Summary
Hier presenteren we een nieuwe methode voor het nauwkeurig meten van de lichaam temperatuurverschillen in passieve systemische anafylaxie (PSA) en voedsel allergie Muismodellen met behulp van een infrarood thermometer. Deze procedure is nauwkeurig gedupliceerd in de resultaten van de vorige PSA.
Abstract
Muis lichaamstemperatuurmeting is van het allergrootste belang voor het onderzoeken van allergieën en anafylactische symptomen. Rectaal probes voor temperatuur lezingen is gemeenschappelijk en ze zijn bewezen om te worden accuraat en van onschatbare waarde in dit opzicht. Echter, deze methode van temperatuurmeting moet de muizen te worden verdoofd om het invoegen van de sonde zonder letsel aan het dier. Dit beperkt de mogelijkheid om te observeren gelijktijdig andere fenotypes van de muis. Om te onderzoeken andere fenotypen tijdens het meten van temperaturen, rectale sondes zijn niet ideaal, en een andere methode is gewenst. Hier introduceren we een noninvasive methode van temperatuurmeting die de eis voor muis anesthesie met behoud van gelijke betrouwbaarheid rectale sondes in het meten van de lichaamstemperatuur foregoes. We gebruiken een infrarood thermometer die lichaam oppervlaktetemperaturen op varieert tussen 2 en 150 mm detecteert. Deze methode van lichaamstemperatuurmeting is succesvol bij het repliceren van betrouwbaar temperatuur verandering trends tijdens passieve systeem anafylaxie experimenten in muizen. We laten zien dat de oppervlaktetemperaturen lichaam ongeveer 2,0 ° C lager dan rectale sonde metingen, maar de mate van temperatuurdaling dezelfde trend volgt. Bovendien gebruiken we dezelfde techniek om muizen in een voedsel allergie model te evalueren van temperatuur en activiteit niveaus gelijktijdig observeren.
Introduction
Meting van de lichaamstemperatuur is een essentieel onderdeel van de monitoring van de effecten van anafylactische symptomen in dierlijke modellen1,2. Temperatuurverschillen zijn traditioneel gemeten door rectale sonde thermometer in muizen3,4. Met deze metingen, hebben onderzoekers op betrouwbare wijze geportretteerd verschillen in temperatuur tussen variabelen; echter, deze methode is een tijdrovende procedure en nood aan muizen, die de kerntemperatuur van het lichaam verhogen kunnen veroorzaakt. Rectale sonderen, kan dit ook leiden tot de mucosal scheuren en infectie3. Bovendien moeten de muizen te humaan voegen de rectale sonde voor het meten van de temperatuur3worden verdoofd. Dit is een langzaam proces en het verbiedt het meten van de opeenvolgende temperaturen binnen een korte periode van tijd. Bovendien, muizen activiteit fenotypen niet worden waargenomen gedurende deze tijd totdat de verdoving volledig versleten is uit, dat een tijdrovend proces is. Meer recentelijk hebben andere betrouwbare methoden voor het meten van de lichaamstemperatuur gebruikt subcutaan geïmplanteerde passieve infrarood transponder tags of radiozenders die een temperatuur sensor3,5,6 bevatten. Hoewel ze wordt geaccepteerd als de ideale praktijk door sommige onderzoekers, zijn deze methoden niet veel gebruikt vanwege de hoge aanloopkosten en nood aan muizen, als gevolg van de chirurgische inplanting van een temperatuursensor onder de huid of een ander deel van het lichaam.
Om aan te tonen dat een temperatuurverschil een nauwkeurige weerspiegeling van symptomen bij een ziekte model1,2 is, moeten muizen wakker tijdens de temperatuurmeting en kunnen terug te keren naar hun normale fenotypische activiteit onmiddellijk vóór en na de meting. Te dien einde, we geprobeerd een methode waarmee dit kan worden bereikt.
