiale de la santé (OMS) en fonction de leur ressemblance histologique avec les astrocytes, les oligodendrocytes ou les cellules épendymaires, puis classés numériquement (I à IV) pour les caractéristiques pathologiques de la malignité. Les sous-types histologiques les plus communs sont les astrocytomas, les oligodendrogliomas et les oligoastrocytomas mélangés. Les gliomes malins englobant les grades II à IV de l’OMS sont caractérisés par une croissance et une récalcitrance invasives aux thérapies actuelles. Chaque année aux États-Unis, environ 15 750 personnes reçoivent un diagnostic de gliome malin et environ 12 740 patients succombent à cette maladie. Ces statistiques mettent en évidence la nature particulièrement mortelle des gliomas malins et le besoin important d’efficacité thérapeutique augmentée.
Les modèles de cancer sont essentiels pour étudier la biologie et les thérapies de tumeur. Les lignées cellulaires cancéreuses humaines représentent une première étape importante pour les manipulations in vitro et les études de xénorografting in vivo (xénogreffes secondaires)1. Cependant, les cultures de cellules cancéreuses standard subissent une transformation phénotypique et génotypique2-4 qui peut ne pas être restaurée dans les xénogreffes secondaires5. En outre, les altérations génétiques telles que les mutations de l’isocitrate déshydrogénase(IDH)6,les populations distinctes de cellules souches7 et la dépendance aux voies de signalisation clés8 peuvent être perdues dans les cultures de cellules cancéreuses. Les profils génomiques peuvent être maintenus dans une meilleure mesure dans la culture de la sphère cancéreuse, bien qu’ils ne reflètent toujours pas pleinement le génotype des tumeurs primaires2,3. La transplantation orthotopique directe annule les influences de la culture in vitro, fournit un microenvironnement approprié et préserve l’intégrité des cellules tumorales9,10. Par conséquent, les xénogreffes primaires représentent un modèle préclinique puissant et pertinent pour tester rigoureusement des agents ciblés afin d’aider à la conception rationnelle des futurs essais cliniques5,11,12.
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Protocol
1. Préparation de la suspension de cellules tumorales
Remarque : Des approbations institutionnelles appropriées pour l’utilisation du matériel patient et des animaux sont requises pour établir et maintenir des xénogreffes orthotopiques primaires de gliome. Au Centre médical de l’Université Vanderbilt, le matériel tumoral réséqué qui est supérieur à celui requis à des fins diagnostiques est recueilli avec le consentement du patient pour un dépôt de tissus de recherche. Les échantillons sont étiquetés avec un numéro de base de données REDcap à 5 chiffres randomisé et tous les identificateurs spécifiques au patient sont retirés. La base de données REDcap contient des données cliniques dépersonnales pour chaque échantillon dans le dépôt de tissus qui comprennent le sexe, l’âge (en années), la race, l’état de survie, la pathologie, les traitements du cancer, l’année de résection et le temps de progression. Pour maintenir la stérilité et optimiser le succès de la méthode de xénogreffe primaire, tous les réactifs, les instruments chirurgicaux autoclavés à la vapeur et le site chirurgical doivent être assemblés ou préparés à l’avance.
Remarque : Les spécimens de gliome contiennent souvent de grandes quantités de myéline et de débris. Selon la taille de l’échantillon, il peut être nécessaire d’utiliser plus de 4 tubes à gradient discontinu pour éliminer suffisamment la myéline et les débris.
Remarque : Le processus est terminé lorsqu’il ne reste pas, ou peu, de tissu non dissocié clairement visible. Évitez l’introduction de bulles pendant le processus de trituration.
Remarque : La viabilité cellulaire après dissociation est généralement de >90%. Des capacités plus faibles peuvent refléter de nombreuses variables, y compris la manipulation sous-optimale des tissus ou le temps de transport de la salle d’opération, la méthode de cryoconservation ou la technique de dissociation des papaïnes. Des capacités cellulaires plus faibles peuvent encore être adéquates, cependant, tant qu’un nombre suffisant de viables peut être transplanté dans le volume approprié. Pour chaque souris, 50 000 à 200 000 cellules viables sont implantées en volume de 2 μl. En raison de l’extrémité biseautée de l’aiguille de la seringue, une suspension cellulaire supplémentaire de 5 μl doit être incluse dans le volume final pour s’assurer qu’un matériau adéquat peut être aspiré dans la seringue pour chaque injection. Par exemple, pour injecter 2 μl/souris pour 5 souris, le volume final doit être de 15 μl (15 μl = (5 x 2 μl) + 5 μl).
