Introduction
Delucidazione degli eventi di riferimento la risposta cardiaca sia ischemia e riperfusione sono essenziali per migliorare il trattamento di infarto 1 e cardiache procedure chirurgiche che richiedono miocardio clampaggio aortico 2. Mentre i modelli in vivo di ischemia riperfusione consentono analisi endpoint molto utili, essi non sono efficaci per studiare gli effetti funzionali di ischemia riperfusione acutamente in tempo reale. Inoltre, in modelli di ischemia riperfusione vivo producono generalmente significativa variabilità nelle dimensioni dell'infarto e consegna diretta di farmaco al cuore al momento della riperfusione è impegnativo. L'utilizzo di un sistema Langendorff cuore isolato per studiare il danno da ischemia riperfusione permette valutazione funzionale in tempo reale di trattamenti farmacologici, superficie uniforme tessuto infartuato e consegna istantanea di farmaco direttamente al miocardio.
Prima descritto by Oscar Langendorff nel 1895 3, il cuore Langendorff isolato è un modello affidabile per lo studio di ischemia riperfusione, essendo stato utilizzato nella ricerca ischemia riperfusione per gli ultimi 40 anni di 4,5. Qui, alcune modifiche sono fatte per ottimizzare il cuore isolato per l'analisi funzionale. In situ incannulamento dell'aorta mentre il cuore batte assicura che il cuore non sperimenta precondizionamento ischemico, tali da modificare i risultati di studi ischemia riperfusione 6. Per facilitare ciò, viene eseguita una tracheotomia, consentendo la ventilazione e garantire la stabilità fisiologica del ratto durante l'intervento chirurgico. Il cuore è poi collegato a un camicia d'acqua colonna tortile vetro attraverso il quale tampone Krebs Henseleit avviene tramite perfusione retrograda direttamente nell'aorta. Un palloncino soluzione salina viene inserita nel ventricolo sinistro e collegato ad un trasduttore di pressione, che consente la misurazione in tempo reale delle pressioni dall'interno un ventricolod calcolo dei molteplici parametri funzionali. Al termine dell'esperimento, cuore viene lavata con soluzione salina fredda per arrestare la contrazione e flash congelati in azoto liquido per consentire l'analisi valle dei livelli di DNA, RNA e proteine. Così modificato, cuore perfuso Langendorff serve come un sistema efficace per il monitoraggio diretto degli effetti fisiologici degli interventi farmacologici in qualsiasi momento acutamente durante il danno da ischemia riperfusione.
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Protocol
Tutte le procedure qui elencati sono stati approvati dalla cura e l'uso degli animali Comitato Istituzionale presso la Medical University of South Carolina. Gli esperimenti qui descritti sono acute, esperimenti non di sopravvivenza. Come tale, non c'è uso di unguento occhio e una suite operatoria sterile non è necessaria. L'eutanasia si ottiene dissanguamento durante la raccolta del cuore.
Preparazione 1. sperimentale
- Impostare sia una pressione costante o costante flusso Langendorff Perfusion Apparatus 4.
- Preparare 4 L di Krebs modificato Henseleit Buffer (in mM: 112 NaCl, KCl 5, 1.2 MgSO4, 1 K 2 HPO 4, 1.25 CaCl 2, 25 NaHCO3, 11 D-glucosio, 0.2 acido ottanoico, pH = 7,4).
- Fai 10x azionari buffer.
- Sciogliere NaCl, KCl, MgSO 4, e K 2 HPO 4 a 3 litri di acqua ultrapura.
- Sciogliere CaCl 2 in 500 ml di acqua ultrapura with 40 ml di 1 N HCl.
- Aggiungere lentamente CaCl 2 soluzione al buffer realizzato in 1.2.1.1. Aggiungere acqua ultrapura abbastanza per un totale di 4 L. Consenti a mescolare per 1 ora prima di filtrare attraverso un filtro di 0,8 micron. Conservare a 4 ° C.