Ons doel was om nauwkeurig en goedkoop meet muis lichaamstemperatuur, zonder de noodzaak voor anesthesie en zonder beperkingen op de activiteiten, om de waarneming van gedrags fenotypen tijdens en na de tijd van de temperatuurmeting. Om dit te bereiken, werd het duidelijk dat een minder invasieve techniek dan de standaard rectale temperatuur sondes nodig was. Infrarood thermometers zijn gebruikt voor decennia in de klinische geneeskunde, vooral in de kindergeneeskunde, verkrijgen van nauwkeurige temperatuur lezingen. Het is een alternatieve methode die heeft toegestaan clinici voor snel en nauwkeurig temperatuurmetingen in zuigelingen en pietluttig kinderen die actief mobiel zijn geweest. We deze zelfde techniek in muizen geïmplementeerd en hebben een succesvolle methode ontwikkeld om het verkrijgen van temperaturen zonder verdoving. Nog belangrijker is, laten we zien dat deze methode geschikt is voor het repliceren van de resultaten van de gevestigde passieve systemische anafylaxie aangaande de temperatuurveranderingen, terwijl ook het kunnen waarnemen van de activiteit van de muis in de meting. Bovendien gebruiken we dezelfde methode om te evalueren van lichaam temperaturen van voedsel-allergische muizen, terwijl het tegelijkertijd het onderzoeken van andere symptomen, om aan te tonen dat de lichaamstemperatuur inderdaad een accurate weerspiegeling zijn van het activiteitenniveau en algehele fenotype van is de muis.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dierproeven werden goedgekeurd door het Animal Care gebruik Comité en van het La Jolla Instituut voor allergie en immunologie.
1. muis lichaamstemperatuurmeting tijdens afstomping
- Hiermee plaatst u de muisaanwijzer in een verdoving inductie vak. Anesthetize met behulp van 1 L/min stroom van zuurstof met 5% Isofluraan.
Opmerking: Afstomping wordt bevestigd wanneer de muis niet langer van de vrijwillige beweging en immobiel is geweest voor meer dan 30 s. anderzijds monitor respiratoire tarief, en zodra muizen zijn ademhaling in 1 adem per elke 2 s of langer, afstomping wordt bevestigd. - Houd de muis door de achterkant van de nek met een wijsvinger en duim en houd de staart met een vinger pinky om bloot van de onderbuik.
- Plaats de sensor van de infrarood thermometer onder de onderbuik terwijl de muis met zijn lichaam parallel aan de grond.
Opmerking: Het buitenste platte oppervlak van de thermometer (niet het oppervlak van de sensor) ongeveer 2-5 mm moeten uit de buurt van het oppervlak van de buik. Deze repliceren resultaten van temperaturen gemeten terwijl muizen zijn niet verdoofd (beschreven in sectie 2). Het is belangrijk om te bepalen van de doelsite van de buik. Streven tussen twee bovenste tepels zorgt voor consistente resultaten. - Houd de trigger om de temperatuur te meten. Zorgen voor het stabiel houden van de muis en de thermometer.
2. muis lichaamstemperatuurmeting zonder verdoving
- De muis halen door het midden van de staart.
-
Bloot de buik van de muis.
- Laat de muis vast te houden aan een straight-edge-oppervlak, zoals de lip van een open kooi of kooi-top met haar forepaws.
Opmerking: Dit maakt het mogelijk de muis te rekken van haar bovenlichaam en bloot van de buik. - Anderzijds laat de muis vast te houden aan de rechte-bovenrand van de thermometer en maken van de muis op het buitenste platte oppervlak van de thermometer met haar buik zitten enkel over de infrarood sensor.
Opmerking: Elk gewenst moment die de achterste poten op het oppervlak van de thermometer rusten, zorgen ervoor dat de voeten zijn niet het belemmeren van de sensor van de abdominale oppervlak. Thermometers met obstructie van de mond zal meten een temperatuur lager dan dat van de buik.
- Laat de muis vast te houden aan een straight-edge-oppervlak, zoals de lip van een open kooi of kooi-top met haar forepaws.