- Placer le matériel du patient fraîchement réséqué et dépersonnalisé dans un contenant stérile et recouvert sur de la glace pour le transport au laboratoire. Traiter l’échantillon directement pour la transplantation ou cryoconserver l’échantillon dans de l’azote liquide (voir ci-dessous) pour le stockage dans l’azote liquide et l’utilisation ultérieure.
- Préparer les solutions de dissociation de la papaïne (solution de papaïne, solution d’inhibiteur de lavage/protéase et solution de gradient discontinu) dans une hotte stérile avec les composants du kit et les instructions fournies par le fabricant. Étiqueter les tubes coniques stériles en polystyrène de 15 ml et répartir les solutions comme suit:
- Tube 1: 5 ml de solution de papaïne
- Tube 2 : 3 ml de solution d’inhibiteur de lavage/protéase
- Tubes 3-6: 5 ml chacun de solution de gradient discontinu
- Placer l’échantillon de gliome dans le tube 1 avec 5 ml de solution de papaïne et triturer avec une pipette de 5 ml sur une période de temps de 10 à 20 minutes.
- Pipetter le matériau de haut en bas 10 fois, puis incuber le matériau pendant 2-3 min à température ambiante avant de commencer le prochain cycle de trituration.
- Placer la pointe de la pipette de 5 ml plus près du fond du tube conique à chaque cycle de trituration de telle sorte que la pointe touche le fond du tube pendant les 2 derniers cycles.
- Centrifuger à 300 x g pendant 5 min à température ambiante. Retirez le surnageant et pipettez le culot de haut en bas 10x dans 3 ml de la solution inhibitrice de lavage/protéase.
- Superposez soigneusement un volume égal de la suspension sur chacune des solutions de gradient discontinues de 5 ml (tubes 3-6), avec un pipettor réglé à la vitesse de distribution « gravitaire ».
- Placez les tubes dans une centrifugeuse équipée d’un rotor à godets oscillants, la vitesse d’accélération étant réduite au réglage le plus bas et le frein éteint. Centrifuger à 76 x g pendant 12 min à température ambiante. Lorsque le frein est éteint, la centrifugation est généralement terminée après 20 min.
- Retirez le surnageant, ressuscitez et combinez chaque pastille dans 5 ml de solution saline équilibrée stérile et placez les cellules sur de la glace.
- Retirer une partie (10-100 μl) de la suspension cellulaire et déterminer la densité des cellules viables par exclusion bleue trypan avec un hémocytomètre.
- Centrifuger à 300 x g pendant 5 min. Retirez le surnageant et ressuscitez la pastille cellulaire à une densité de 25 000 à 125 000 cellules viables par μl.
- Transférer un volume adéquat de la suspension cellulaire dans un tube de microcentrifugation de 200 μl (tube PCR) et placer sur de la glace.
2. Préparation du site chirurgical et des instruments
Remarque : Des gants chirurgicaux stériles sont portés pendant la procédure. Selon les exigences de chaque établissement, des blouses chirurgicales, des casquettes et des protecteurs faciens peuvent être requis.
- Préparez une paillasse désinfectée pour la chirurgie des rongeurs avec des zones adjacentes séparées pour la préparation des animaux, le champ d’opération et la récupération des animaux.
- Stériliser les instruments chirurgicaux dans un autoclave à vapeur. Par la suite, utilisez un stérilisateur de perles chaudes pour stériliser les instruments lors de la transition d’un animal à l’autre.
3. Induction, anesthésie et analgésie
Remarque : Les chirurgies dépassant 15 min à partir du moment où les souris sont anesthésiées nécessitent une source de chaleur de contact. Pour prévenir l’hypothermie, les souris reçoivent une source de chaleur (couverture d’eau chaude circulante) pendant les périodes pré- et post-opératoires.
- Préparer le cocktail kétamine/xylazine pour l’anesthésie par induction de sorte que chaque souris reçoive 100 mg/kg de kétamine et 10 mg/kg de xylazine en injectant 10 μl du cocktail par gramme de poids corporel.
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Tableau 1. Cocktail d’anesthésie.
Concentration des stocks Volume à préparer une souris cinq souris dix souris kétamine 100 mg/ml 25 μl 125 μl 250 μl Xylazine 100 mg/ml 2,5 μl 12,5 μl 25 μl Solution saline isotonique 223 μl 1 113 μl 2 225 μl total 250 ul 1 250 μl 2 500 μl - Préparer la solution de kétoprofène pour l’analgésie en diluant la solution mère (10 mg/ml) 1:20 dans de l’eau stérile et sans pyogène de sorte que chaque souris reçoive une dose de 5 mg/kg en injectant 10 μl de la solution par gramme de poids corporel.