- Sciogliere NaHCO 3 a 4 litri di acqua ultrapura. Lasciare a mescolare per 1 ora prima di filtrare attraverso a 0.8 micron filtro. Conservare a 4 ° C
- Unire 400 ml 10x tampone Krebs Henseleit con 400 ml 10x NaHCO 3 buffer. Aggiungere acqua ultrapura abbastanza per un totale di 4 L. Sciogliere glucosio e acido ottanoico mescolando. Filtrare 0,8 micron filtro.
- Fai 10x azionari buffer.
- Sistema di Preparazione per il cuore.
- Aggiungere 2 L di tampone filtrata in una bottiglia 4 L 38 disposto sopra il rubinetto attaccato alla cannula aortica. Ciò fornirà una pressione di perfusione di 70-80 mmHg al cuore, che è la pressione di perfusione raccomandata 4.
- Inserire gas dispersione gorgogliatore nel buffer nella bottiglia.
- Eseguire il buffer attraverso il sistema, avendo cura di eliminare eventuali bolle dall'interno del tubo.
- Accendere gas (95% O 2/5% CO 2) almeno 30 minuti prima cuore è da collocare sul sistema. Utilizzare una sonda flusso di gas e analizzatore di gas del sangue per verificare la saturazione di ossigeno.
- Preparare scorte chirurgiche e pallone.
- Per la raccolta di cuore, preparare un paio di forbici chirurgiche 6,75 ", un paio di forbici 4.5", due paia di hemostats, due set di pinze CaraMalto, due siringhe con 27 aghi G, 2 pezzi di 0-misuratore sutura di seta (su 15 cm di lunghezza), una cannula spinato 1/16 di pollice, e una cannula tracheale.
- Per assemblare cannula tracheale, incollare un breve pezzo di tubo del diametro di plastica 1/16 di pollice a un connettore a Y.
- Per assemblare apparato palloncino: inserire un ago sonda gastrica per un pezzo di tubo 1/16 di pollice, quindi collegare il tubo di alloggiamento trasduttore di pressione. Una piccola siringa collegata all'altro lato della tr pressioneansducer alloggiamento consentirà l'inflazione e la deflazione del palloncino.
- Tagliare un quadrato di plastica dell'involucro e luogo punta di un ago sonda gastrica al centro. Avvolgere l'involucro di plastica intorno all'ago sonda gastrica.
- Riempire palloncino con soluzione salina e legare con due punti di sutura. Gonfiare palloncino per assicurarsi che non ci siano perdite. Il volume di soluzione salina all'interno del palloncino gonfiato dovrebbe essere circa 200 ml, ma può variare a seconda delle dimensioni del ratto.
- In alternativa, utilizzare un lettino dito lattice al posto della pellicola trasparente. Posizionare gavage ago all'interno dito culla, riempire con soluzione salina e legare.
2. Raccolta cuore
- Trattenere un ratto Sprague Dawley utilizzando un decapicone o altro sistema di vincolo manuale. Pesare topo.
- Somministrare ketamina / miscela xylazina (0,85 mg / kg di ketamina e 0,15 mg / kg xilazina) tramite iniezione intraperitoneale per anestetizzare ratto. Questa dose di anestetico fornirà anestesia sufficienti per20-40 min, ma la procedura dovrebbe essere completata il più rapidamente possibile dopo anestesia è confermato.
- Verificare il corretto livello di anestesia da test punta pizzico reflex.
- Tracheotomia
- Rimuovere pelle da metà zampa a base di mascella, utilizzando hemostats per elevare Pelt e forbici per fare incisione. Mantenere la trippa elevata per separarlo dal muscolo sottostante, permettendo di tagliare lungo la trippa e rimuoverlo.