- Houd de trigger om de temperatuur te meten.
Opmerking: Muizen de neiging te bewegen; verzorgen in het consequent meten van dezelfde locatie van het lichaam door middel van temperatuurmetingen wanneer muizen relatief minder mobiel zijn.
3. passief systemische anafylaxie7
-
Dag 0: Sensibiliseren met immunoglobuline (IgE).
- Bereiden 200 µL (per muis) van anti-dinitrophenyl (DNP) IgE bij een concentratie van 100 µg/mL in PBS.
- Intraperitoneally injecteren 200 µL van anti-dinitrophenyl (DNP) IgE bereid in stap 3.1.1 of PBS alleen (dit is een alleen-PBS is de negatieve controle). Gebruik een 26 G naald voor injectie. Het uitvoeren van de injecties alleen zijdelings aan de middellijn, ongeveer tussen de twee meest inferieur tepels.
-
Dag 1: Induceren anafylaxie met DNP-HSA.
- Bereiden van 100 µL (per muis) van DNP-HSA bij een concentratie van 10 mg/mL in 0.9% NaCl.
- Anesthetize de muizen zoals beschreven in stap 1.1.
- Meet de lichaamstemperatuur met behulp van de techniek beschreven in stap 1.
- Intraveneus injecteren 100 µL van DNP-HSA bereid in stap 3.2.1. Gebruik een naald 30 G voor injectie. De injecties op de veneuze sinus retroorbital uitvoeren. Plaats de naald op de mediale zijde van het oog in een ondiepe hoek, pogend achter het oog.
- Na injectie, plaats u de muizen in afzonderlijke kooien. Ervoor zorgen dat de muizen van anesthesie herstellen. Vaststellen dat zij ontwaken en vrijwillig mobiel geworden.
- Lichaam temperaturen met behulp van de infrarood thermometer meet en observeren van hun activiteit elke 10 min. voor 70 min.
4. muismodel van voedsel allergie8,9
Opmerking: Het schema wordt weergegeven in Figuur 2.
-
Dag 0: Sensibiliseren de muizen met eicellen/aluin.
- 100 µL (per muis) van eicellen (0,5 mg/mL) en aluin (10 mg/mL) in PBS samen voor te bereiden. Vortex op de lage instelling voor 30 min.
- Anesthetize de muizen zoals beschreven in stap 1.1.
- Met behulp van een naald 26 G, intraperitoneally Injecteer elke muis met 100 µL van het mengsel van de eicellen/aluin bereid in stap 4.1.1.
Opmerking: Vortex de eicellen/aluin mengsel opnieuw, kort vóór elke injectie, best zorgen voor een gehomogeniseerde mengsel. Zie stap 3.1.3 voor details op de injectieplaats. - Na injectie, muizen terug in hun oorspronkelijke kooien te plaatsen. Ervoor zorgen dat de muizen van anesthesie herstellen. Vaststellen dat zij ontwaken en vrijwillig mobiel geworden.
-
Dag 14: Voer een tweede overgevoeligheid met eicellen/aluin.
- Herhaal stap 4.1.1, 4.1.2 en 4.1.3.
-
Dagen 28-46: uitdaging van de muizen met eicellen om de andere dag.
- Bereiden 100 µL (per muis) van eicellen bij een concentratie van 250 mg/mL in PBS.
Opmerking: Het mengsel moet worden gemaakt door zachtjes heen en weer schommelen met de hand in plaats van met een vortex om te minimaliseren van de luchtbel vorming.- Als voedsel allergie remmers, bereiden de remmers9. Bereiden 100 µL (per muis) remmer bij een concentratie van 1 mg/mL in PBS. Hierdoor een levering van 100 µg remmer voor elke muis.
Opmerking: Niet meer dan 100 µL van de Inhibitor van de omwenteling per muis, zoals de muizen zijn alleen in staat om 200 µL van totale maagsonde volume gedurende de dag een uitdaging. 100 µL die nodig zijn om de uitdaging van de eicellen ook, is 100 µL de maximale aanbevolen volume voor remmer gebruik.