- Peser et enregistrer le poids préchirurgical. Le poids individuel de la souris varie, mais varie généralement de 18 à 22 g.
- Injecter 10 μl du cocktail kétamine/xylazine par gramme de poids corporel de la souris dans l’espace intrapéritonéal à l’utilisation d’une seringue à insuline. Par exemple, injectez 200 μl pour une souris de 20 g.
- Déterminez si la souris est complètement anesthésiée par pincement de la patte postérieure. Il faut généralement 3 à 5 minutes pour que la souris ne se retire plus du pincement.
- Injecter 10 μl de la solution de kétoprofène par gramme de poids corporel de souris par voie sous-cutanée dans la peau lâche du flanc à l’utilisation d’une seringue à insuline. Par exemple, injectez 200 μl pour une souris de 20 g.
- Rasez les cheveux sur le crâne avec des tondeuses, frottez le cuir chevelu exposé avec de la povidone-iode à l’aide d’un applicateur de pointe de coton, puis essuyez un tampon d’alcool. Répétez ces étapes, gommage povidone-iode et lingette à l’alcool, deux fois de plus.
- Appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux de la souris.
- Faites une incision médiane de 1 cm s’étendant de derrière les oreilles jusqu’à juste devant les yeux avec une lame de scalpel stérile.
- Placez la souris sous une portée de dissection et exposez le crâne pour identifier les lignes de suture. À l’aide de mouvements circulaires avec une perceuse, centrez un trou de bavure de 2,5 mm latéralement au bregma et de 1 mm postérieur à la suture coronale.
4. Transplantation intracrânienne
Remarque : Des volumes d’injection supérieurs à 2,5 μl peuvent être mortels pour les souris.
- Placez la souris sur un cadre stéréotaxique en accrochant les incisives supérieures sur la barre d’incisives et en appliquant la pince nasale de sorte que le crâne soit fermement maintenu en position neutre.
- Aspirer 5 à 10 μl des cellules d’un tube à microcentrifugation plusieurs fois dans une seringue Hamilton de 10 μl serrée dans le porte-sonde du manipulateur stéréotaxique pour mélanger la suspension et éliminer les bulles. Pressez le piston de sorte que la seringue soit chargée de 2 μl (le volume adéquat pour injecter un animal).
- Tirez le bord latéral de l’incision de la peau pour exposer le trou de bavure et, avec le micromanipulateur, introduisez l’aiguille dans le trou de bavure de sorte que la partie biseautée soit juste en dessous de la surface du crâne.
- Avancez l’aiguille de 3 mm, puis retirez l’aiguille de 0,5 mm pour créer un espace d’injection.
- Avancez lentement le piston sur 30 secondes, puis laissez l’aiguille rester dans le cerveau pendant 2 minutes supplémentaires. Retirer l’aiguille progressivement en montant 0,5 mm et en attendant 30 secondes supplémentaires avant de retirer l’aiguille du cerveau.
- Retirez la souris du cadre stéréotaxique et fermez la plaie à l’arme d’un autoclip.
- Placez la souris sur un coussin chauffant pour maintenir la température corporelle et surveillez en permanence le motif respiratoire et la couleur des muqueuses et des tissus exposés (plante des pieds).
- Placez la souris dans une cage de microisolateur stérile une fois qu’elle se remet complètement de l’anesthésie (sternale et ambulatoire) et retournez-la à l’installation d’hébergement pour animaux.
5. Soins et observation des animaux post-implantation
Remarque : L’indication la plus fiable de la greffe de tumeur et de la croissance infiltrative est une perte de poids progressive et soutenue accompagnée du développement d’une posture voûtée et d’un pelage rugueux. Aux occasions rares, des déficits neurologiques sont notés qui incluent l’ataxie, la parésie, et les saisies. Les xénogreffes primaires orthotopiques sont fortement invasives et se développent sur une longue période de temps. Les souris manifestent généralement des symptômes de croissance tumorale 3 à 6 mois après la transplantation.
- Observez quotidiennement des souris avec des xénogreffes orthotopiques pour la prise de nourriture et d’eau, le comportement, le toilettage et les signes d’infection au site d’incision.
- Administrer du kétoprofène (5 mg/kg par voie sous-cutanée, 1 à 2x par jour) si de la douleur ou de la détresse est observée postopératoirement.
- Retirer les autoclips 8-10 jours après la chirurgie.
- Peser les souris chaque semaine.