- Utilizzando hemostats, sollevare il tessuto ghiandolare e fare una incisione orizzontale a fascia inferiore al tessuto ghiandolare. Utilizzare hemostats per diffondere incisione aperta, facendo attenzione a non intaccare le vene giugulari.
- Utilizzando hemostats, pizzico muscolo sovrastanti la trachea, e con le forbici fare una incisione trasversale nel muscolo appena sotto la punta delle hemostats. Utilizzando hemostats, si sviluppa il tessuto oltre a rivelare trachea.
- Inserire con cautela hemostats sotto la trachea, la compensazione fascia mentre procedendo delicatamente avanzamento e riavvolgimento emostatici.
- Una volta hemostats sono collocati con successo dietro la trachea, un pizzico 0-0 sutura di seta con hemostats e hemisect la trachea con un piccolo paio di forbici affilate.
- Inserire cannula tracheale nella trachea hemisected, tirare di sutura dietro la trachea, e legare la sutura intorno alla trachea cannulato, ancorando la sutura alla Y-inguine della cannula con un nodo chirurghi.
- Utilizzando un ago 27 G, iniettare 1.000 U / kg di eparina nella vena giugulare e consentire a circolare per 30 sec.
- Toracotomia
- Rimuovere pelle da metà addome per regione medio-zampe anteriori da pizzicare con hemostats e il taglio con le forbici.
- Fare un ¾ di pollice trasversale un'incisione nella parete muscolare addominale, appena sotto il diaframma.
- Effettuare una incisione verticale sul muro della parete toracica e addominale, taglio lungo lo sterno.
- Tagliare il diaframma posteriore bilateralmente, poi diffuso gabbia toracica per rivelare il cuore, morsetto gabbia toracica con hemostats per assicurare rimane diffusione. Utilizzando hemostats, rimuovere delicatamente il timo, esponendo l'aorta ascendente.
- Tease hemostats attraverso cappio aortica, avanzamento e riavvolgimento hemostats e delicatamente diffusione fascia per consentire punta di hemostats attraverso.
- Utilizzare hemostats per tirare 0-0 sutura di seta dietro dell'aorta ascendente, cravatta di sutura in una mezza piazza nodo allentato.
- Girare rubinetto per avviare il flusso di tampone di perfusione, hemisect aorta e inserire la cannula nel lume aortico immediatamente. Rapidamente cinch un nodo mezzo quadrato e completare il nodo, stringendo a fondo.
- Usare le forbici per sezionare cuore lontano dai grandi vasi, togliere il cuore dal petto e allegare alla colonna di perfusione.
- Troncare tessuto polmonare in eccesso e permette cuore equilibrare su colonna per circa 15 minuti prima dell'inserimento del palloncino. Utilizzare una portata normale di tampone attraverso il cuore di 10-20 ml / min.
3. Langendorff perfusione e ischemia riperfusione
- Posizionamento di LV pressure balloon
- Sgonfiare pallone durante il rotolamento a forma di cono e girare rubinetto per assicurare pallone rimane sgonfio.
- Excise lasciato atrio con un piccolo paio di forbici per esporre l'accesso alla valvola mitrale.
- Inserire palloncino attraverso atrio sinistro e la valvola mitrale in ventricolo sinistro.
- Avviare il software di controllo della pressione (LabChart Pro).
- Gonfiare pallone aprendo rubinetto e delicatamente crescente quantità di soluzione salina in mongolfiera fino diastolica lettura da micromanometro supera zero.
- Per controllare la risposta lunghezza-tensione, gonfiare palloncino lentamente ad una pressione diastolica di 75 mmHg, sgonfiare lentamente, ripetere una volta.
- Impostare la pressione diastolica di 10 mmHg modulando la quantità di soluzione salina nel pallone. Girare rubinetto per sigillare palloncino a questo livello di inflazione, e di mantenere il sistema di pressione chiuso tra LV palloncino e trasduttore di pressione.
- Lower cuore in riscaldato da camera e coperchio della camera con la plastica.