- Als voedsel allergie remmers, bereiden de remmers9. Bereiden 100 µL (per muis) remmer bij een concentratie van 1 mg/mL in PBS. Hierdoor een levering van 100 µg remmer voor elke muis.
- Anesthetize de muizen zoals beschreven in stap 1.1.
- Mondeling maagsonde elke muis met 100 µL van de eicellen oplossing (25 mg van eicellen in 100 µL van PBS gavaged per muis), dat bereid was in stap 4.3.1.
- Als remmers gebruikt, gebruiken dezelfde technieken beschreven in de volgende stappen voor de maagsonde of remmer (PBS-controle) bereid in stap 4.3.1.1 30 minuten voorafgaand aan de uitdaging van de eicellen. Na 30 min, gaan naar de volgende stap.
- Gebruik een maagsonde naald met een spuit van 1 mL. Duren 100 µL van eicellen in de spuit.
- Plaats de naald in de mond; vervolgens wijzen de naald naar de linker- of rechterkant van de keel, schuif voorzichtig de naald door de slokdarm. Breng 100 µL van eicellen.
Opmerking: Om ervoor te zorgen dat de naald niet in de luchtpijp, observeren actieve ademhaling vóór het injecteren van de eicellen. Het inbrengen van de naald zal ook vroeg worden bestreden als het is aangegaan in de luchtpijp in plaats van de slokdarm.
- Plaats de muizen in hun individuele kooien. Gebruik voor gemakkelijk waarnemingen van de kwaliteit van de ontlasting, kooien zonder strooisel.
- Zorgen voor herstel van de verdoving. Let op dat de muizen ontwaken en vrijwillig mobiel geworden.
- Het meten van temperaturen van het lichaam van de muizen op timepoints 10, 20, 40 en 60 min met behulp van de techniek wordt beschreven in sectie 2.
- Bereiden 100 µL (per muis) van eicellen bij een concentratie van 250 mg/mL in PBS.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Passieve systemische anafylaxie: voor iv injectie, 10 weken oude vrouwelijke BALB/c muizen werden verdoofd. Voorafgaand aan de injectie, we hun lichaam temperaturen (Video 1) gemeten zoals beschreven in stap 1. Figuur 1 toont de trend van de temperatuur van beide populaties na iv injectie. De IgE-gesensibiliseerde muis toonde een daling van de maximale temperatuur van 3,0 ° C op 20 min, terwijl de PBS controle muis had een maximale daling van 1,1 ° C bij 20 min7. Bovendien, in dit hele proces, activiteit scores werden geëvalueerd op basis van de mobiliteit van elke muis. Muizen werden voor het eerst waargenomen zonder enige agitatie. Vervolgens werden ze met agitatie waargenomen door de invoering van de beoordelaar hand in de kooi en zacht contact met de muis te maken. Op basis van hun reacties, zijn de muizen geëvalueerd en scoorde op een schaal van 1 tot en met 3. Een score van 1 geeft een muis die onbeweeglijk of minimaal mobiele met en zonder agitatie; een score van 2 geeft een muis die immobiel zonder agitatie en is mobiel met agitatie zonder snelle ontwijkende bewegingen; en een score van 3 geeft een muis die mobiele of onbeweeglijk zonder agitatie, en mobiel met agitatie en maakt snelle ontwijkende bewegingen. Video's 2 en 3 geven voorbeelden van de twee groepen die de toegepaste wegingsmethoden voor temperatuur, alsmede de overeenkomstige activiteit-niveaumetingen illustreren. Gebruik van de infrarood thermometer toegestaan voor temperatuurmetingen zonder verdoving, waardoor op zijn beurt voor gedrags fenotype evaluatie vóór, tijdens en na de temperatuurmeting; daarentegen zou een traditionele rectale sonde anesthesie nodig en daarom beletten een gedrags evaluatie binnen de enkele minuten rond de temperatuurmetingen.