- Surveiller les signes et les symptômes de la greffe de tumeur.
6. Récolte tumorale
Remarque : Par cette méthode, la première tranche coronale (#1) contient l’aspect postérieur des bulbes olfactifs et l’aspect antérieur des lobes frontaux. La tumeur greffée est la plus abondante dans le bon hémisphère des 3 tranches coronales suivantes (tranche #2, #3, et #4) et la vue d’injection est par habitude contenue dans la tranche coronale #3. Selon les besoins expérimentaux, le matériel peut être utilisé pour le passage de tumeur, les sections congelées de tissu, les sections de tissu incorporées de paraffine fixe de fortérine, la cytométrie de flux de tissu dissocié, la culture cellulaire ou les lysats pour l’ADN, l’ARN, ou l’analyse de protéine. Des parties de la tumeur peuvent cryopreserved pour de futurs besoins avec la viabilité de cellules s’étendant de de 80-95%.
- Euthanasier des souris par une exposition prolongée au dioxyde de carbone suivie d’une luxation cervicale.
- Décapitez les souris euthanasiées à la base du cerveau (niveau de foramen magnum) avec une plus grande paire de ciseaux chirurgicaux, et tirez la peau de l’incision vers l’avant pour exposer complètement le crâne.
- Retirez le cerveau.
- Insérez une pointe de paire de ciseaux chirurgicaux fins dans l’aspect latéral du magnum de foramen au niveau du méat auditif externe gauche pour couper l’os occipital le long du côté gauche du crâne. Effectuez la même coupe sur le côté droit.
- Couper l’os occipital le long d’un plan coronal d’un méat auditif externe à l’autre et enlever l’os pour exposer le cervelet.
- Couper les plaques osseuses nasales entre les yeux.
- Couper la suture sagittale en coupant postérieurement le long de la suture sagittale des plaques osseuses nasales au bregma. Accomplissez l’incision de midline le long de la suture sagittale en coupant antérieur du lambda au bregma.
- Insérez soigneusement la pointe d’une fine paire de pinces le long de l’ouverture sagittale de chaque côté pour déchirer toute adhérence dural du crâne au cerveau, puis épluchez les deux moitiés du crâne latéralement pour exposer le cerveau et les bulbes olfactifs dorsalement.
- Faites glisser la pince entre l’aspect ventral des bulbes olfactifs et le crâne pour libérer toute adhérence.
- Inclinez le crâne vers l’arrière pour permettre au cerveau d’être rétracté afin que l’optique et les autres nerfs crâniens soient exposés. Sectionz les nerfs crâniens pour libérer le cerveau dans un plat contenant du PBS stérile.
- Transférer le cerveau avec une spatule de pesée dans une trancheuse matricielle et générer des tranches coronales de 2 mm avec des lames de rasoir.
- Disposer les tranches coronales dans un plat contenant du PBS stérile pour une inspection visuelle plus approfondie et un traitement plus poussé des tissus.
7. Cryoconservation tumorale
- Préparer une solution mère de milieu de cryoconservation.
- Ajouter 50 ml de supplément de prolifération, 5 ml de solution de pénicilline et de streptomycine 100x et 450 μl d’héparine à 0,2 % à 450 ml de milieu basal.
- Conserver la solution mère à 4 °C à l’abri de la lumière.
- Préparer une solution de travail du milieu de cryoconservation.
- Mélanger 47,5 ml de milieu de cryoconservation et 2,5 ml de DMSO stérile dans un tube conique en polypropylène de 50 ml et bien mélanger.
- Aliquote 1,0 ml de solution de travail à chaque cryovial et conserver à 4 °C à l’abri de la lumière.
- Placez une tranche coronale de 2 mm de cerveau xénogreffe dans un milieu de cryoconservation cryovial sur de la glace.
- Bien casser le flacon et le placer dans un récipient de congélation à -80 °C. Transférer le cryovial le lendemain dans un réservoir d’azote liquide pour un stockage plus long.
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Representative Results
Les cellules de gliome dissociées sont transplantées directement dans le cerveau de souris immunodéprimées pour obtenir des lignées de xénogreffe orthotopiques primaires. Chaque échantillon tumoral se voit attribuer un numéro randomisé avant la transplantation, dans le cadre du processus de désidentification visant à supprimer les informations de santé protégées. Nous utilisons un numéro de base de données REDcap à 5 chiffres à cette fin. La figure 1 illustre le processus et la nomenclature pour établir une ligne de xénogreffe à partir d’un glioblastome (GBM 17182) avec la mutation arginine 132 de la isocitrate déshydrogénase 1 (IDH1) à l’histidine (R132H). Après la transplantation, un « X » est ajouté au numéro d’identification de la tumeur pour désigner la tumeur xénogreffe, suivi d’un « P » pour suivre le numéro de passage. P0 désigne le receveur initial de transplantation et P1 désigne les souris réceptrices du premier passage de xénogreffe. Typiquement, 3-5 souris sont initialement transplantées pour établir une ligne et la tumeur xénogreffe est ensuite transmise dans 10 souris réceptrices (P1) pour élargir la ligne pour de futures études.