- Annuncioministero della Ischemia riperfusione
- Inserire il fondo della camera riscaldata e lasciare da camera di riempire con tampone Effused.
- Quando il buffer è sommerso cuore, girare rubinetto per arrestare il flusso di tampone nel cuore, inducendo ischemia globale. Ischemia tempo può variare a seconda degli obiettivi dell'esperimento.
- Dopo 30 min di ischemia, girate rubinetto per ripristinare il flusso di tampone in cuore, iniziando riperfusione.
- Consentire riperfusione del cuore per 1 ora prima di terminare l'esperimento. Utilizzare tempi riperfusione variabili, a seconda degli obiettivi dell'esperimento.
- Cessazione Esperimento e raccolta di tessuto
- Utilizzando babordo di rubinetto, somministrare 10 ml di tampone fosfato salino a 4 ° C nel cuore ad una velocità di 10 ml / min per arrestare cuore.
- Rimuovere cuore dalla colonna perfusione, tagliare via rimanente tessuto atriale.
- Mettere il cuore in acciaio inox per affettare matrice di tessuto, coprire con Parafilm, e posto a -80 ° C per 8 minuti, o fino a quando il cuore ha una consistenza marshmallow-like.
- Rimuovere blocco dal congelatore e inserire lamette in affettare matrice per tagliare cuore in 2 fette mm. Blocchi tessuto possono essere acquistati anche con i formati fetta altri di 2 mm.
- Rimuovere fette uno alla volta e rilasciare in azoto liquido a lampeggiare congelare per studi biochimici. Conservare la fetta terzo ventricolo dall'apice per infarto colorazione.
- Rimuovere il tessuto da azoto liquido e conservare a -80 ° C fino al momento dell'uso in esperimenti biochimici.
- Infarto colorazione
- Incubare la terza porzione ventricolare in 10 ml di 1% w / v di cloruro trifeniltetrazolio (TTC) a 37 ° C per 15 min.
Nota: L'incubazione in TTC può essere eseguita per 15 o 30 minuti con nessun cambiamento nell'efficacia 15. - Trasferire fetta tessuto dalla TTC al 10% formalina tamponata e lasciar incubare a temperatura ambiente per una notte. Per ottenere risultati ottimali, sentirets devono essere tolti di formalina e ripreso entro 24 ore 4.
- Fotografia macchiato fetta e l'utilizzo di software come ImageJ per stimare le dimensioni dell'infarto secondo il protocollo del produttore. Fotografare il più presto possibile dopo la fissazione, il colorante sbiadiscono nel tempo.
- Incubare la terza porzione ventricolare in 10 ml di 1% w / v di cloruro trifeniltetrazolio (TTC) a 37 ° C per 15 min.
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Representative Results
L'apparato ventricolo sinistro balloon permette il monitoraggio in tempo reale della pressione sviluppata dalle amministrazioni ventricolo sinistro (figura 1). Come descritto in precedenza 7, questa traccia di pressione può essere utilizzata per calcolare molti dei parametri della funzione ventricolare. Questi calcoli possono essere effettuati in fase iniziale nonché la fase di riperfusione, mediati su tracce multiple all'interno di ciascun gruppo, e confrontati per determinare se l'intervento farmacologico provocato precondizionamento cardiaco, come abbiamo fatto in precedenza 9. Una tale parametro è la pressione sviluppata, calcolata come differenza tra la pressione sistolica e la pressione telediastolica. La pressione sviluppata in normali cuori di ratto perfusi può variare da 70 a 130 mmHg (Figura 1A). Dopo un insulto ischemico, la pressione sviluppata viene ridotta e le eleva pressione diastolica estremità (Figura 1B). Quando i topi sonosomministrato un agente precondizionamento noto come la classe I e IIb HDAC inibitore SAHA (vorinostat) 18 prima ablazione del cuore, la riduzione della pressione sviluppata e l'elevazione della fine della pressione diastolica associata con ischemia riperfusione sono attenuate (Figura 1C). Altre misure della funzione ventricolare sinistra, come ad esempio il tasso di generazione di pressione (dP / dt max), il tasso di relax pressione (-dP / dt max), e il prodotto di pressione tasso (RPP) sono disponibili o calcolate dal direttamente uscita software (Figura 2). La fase ischemica può essere monitorato in tempo reale, con l'apparente cessazione di generazione di pressione in pochi minuti di insorgenza di ischemia. Contrazione ischemica può essere monitorato misurando il tempo di comparsa di contrazione e il tempo al picco di contrazione.