Muismodel van voedsel allergie8: het schema van de muismodel is afgebeeld in Figuur 2. Muizen zijn vrouwelijke BALB/c muizen van leeftijden 8 tot 10 weken oud op het moment van sensibilisatie. Muizen werden waargenomen in 10, 20, 40 en 60 min na elke uitdaging voor lichaamstemperatuur en activiteit. Een representatief resultaat wordt weergegeven in Figuur 3 van de temperatuurverandering uitdaging 7. De muizen toonde een temperatuurdaling van de maximale op 10 min; dus werden de 10 min temperaturen gebruikt te correleren met lichaam temperaturen op het niveau van de systeemactiviteiten 10 min (met het scoren op basis van de criteria die hierboven afgebeeld). Activiteitenscore en temperatuur drop toonde een statistisch significante correlatie (Figuur 4). Zoals vermeld in de sectie passieve systemische anafylaxie, gedrags waarnemingen werden uitgevoerd door het ontbreken van anesthesie en de Infraroodthermometer werd gebruikt. Daarentegen zou rectaal probes gedrags opmerkingen of evaluaties ten tijde van de temperatuurmeting voorkomen. Elk moment die temperatuur en andere activiteiten fenotypen moeten worden geregistreerd, het is essentieel te gebruiken een temperatuur-metende systeem dat geen anesthesie nodig.
Figuur 1 : Passieve systemische anafylaxie in BALB/c muizen. Twee muizen waren ip ingespoten met anti-DNP IgE op dag 0, dan iv geïnjecteerd met normale zout of DNP-HSA op dag 1. Lichaamstemperatuur werd gemeten met behulp van een infrarood thermometer vóór injectie en elke 10 minuten na injectie voor 70 min. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2 : Voedsel allergie muis model schematische. Op dag 0 waren BALB/c muizen gesensibiliseerde ip met eicellen en aluin, en op dag 14 opnieuw. Op dag 28, 30 minuten vóór elke uitdaging, muizen waren mondeling gavaged met PBS-controle of een voedsel allergie inhibitor (HRF-2CArecombinant histamine-releasing factor met haar twee cysteines uitgewisseld met alanines)9. Muizen werden vervolgens uitgedaagd ig met 25 mg van eicellen. Uitdagingen werden uitgevoerd om de andere dag voor 9 uitdagingen. Muizen werden waargenomen voor lichaamstemperatuurmeting en activiteit scoren op 10, 20, 40 en 60 min na de uitdaging. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 3 : Voedsel allergie model in BALB/c muizen. Temperatuur wijzigen nadat de 7e eicellen challenge werd bewaakt door infrarood thermometer. Typische resultaten worden weergegeven van ten minste vier onafhankelijke experimenten (**, p < 0.01 tussen PBS en 2CA behandelingen door de Student t-test; ns: niet significant). Foutbalken = SEM. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 4 : Correlatie tussen activiteit en temperatuur op 10 min in voedsel allergie experimenten. De resultaten weerspiegelen metingen van 4 verschillende sets van experimenten. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Video 1: Body temperatuurmeting terwijl muizen zijn verdoofd. Muizen lichaam temperatuurmetingen kunnen ingenomen worden met of zonder verdoving. Voor consistente metingen is het essentieel te streven altijd de thermometer op dezelfde locatie lichaam. Gelieve Klik hier om deze video te bekijken. (Klik met de rechtermuisknop om te downloaden.)
Video 2: activiteitenniveau op 40 minuten na injectie van DNP-HSA iv. Muizen worden waargenomen zonder agitatie aanvankelijk, vervolgens met agitatie. Op basis van hun reacties, werden de muizen geëvalueerd en scoorde op een schaal van de activiteit van 1 tot en met 3. De muis aan de linkerkant (anti-DNP gesensibiliseerde muis) krijgt een score van 1, terwijl de muis aan de rechterkant (PBS controle muis) een score van 3 krijgt. Gelieve Klik hier om deze video te bekijken. (Klik met de rechtermuisknop om te downloaden.)