Après la transplantation orthotopique, les souris réceptrices sont surveillées pour les signes et les symptômes de la greffe et de la croissance tumorales. L’indication la plus sensible de la greffe de tumeur est la perte de poids significative et soutenue. Comme les souris sont transplantées à un jeune âge, un gain de poids postopératoire est attendu. Les poids de souris peuvent fluctuer de manière apparemment dramatique d’une semaine à l’autre, cependant la perte soutenue de plus considérablement que 3 g est généralement une bonne indication d’engraftment de tumeur. Typiquement, la plupart des souris dans une cohorte de xénogreffe développent la perte de poids sur une période de temps semblable allant d’aussi peu que 60 jours à aussi longtemps que 350 jours selon la tumeur. Les temps de survie médians pour une tumeur donnée sont généralement similaires d’un passage à l’autre lorsque le même nombre de cellules tumorales sont transplantées à chaque fois. Illustré à la figure 2 est une cohorte de 5 souris transplantées avec un GBM (17182XP2) qui avait été précédemment greffé et passé une fois auparavant. Quatre des cinq souris 17182XP2 ont démontré une perte de poids significative 17 semaines après la transplantation. La souris restante (souris 3) n’a pas exhibé la perte de poids et aucune tumeur n’a été détectée à l’autopsie, indiquant l’engraftment de tumeur dans seulement 80% des destinataires.
Lorsque le cerveau d’une souris symptomatique est récolté, une matrice de trancheuse cérébrale est un outil extrêmement précieux pour le traitement des tissus. La génération de plusieurs sections anatomiquement définies de chaque cerveau permet de multiples modes d’analyse avec certaines parties et de cryoconservation d’autres parties du tissu. Par exemple, l’état mutationnel d’IDH1 peut être évalué par séquençage de Sanger avec du matériel provenant d’une partie ou par immunohistochimie avec une autre(figure 3). L’engraftment de tumeur peut être aisément évident par l’inspection visuelle des sections coronales, cependant, l’histologie avec immunohistochemistry peut être exigée pour quelques xénogreffes (figures 4 et 5). Lors de la dissociation d’une xénogreffe pour le passage en série ou d’autres études, il est important de commencer par une petite partie définie du matériau afin que la myéline et les débris puissent être enlevés de manière adéquate (Figure 6). Le gradient discontinu du système de dissociation de la papaïne est le mieux adapté au traitement de petites portions du cerveau d’une souris adulte. Nous vous recommandons de couper chaque section coronale le long de la ligne médiane et d’utiliser deux dégradés discontinus pour chaque moitié.
Figure 1. Les lignées de xénogreffe orthotopiques primaires sont établies en transplantant des cellules de gliome dissociées directement dans le cerveau de souris immunodéprimées, puis élargies par transplantation en série. Les mutations somatiques hétérozygotes à l’arginine 132 du gène IDH1 se produisent dans plus de 70% d’astrocytomas diffus, d’oligodendrogliomas, d’oligoastrocytomas et de glioblastomas secondaires, et moins de 7% de glioblastomas primaires. GBM 17182 contient la mutation IDH1 la plus commune, l’arginine 132 à l’histidine (R132H). Cliquez ici pour agrandir l’image.
Figure 2. Les courbes de croissance des receveurs de greffe en série de GBM 17182XP1 démontrent une perte de poids significative 130-150 jours après la chirurgie chez 4 des 5 souris GBM 17182XP2. Cliquez ici pour agrandir l’image.
Figure 3. La mutation hétérozygote et somatique IDH1 R132H dans la tumeur patiente (GBM 17182) et la xénogreffe primaire (17182XP0) peut être détectée par l’ordonnancement de Sanger ou la souillure d’anticorps. Immunohistochemistry avec un anticorps IDH1 R132H-spécifique démontre les cellules de glioma de mutant densément groupées autour des vaisseaux sanguins ou dans des régions plus diffusément infiltrées du spécimen patient et du cerveau de souris. Cliquez ici pour agrandir l’image.