Trifeniltetrazolio cloruro (TTC) è comunemente usato per distinguere tra un metabolicamentective e tessuti inattive, e viene qui utilizzato per infarto colorazione. Una volta assorbito nel tessuto TTC è diminuito di enzimi metabolici, ruotando il rosso tessuto attivo. Tessuto Inattivo non riduce TTC, e come tale si macchia bianca 8. Langendorff perfusi cuori di ratto, che non sono stati sottoposti al danno ischemico non presentano aree bianche (non mostrate), mentre i cuori sottoposti a ischemia riperfusione mostrano aree sostanziali tinto bianco, indicando tessuto infartuato (Figura 3).
Figura 1: tracce di pressione rappresentativi dal ventricolo sinistro palloncino pressione registrata dal pallone LV sulla contrazione ventricolare.. Hearts non sottoposti a ischemia (A) sperimentano una perdita minore di capacità contrattile nel corso del tempo. Hearts sottoposti a ischemia (B) mostrano immedperdita iate di generazione di pressione, seguito da contrazione tonica. Su riperfusione, questi cuori sperimentano elevata EDP e diminuiti sviluppati pressione. Cuori precondizionati con SAHA e sottoposti a ischemia (C) mostrano un'attenuazione del danno da ischemia riperfusione. N = 1 per gruppo.
Figura 2: Calcolato parametri della funzione ventricolare valutari generazione di pressione (A), il tasso di relax pressione (B), la pressione sviluppata (C), e pressione prodotto tasso (D) sono alcuni parametri della funzione ventricolare che possono essere calcolati dal. software di monitoraggio della pressione.
Figura 3: colorazione TTC per zona infartuata.
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Discussion
Isolato Il cuore perfuso di ratto può essere utilizzato con successo per studiare l'effetto di un intervento farmacologico in precondizionamento cardiaco in ischemia riperfusione 9. Tuttavia, ci sono alcuni passaggi essenziali alla procedura che deve essere standardizzato per garantire risultati riproducibili. Il mantenimento di una temperatura di 37,4 ° C all'interno del sistema è critico, in quanto anche lieve ipotermia e ipertermia può causare precondizionamento cardiaco 10,11. Il tempo complessivo che intercorre tra l'iniezione di anestetico alla escissione del cuore deve essere mantenuto al minimo, come l'esposizione prolungata a ketamina può interferire con il precondizionamento cardiaco 12. Cannulazione tempestivo dell'aorta in situ è essenziale per prevenire lo sviluppo di ipossia all'interno del cuore o il dissanguamento dell'animale prima escissione cardiaca. In generale, il tempo dalla prima incisione per la rimozione del cuore non dovrebbe superare 6-8 min essere. I ba ventricolare sinistralloon deve essere verificata la tenuta prima di ogni esperimento, e se necessario sostituirlo. Il sistema deve essere meticolosamente mantenuto, compreso il lavaggio l'intero apparato con acqua distillata dopo ogni corsa e sostituendo tubing logoro se necessario per impedire la perdita o la contaminazione dell'interno del tubo.