Video 3: Body temperatuurmeting bij 40 minuten na injectie van DNP-HSA iv. Deze figuur toont het vermogen van de infrarood thermometer om nauwkeurig en noninvasively meet de lichaamstemperatuur zonder afstomping. Bovendien weerspiegelen de scores van de activiteit gedemonstreerd in Video 2 de mate van temperatuurdaling van de gemeten in deze video. Gelieve Klik hier om deze video te bekijken. (Klik met de rechtermuisknop om te downloaden.)
Video 4: fouten in temperatuurmetingen door hind paw obstructie van de sensor. Deze video toont het verschil in temperaturen met en zonder de voet binnen de omtrek van de sensor. Gelieve Klik hier om deze video te bekijken. (Klik met de rechtermuisknop om te downloaden.)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Het protocol beschreven werd opgericht met het doel van het meten van de lichaamstemperatuur zonder het gebruik van de verdoving. Ondanks het relatieve gemak met welke temperatuur lezingen kunnen worden verkregen, zijn er verschillende waarschuwingen die geschikt voor deze techniek, naast de meer voor de hand liggende effecten zoals de behandeling van stress en andere omgevingstemperaturen.
Eerst, teneinde overeenstemming temperatuur lezingen gedurende het gehele experiment, de locatie waar de temperatuur wordt gemeten moet worden vooraf bepaald met behulp van anatomische monumenten, en onderzoekers moeten kunnen om te repliceren de meting van genoemde instantie locatie. Door het veiligstellen van de muis forepaws op een straight-edge-oppervlak, zoals de lip van een kooi of de rand van de thermometer, wordt de buik gemakkelijk blootgesteld aan de infrarode sensor van de thermometer. In het algemeen, de buik is een grote oppervlakte waarmee enige flexibiliteit voor consistente resultaten. Bovendien, de buik heeft intiemer haar dan het dorsale oppervlak van de muis, en dus zorgt voor een meer nauwkeurige temperatuurmeting van lichaam.
Ten tweede, achterste poten moeten altijd gecontroleerd worden bij het nemen van een temperatuurmeting. Wanneer de thermometer dicht bij de buik is, de muizen hebben de neiging om hun voeten op de thermometer zelf. Wanneer de voeten of tenen binnen de omtrek van de sensor zijn, kan de temperatuurmetingen lager zijn dan die van de buik, zoals gedemonstreerd in Video 4. Het is belangrijk om de muis te bewegen zich aan weerszijden met zijn poten aan weerszijden van de sensor, terwijl de omtrek kosteloos alle lichaamsdelen of objecten naast de abdominale oppervlak.
Ten derde kunnen de buik oppervlakken van muizen niet natte bij het nemen van de metingen. Een natte oppervlak zal veranderen de thermometer de mogelijkheid voor het meten van de temperatuur nauwkeurig; meestal, zal de gemeten temperatuur lager zijn dan de werkelijke waarde. Dit probleem kan worden voorkomen door het houden van de muizen in kooien met frisse beddengoed in de loop van de periode van observationele. Dit zorgt er ook voor dat de droogte van de abdominale oppervlak telkens wanneer die de temperaturen worden gemeten is gestandaardiseerd.
Tot slot, infrarood thermometers hebben een grotere marge van fout dan rectale sondes, zij het enige licht. De foutenmarge voor de metingen met rectaal probes is ± 0,1 ° C, terwijl voor infrarood thermometers, ± 0,2 ° C. Deze marge van fout was minimaal in vergelijking met de totale verschillen in temperatuurdaling tussen populaties in het PSA-experiment. Nog belangrijker, een project waarbij een verschil zo subtiel als ± 0,1 ° C ook in andere marge van fout issues voorzien kunnen, ongeacht of een infrarood thermometer of rectale sonde wordt gebruikt. Tijdens de voorbereiding van dit protocol, had het ook aangetoond dat er een zeer goede correlatie tussen lichaam kern temperaturen gemeten door implanteerbare temperatuur transponders en lichaam oppervlaktetemperaturen gemeten door infrarood thermometers tijdens lipopolysaccharide-geïnduceerde hypothermie6.