Figure 4. Les xénogreffes orthotopic primaires montrent la croissance fortement infiltrative qu’il peut être difficile d’apprécier entièrement par seule la souillure de hematoxylin et d’éosine (H &E). Immunohistochemistry avec un anticorps humain-spécifique est une méthode particulièrement utile pour identifier les cellules humaines engrafted. La souillure anti-humaine de vimentin d’une xénogreffe analplastic d’oligoastrocytoma (14175XP2) indique les dispositifs typiques d’un glioma infiltrative avec une masse diffuse de tumeur dans le bon hémisphère injecté et la croissance invahissante le long des régions myelinated du callosum de corpus (astérisques) et des fibres striatopallidal (pointes noires de flèche) et de la diffusion leptomeningeal (flèche noire). Non apprécié à ce grossissement (1.25X) est le regroupement des cellules tumorales humaines autour des neurones de souris (satellitosis perineuronal) dans le cortex envahi. Cliquez ici pour agrandir l’image.
Figure 5. L’analyse des sections coronales de l’oligoastrocytome analplasique 14175XP2 à plus haute puissance (40X) dans les régions encadrées A-C révèle des cellules humaines mutantes IDH autour des vaisseaux sanguins (région A), dans les voies striatopallidal (« fibres de crayon; " région B) et le corps calleux (région C). Comme avec GBM 17182XP2, la coloration IDH1 R132H de l’oligoastrocytome anaplastique 14175XP2 démontre que la mutation IDH est maintenue dans une xénogreffe orthotopique primaire suivant des passages périodiques chez les souris réceptrices. Cliquez ici pour agrandir l’image.
Figure 6. Les cellules tumorales humaines peuvent être distinguées des cellules de souris dans des xénogreffes dissociées en fonction de la taille. Pour quantifier les cellules tumorales humaines dans une xénogreffe dissociée pour le passage en série, les cellules humaines sont identifiées dans un hémocytomètre en microscopie optique par leur grande taille et leur luminescence vert foncé (pointes de flèche). Par cytométrie de flux, les cellules humaines ont des propriétés de diffusion distinctes du matériau de souris et peuvent être fermées pour une analyse plus approfondie. Cliquez ici pour agrandir l’image.
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Discussion
Les lignées cellulaires cultivées, les xénogreffes et les souris génétiquement modifiées sont les méthodes les plus courantes de modélisation des gliomes, et il existe des avantages et des limites distincts pour chaque système modèle3,13,14. Les avantages pertinents des xénogreffes orthotopiques primaires de glioma incluent la croissance infiltrative qui caractérise des gliomas diffus et la conservation des changements génétiques et des mécanismes de signalisation importants qui peuvent être excessivement difficiles à maintenir dans les cellules cultivées de glioma. Par exemple, lesmutations de la socitrate déshydrogénase et la production de ligands hérisson Sonic peuvent être maintenues dans les xénogreffes orthotopiques primaires15,16 mais seulement rarement dans les cellules de gliome cultivées14,17-19. Il est important de considérer des inconvénients significatifs des xénogreffes orthotopiques primaires, cependant, selon des besoins expérimentaux. Nonobstant l’accès à matériel patient proportionn, il est plus difficile de mesurer la croissance de glioma au fil du temps dans le cerveau que dans un emplacement heterotopic. En plus, les xénogreffes orthotopiques primaires se développent à un rythme sensiblement plus lent que les xénogreffes heterotopic. Ainsi, les investigateurs peuvent préférer transplanter des cellules dans le flanc d’une souris immunodéprimée, où d’importantes caractéristiques histologiques et moléculaires peuvent également être conservées4.
Deux considérations importantes pour établir des xénogreffes orthotopic primaires sont le type de destinataire immunocompromised de souris et la catégorie de malignité de glioma. Nous avons eu un succès sévèrement limité établissant des xénogreffes primaires chez des souris athymiques (nu-nu) et un succès tout aussi bon avec des souris NOD/SCID et NSG(NOD/SCID/Interleukin-2 receptor gamma chain deficient). Les souris NSG sont des destinataires préférables en raison du taux accru de greffe des cellules tumorigènes et de la durée de vie plus longue par rapport aux souris NOD /SCID20,21. En ce qui concerne la catégorie de tumeur de l’OMS, nous avons observé l’engraftment de glioma des tumeurs de la catégorie III et IV mais pas des catégories I et II.