Il cuore isolato può essere modificato per qualsiasi numero di nuovi usi, compreso imaging di fluorescenza 13, spettroscopia NMR 7, e la mappatura ottico 14 tra molti altri. Il sistema può anche essere modificato per perfusione cuori di diversi animali, tra cui topi. Questa modifica è particolarmente utile in quanto consente di esperimenti utilizzando topi transgenici. Per modificare il sistema di cuori del mouse, più piccolo cannule e una colonna di perfusione più piccolo deve essere utilizzato, oltre ad altre modifiche. Descrizioni dettagliate di come utilizzare il metodo Langendorff per i cuori del mouse sono stati pubblicati altrove 16,17. Altre modifiche diquesto protocollo comprendono la somministrazione di vari farmaci in diversi momenti. Quando indagare la capacità di una sostanza provochi precondizionamento farmacologico o post-condizionamento, è essenziale somministrare il farmaco in momenti diversi in relazione al danno da ischemia riperfusione. Il farmaco può essere somministrato all'animale prima che il cuore è asportato, o miscelato nel buffer sia prima che il cuore è posto sulla colonna o durante la fase ischemica in modo che il farmaco è presente su di riperfusione. In alternativa, un lato-porta può essere utilizzata per somministrare un bolo di farmaco in nessun momento durante il protocollo. Inoltre, il protocollo può essere modificato per cambiare la durata di ischemia, riperfusione, o entrambi. Questo permette l'analisi dei dati funzionali e biochimiche in più punti di tempo e può essere utilizzato per monitorare l'andamento temporale della effetto acuto di un farmaco. Se il periodo di riperfusione è alterato, è importante notare che almeno 60 minuti di riperfusione sono necessario per TTC colorazione a delineare efficacemente nell'area infartuale 15.
La limitazione principale del modello cuore isolato in termini di danno da ischemia riperfusione è che non tiene conto di molti dei fattori sistemici che sono presenti in un quadro di ischemia riperfusione in vivo. Questa eliminazione di influenza sistemica deve essere contabilizzato nell'analisi dei dati generati utilizzando il modello Langendorff, ma non esclude la capacità del modello di rispondere alle nuove domande circa la risposta dei miociti, fibroblasti e cellule endoteliali di ischemia e successiva riperfusione. Il modello di cuore isolato permette la manipolazione completa di molte delle variabili che influenzano ischemia riperfusione oltre a analisi in tempo reale degli effetti funzionali sul cuore su intervalli di tempo brevi. I dati generati utilizzando il sistema cuore isolato è prezioso per comprendere il precondizionamento farmacologico o post-condizionamento delcuore in risposta a vari interventi farmaceutiche.
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Acknowledgments
Questa pubblicazione è stata sostenuta dalla Carolina del Sud Clinical & Translational Research (SCTR) Institute, con una casa accademico presso la Medical University of South Carolina, NIH / NCATS Concessione Numero UL1 TR000062. Ulteriore supporto è stato fornito da premio di merito VA BX002327-01 a DRM. DJH è stato sostenuto da NIH / NCATS Concessione Numero TL1 TR000061 e dal NIH di Grant Numero T32 GM008716. SEA è stato sostenuto da NIH di Grant Numero T32 HL07260.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sodium Chloride | Sigma Aldrich | S3014 | |
| Potassium Chloride | Sigma Aldrich | P9541 | |
| Magnesium Sulfate | Sigma Aldrich | 203726 | |
| Potassium Phosphate Dibasic | Sigma Aldrich | RES20765-A7 | |
| Calcium Chloride Dihydrate | Sigma Aldrich | C8106 | |
| Sodium Bicarbonate | Sigma Aldrich | S5761 | |
| D-Glucose | Sigma Aldrich | G8270 | |
| Octanoic Acid | Sigma Aldrich | C2875 | |
| 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride | Sigma Aldrich | T8877 | |
| Medical Pressure Transducer | MEMSCAP | SP844 | |
| Masterflex Peristaltic Pump | Cole Parmer | EW-07521-40 | |
| Masterflex Easy Load Pump Head | Cole Parmer | EW-07518-10 | |
| Heated circulating water bath | Lauda | M3 | |
| Tubing Flow Module | Transonic | TS410 | |
| Modular Research Console | Transonic | T402 | |
| Inline flow sensor | Transonic | ME2PXN | |
| PowerLab Data Acquisition Device | AD Instruments | PL3508 | |
| LabChart data acquisition software | AD Instruments | MLU60/8 |
References
- Bainey, K. R., Armstrong, P. W. Clinical perspectives on reperfusion injury in acute myocardial infarction. American Heart Journal. 167 (5), 637-645 (2014).