De temperatuurdaling van de in het voedsel allergie model gebruikt had niet waargenomen eerder8,10. De standaard voor evaluatie eerder beledigend had om te bepalen van de ernst van de fenotype door diarree scoren; echter, deze methode ontbrak objectiviteit. Met behulp van de infrarood thermometer, toonden we die subtiele temperatuur kon druppels worden opgespoord. Wij konden dan correleren met het niveau van de systeemactiviteiten, zoals de muizen waren niet verdoofd tijdens de procedure. Deze methode zorgt voor een snelle, nauwkeurige, easy-to-use, noninvasive en goedkope manier voor het meten van de lichaamstemperatuur bij muizen terwijl het kunnen andere fenotypen die anders zouden worden gemist als het muizen zijn verdoofd voor rectale sonde metingen constateren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Onderzoek in het lab werd gesteund door de NIH Kawakami verleent: R01 AR064418-01A1, R01 HL124283-01, R21 AI 115534-01, en R41AI124734-01.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Non-contact infrared thermometer | SinoPie | DT-8861 | |
| Anti-dinitrophenyl (DNP) IgE | Sigma Aldrich | D8406-.2MG | |
| PrecisionGlide 30 G needle | BD | 305128 | |
| PrecisionGlide 26 G needle | BD | 305111 | |
| 1 mL syringe | BD | 309659 | |
| Dinitrophenyl - human serum albumin | Biosearch Technologies | D-5059-10 | |
| Ovalbumin from chicken egg white | Sigma Aldrich | A5503-50G | |
| Imject Alum | ThermoFisher Scientific | 77161 | |
| Animal Feeding Needles, disposable | Fisher Scientific | 01-208-87 |
References
- Finkelman, F. D. Anaphylaxis: lessons from mouse models. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 120 (3), Quiz 516-507 506-515 (2007).
- Lee, J. K., Vadas, P. Anaphylaxis: mechanisms and management. Clinical and Experimental Allergy: Journal of the British Society for Allergy and Clinical Immunology. 41 (7), 923-938 (2011).
- Newsom, D. M., Bolgos, G. L., Colby, L., Nemzek, J. A. Comparison of body surface temperature measurement and conventional methods for measuring temperature in the mouse. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 43 (5), 13-18 (2004).
- Wong, J. P., Saravolac, E. G., Clement, J. G., Nagata, L. P. Development of a murine hypothermia model for study of respiratory tract influenza virus infection. Laboratory Animal Science. 47 (2), 143-147 (1997).
- Quimby, J. M., Olea-Popelka, F., Lappin, M. R. Comparison of digital rectal and microchip transponder thermometry in cats. Journal of American Association for Laboratory Animal Science. 48 (4), 402-404 (2009).
- Mei, J., Riedel, N., Grittner, U., Endres, M., Banneke, S., Emmrich, J. V. Body temperature measurement in mice during acute illness: implantable temperature transponder versus surface infrared thermometry. Scientific Reports. 8 (1), 3526 (2018).
- Doyle, E., Trosien, J., Metz, M. Protocols for the induction and evaluation of systemic anaphylaxis in mice. Methods in Molecular Biology. 1032, 133-138 (2013).
- Brandt, E. B., et al. Mast cells are required for experimental oral allergen-induced diarrhea. The Journal of Clinical Investigations. 112 (11), 1666-1677 (2003).
- Ando, T., et al. Histamine-releasing factor enhances food allergy. The Journal of Clinical Investigations. 127 (12), 4541-4553 (2017).
- Brandt, E. B., et al. Targeting IL-4/IL-13 signaling to alleviate oral allergen-induced diarrhea. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 123 (1), 53-58 (2009).