Pour les xénogreffes de gliomes orthotopiques primaires, les cellules tumorales dissociées peuvent être transplantées directement dans le cerveau de souris immunodéprimées9 ou les cellules initiatrices de tumeurs peuvent être isolées de manière prospective (par exemple en sélectionnant des cellules exprimant CD133) pour la transplantation22. L’une ou l’autre source de cellules convient à la greffe de tumeur réussie dans notre expérience15,16, bien que l’utilisation des cellules cd133-enrichies exige plus de matériel de départ. Que l’on prépare des cellules triées ou non triées pour la transplantation, il est important d’enlever adéquatement la myéline et les débris des spécimens dissociés de glioma. Le défaut d’enlever adéquatement la myéline et les débris entrave nettement la capacité d’aspirer la suspension dans une seringue de Hamilton et de transplanter un nombre uniforme de cellules dans chaque destinataire. Après la dissociation de papaïne, il est utile d’évaluer une petite aliquote utilisant un hémocytomètre afin de déterminer le nombre de tubes discontinus de gradient qui seront nécessaires pour éliminer suffisamment la myéline et les débris. L’élimination complète n’est pas possible, mais on peut apprécier la difficulté à quantifier les cellules d’un échantillon dissocié avant le retrait de la myéline et la facilité relative après le retrait avec des gradients discontinus.
Le rendement en cellules viables à partir d’échantillons de patients dissociés peut être très variable. De manière optimale, 105 cellules sont transplantées dans chacune des cinq souris réceptrices bien que nous ayons obtenu une greffe avec aussi peu que 3 000 cellules/animaux. Approximativement la moitié des spécimens malins primaires de glioma (catégories III et IV d’OMS) que nous avons transplantés ont engrafted dans 40-100% des souris réceptrices initiales. Après la transplantation orthotopic, des souris réceptrices doivent être pesées hebdomadairement et surveillées régulièrement pour des signes et des symptômes de greffe et de croissance de tumeur. On observe seulement des xénogreffes orthotopic primaires démontrent la croissance diffuse et infiltrative et on observe des symptômes neurologiques focaux tels que le hemiparesis ou les saisies seulement aux occasions rares. L’indication la plus sensible de la greffe de tumeur est la perte de poids significative et soutenue qui peut être accompagnée du développement de la posture voûtée, du pelage rugueux ou du crâne en forme de dôme. La vitesse à laquelle les souris développent une perte de poids soutenue est très variable en fonction de l’échantillon du patient et peut varier de 60 à 350 jours. Les souris NSG pèsent généralement 18-25 g à la transplantation et atteignent postopératoirement des poids adultes de 28-33 g. Le matériel de litière doit être changé régulièrement, car les conditions de la cage peuvent modifier considérablement le poids des animaux. Les poids d’un animal peuvent fluctuer jusqu’à un gramme d’une semaine à l’autre, et déterminer si cela représente la greffe de tumeur peut être difficile. Une bonne indication de l’engraftment de tumeur chez les souris de NSG qui ont atteint des poids adultes est la perte de poids soutenue de plus de 3 g. Bien que les souris greffées développent généralement une perte de poids progressive qui peut être mesurée sur une période de plusieurs semaines, la santé d’un animal peut parfois décliner rapidement en raison de la croissance tumorale, suivant le développement de l’hydrocéphalie par exemple, ou de causes non liées telles que l’infection.
Après euthanasie, l’engraftment de tumeur peut ne pas être aisément évident par l’inspection brute du cerveau et la confirmation histologique est essentielle. Pour les destinataires initiaux de tumeur, nous traitons chaque cerveau de la même manière de sorte qu’une partie soit évaluée histologiquement et d’autres parties cryopreserved pour le passage suivant de tumeur si l’engraftment est vérifié. Comme discuté ci-dessus, le cerveau est placé dans une trancheuse de matrice pour générer des tranches coronales de 2 mm avec chaque tranche représentant une région définie du cerveau le long de l’axe antérieur à postérieur. La tranche coronale #3, qui contient systématiquement le site d’injection, est fixée dans le forin et chacune des tranches restantes est placée dans un cryovial séparé et étiqueté contenant 1 ml de milieu de cryoconservation. Des lames fixes de paraffine incorporées de fortine (FFPE) sont souillées avec de l’hématoxyline et de l’éosine pour évaluer l’histologie et avec des anticorps contre Ki67 et vimentin humain pour visualiser les cellules greffées.
Une fois que l’engraftment est vérifié, la tumeur peut être passée et les taux d’engraftment dans les destinataires secondaires sont typiquement plus hauts à 80-100%. Nous recommandons passaging une tumeur la première fois dans un plus grand nombre de souris réceptrices de sorte qu’à matériel cryopreserved proportionné puisse être généré pour maintenir une ligne donnée de tumeur au bas-passage (2-5) pour de futures études. Les temps de survie médians pour une tumeur donnée sont généralement similaires d’un passage à l’autre lorsque le même nombre de cellules tumorales sont transplantées à chaque fois.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.