- Beyersdorf, F. The use of controlled reperfusion strategies in cardiac surgery to minimize ischaemia/reperfusion damage. Cardiovascular Research. 83 (2), 262-268 (2009).
- Langendorff, O.
- Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. Retrograde heart perfusion: The langendorff technique of isolated heart perfusion. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50 (6), 940-950 (2011).
- Tyers, G. F., Todd, G. J., Neely, J. R., Waldhausen, J. A. The mechanism of myocardial protection from ischemic arrest by intracoronary tetrodotoxin administration. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 69 (2), 190-195 (1975).
- Murry, C. E., Jennings, R. B., Reimer, K. A. Preconditioning with ischemia: A delay of lethal cell injury in ischemic myocardium. Circulation. 74 (5), 1124-1136 (1986).
- Kolwicz, S. C., Tian, R. Assessment of cardiac function and energetics in isolated mouse hearts using 31P NMR spectroscopy. The Journal of Visualized Experiments. (42), (2010).
- Fishbein, M. C., et al. Early phase acute myocardial infarct size quantification: Validation of the triphenyl tetrazolium chloride tissue enzyme staining technique. American Heart Journal. 101 (5), 593-600 (1981).
- Aune, S. E., Herr, D. J., Mani, S. K., Menick, D. R. Selective inhibition of class I but not class IIb histone deacetylases exerts cardiac protection from ischemia reperfusion. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 72, 138-145 (2014).
- Yellon, D. M., et al. The protective role of heat stress in the ischaemic and reperfused rabbit myocardium. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 24 (8), 895-907 (1992).
- Khaliulin, I., et al. Temperature preconditioning of isolated rat hearts--a potent cardioprotective mechanism involving a reduction in oxidative stress and inhibition of the mitochondrial permeability transition pore. The Journal of Physiology. 581 (Pt 3), 1147-1161 (2007).
- Molojavyi, A., et al. Effects of ketamine and its isomers on ischemic preconditioning in the isolated rat heart). Anesthesiology. 94 (4), 623-629 (2001).
- Asfour, H., et al. NADH fluorescence imaging of isolated biventricular working rabbit hearts. The Journal of Visualized Experiments. (65), (2012).
- Sill, B., Hammer, P. E., Cowan, D. B. Optical mapping of langendorff-perfused rat hearts. The Journal of Visualized Experiments. (30), (2009).
- Ferrera, R., Benhabbouche, S., Bopassa, J. C., Li, B., Ovize, M. One hour reperfusion is enough to assess function and infarct size with TTC staining in langendorff rat model. Cardiovascular Drugs and Therapy. 23 (4), 327-331 (2009).
- Sutherland, F. J., Shattock, M. J., Baker, K. E., Hearse, D. J. Mouse isolated perfused heart: Characteristics and cautions. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 30 (11), 867-878 (2003).
- Reichelt, M. E., Willems, L., Hack BA,, Peart, J. N., Headrick, J. P. Cardiac and coronary function in the langendorff-perfused mouse heart model. Experimental Physiology. 94 (1), 54-70 (2009).
- Xie, M., et al. Histone deacetylase inhibition blunts ischemia/reperfusion injury by inducing cardiomyocyte autophagy. Circulation. 129 (10), 1139-1151 (2014).