Acknowledgments
Nous sommes particulièrement redevables aux patients du Centre médical de l’Université Vanderbilt qui ont fourni du matériel de recherche inestimable pour la Banque de tissus neurochirurgicaux moléculaires. Nous remercions ceux qui ont établi et maintenu la Banque de tissus, Reid C. Thompson MD (chercheur principal), Cherryl Kinnard INF (infirmière de recherche) et Larry A. Pierce MS (gestionnaire). Les services histologiques ont été effectués, en partie, par la ressource partagée en pathologie translationnelle du Centre médical de l’Université Vanderbilt (VUMC) (soutenue par le prix 5P30 CA068485 au Centre de cancérologie Vanderbilt-Ingram). Ce travail a été soutenu par des subventions à MKC du NINDS (1R21NS070139), du Burroughs Wellcome Fund et des fonds de développement VMC. MKC est appuyé par le ministère des Anciens Combattants, l’Administration de la santé des anciens combattants, le Bureau de la recherche et du développement, la recherche et le développement en laboratoire biomédical au moyen de la subvention 1 I01 BX000744-01. Le contenu ne représente pas les points de vue du ministère des Anciens Combattants ou du gouvernement des États-Unis.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Phosphate buffered saline | Life Technologies | 14040-133 | |
| Papain dissociation system | Worthington Biochemical Corp. | LK003150 | |
| Trypan blue solution 0.4% | Life Technologies | 15250061 | |
| Ketamine HCl | Obtained from institutional pharmacy or local veterinary supply company | ||
| Xylazine HCl | |||
| Ketoprofen | |||
| Ophthalmic ointment |
|||
| Povidone-iodine |
Fisher Scientific | 190061617 |
|
| Cryopreservation medium and proliferation supplement |
StemCell Technologies | 05751 |
|
| 0.2% Heparin sodium salt in PBS |
StemCell Technologies | 07980 |
|
| Penicillin-streptomycin |
Life Technologies | 15140-122 |
|
| Dimethyl sulfoxide |
Sigma-Aldrich | D6250-5X10ML |
|
| NOD.Cg-Prkdcscid I/2rgtm1Wjl/SzJ mice |
The Jackson Laboratory | 005557 |
NSG mice |
| Anti-human vimentin antibody |
Dako | M7020 |
Use 1:200 to 1:800 |
| Anti-human IDH1 R132H antibody |
Dianova | DIA-H09 |
Use 1:100 to 1:400 |
| Centrifuge with swinging bucket rotor |
|||
| Pipetter with dispensing speed control |
|||
| Disposable hemocytometer |
Fisher Scientific | 22-600-100 |
|
| Sterile surgical gloves |
Fisher Scientific | 11-388128 |
|
| Disposable gown |
Fisher Scientific | 18-567 |
|
| Surgical mask |
Fisher Scientific | 19-120-1256 |
|
| Tuberculin syringe |
BD | 305620 |
|
| Alcohol pads |
Fisher Scientific | 22-246-073 |
|
| Portable electronic scale |
Fisher Scientific | 01-919-33 |
|
| Zoom stereomicroscope |
|||
| Surgical clipper |
Stoelting | 51465 |
|
| Scalpel handle |
Fine Science Tools | 10003-12 |
|
| Scalpel blades, #10 |
|||
| Stereotaxic instrument |
Stoelting | 51730 |
|
| High-speed drill |
Stoelting | 51449 |
|
| Drill bit, 0.6 mm | Stoelting | 514552 | |
| Hamilton syringe |
Hamilton | 80336 |
|
| Autoclip, 9 mm |
BD | 427630 |
|
| Circulating water warming pad |
Kent Scientific | TP-700 TP-1215EA |
|
| Hot bead dry sterilizer |
Kent Scientific | INS300850 |
|
| Surgical scissors |
Fine Science Tools | 14101-14 |
|
| Fine scissors |
Fine Science Tools | 14094-11 |
|
| Spring scissors |
Fine Science Tools | 15018-10 |
|
| Dumont forceps |
Fine Science Tools | 11251-30 |
|
| Semimicro spatulas |
Fisher Scientific | 14374 |
|
| Mouse brain slicer matrix |
Zivic Instruments | BSMAS002-1 |
|
| Cryogenic storage vials |
Fisher Scientific | 12-567-501 |
References
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