Summary
Transkranial jævnstrøm stimulation (TDC'er) er en terapeutisk teknik foreslået til behandling af psykiatriske sygdomme. En dyremodel er afgørende for at forstå de specifikke biologiske ændringer fremkaldt af TDC'er. Denne protokol beskriver en TDC'er musemodel, der bruger en kronisk indopereret elektrode.
Abstract
Transkranial jævnstrøm stimulation (TDC'er) er en non-invasiv Neuromodulationsbehandling teknik foreslået som et alternativ eller komplementær behandling af flere neuropsykiatriske sygdomme. De biologiske effekter af TDC'er er ikke fuldt forstået, som skyldes til dels på grund af vanskeligheden ved at opnå menneskelige hjernevæv. Denne protokol beskriver en TDC'er musemodel, der bruger en kronisk indopereret elektrode giver mulighed for undersøgelse af de langvarige biologiske virkninger af TDC'er. I denne eksperimentelle model, TDC'er ændrer den kortikale genekspression og tilbyder en fremtrædende bidrag til forståelsen af begrundelsen for dens terapeutiske anvendelse.
Introduction
Transkranial jævnstrøm Stimulation (TDC'er) er en non-invasiv, billig, terapeutisk teknik, der fokuserer på neuronal modulation ved hjælp af lav intensitet kontinuerlige strømme1. Der er i øjeblikket to opsætninger (anodal og cathodal) for TDC'er. Mens den anodal stimulation udøver en nuværende elektrisk felt for svag til at udløse handling potentialer, har Elektrofysiologi undersøgelser vist, at denne metode giver ændringer i synaptisk plasticitet2. For eksempel, beviser for at TDC'er inducerer langsigtede potensering (LTP) effekter såsom øget peak amplitude af excitatoriske postsynaptiske potentialer3,4 og graduering af kortikal ophidselse5.
Omvendt, cathodal stimulation inducerer hæmning, hvilket resulterer i membranen hyperpolarisering6. En hypotese for denne mekanisme er baseret på de fysiologiske resultater hvor TDC'er er beskrevet til at modulere aktionspotentialet hyppighed og varighed i de neuronale krop3. Især denne effekt ikke direkte fremkalde handling potentialer, selvom det kan flytte depolarisering tærskel og lette eller hæmme neuronal fyring7. Disse modsatrettede effekter har tidligere vist. For eksempel, produceret anodal og cathodal stimulation modsatrettede effekter i konditioneret svar registreret via Elektromyografi aktivitet i kaniner8. Undersøgelser har imidlertid også vist, at langvarig anodal stimulation sessioner kan nedsætte ophidselse, mens stigende cathodal strømninger kan føre til ophidselse, præsenterer selv modsatrettede effekter3.
Både anodal og cathodal stimuli samlede brug af elektrode par. For eksempel i anodal stimulation, den "aktive" eller "anode" er elektrode placeret over regionen hjernen til moduleres boer "henvisning" eller "katode" elektroden er beliggende i en region, hvor effekten af aktuelle antages for at være ubetydelige9. I den cathodal stimulation, er elektrode disposition inverteret. Stimulation intensiteten for effektiv TDC'er afhænger af den aktuelle intensitet og elektrode dimensioner, som påvirker elektriske feltet anderledes10. I mest offentliggjorte undersøgelser, den gennemsnitlige nuværende intensitet er mellem 0,10 til 2.0 mA og 0,1 mA til 0,8 mA for mennesker og mus, henholdsvis6,11. Selvom elektrode størrelse 35 cm2 bruges typisk i mennesker, der er ingen ordentlig forståelse vedrørende elektrode dimensioner for gnavere og en mere grundig undersøgelse er nødvendige6.
TDC'er er blevet foreslået i kliniske studier med forsøg på at tilbyde en alternativ eller komplementær behandling for flere neurologiske og neuropsykiatriske lidelser11 såsom epilepsi12, bipolar lidelse13, slagtilfælde5 , store depression14, Alzheimers sygdom15, multipel sklerose16 og Parkinsons sygdom17. Trods en voksende interesse for TDC'er og dets anvendelse i kliniske forsøg, detaljerede cellulære og molekylære evoked forandringer i hjernevævet, kort og langvarige effekter samt adfærdsmæssige resultater, er endnu for at være mere dybt undersøgt18, 19. da en direkte menneskelig tilgang til grundigt studere TDC'er ikke er levedygtige, brugen af en TDC'er dyremodel kan tilbyde værdifuld indsigt i de cellulære og molekylære begivenheder underliggende de terapeutiske mekanismer af TDC'er på grund af tilgængelighed til den dyrets hjernevæv.
Foreliggende dokumentation er begrænset med hensyn til TDC'er modeller i mus. De fleste af de rapporterede modeller anvendes forskellige implanterer layouts, elektrode dimensioner og materialer. For eksempel, Winkler et al. (2017) implanteret i hovedet elektrode (Ag/AgCl, 4 mm i diameter) fyldt med saltvand og nagelfast sig til kraniet med akryl cement og skruer20. Forskellige fra vores tilgang, deres bryst elektrode blev implanteret (platinum, 20 x 1,5 mm). Nasehi et al. (2017) anvendes en procedure, der er meget lig vores, selvom thorax elektroden blev foretaget fra en saltvand-gennemblødt svamp (kulstof fyldt, 9,5 cm2)21. En anden undersøgelse indopereret to elektroder ind i dyrets hoved, der blev opnået ved hjælp af faste plader og dækker dyrets hoved med en hydrogel dirigent22. Her, beskriver vi en TDC'er musemodel, der bruger en kronisk indopereret elektrode gennem simple kirurgiske procedurer og TDC'er setup (figur 1).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Individuelt opstaldede mandlige voksne (8-12 uger) C57BL/6 mus blev brugt i dette eksperiment. Dyr fik ordentlig pleje før, under og efter eksperimentelle procedurer med mad og vand ad libitum. Alle procedurer blev godkendt af Regionsudvalget Dyreetik fra Federal University i Minas Gerais (protokol nummer 59/2014).
1. elektrode placering
-
Beroligende og fikserer dyr på den stereotaxisk apparatur
- Sterilisere alle de nødvendige kirurgiske instrumenter.
Bemærk. Kirurgiske instrumenter blev steriliseret i 3 minutter på 440 ° C. Bomuld svaberprøver var autoklaveres på 20 psi (pounds per kvadrattomme) ved 121 ° C i 20 min. - Justere den termiske platform controller til 37 ° C.
- Vejer dyret og beregne den passende dosis for anæstesi induktion. Brug en blanding af ketamin og xylazin i en dosis på 100 mg/kg ketamin og 8 mg/kg xylazin, givet intraperitoneal (nål størrelse, 31 G). Dyret skal falde i søvn indenfor 2-3 min.
- Brug en elektrisk barbermaskine eller skraber til at barbere ned operationsstedet.
- Sted dyr på den stereotaxisk apparatur over den pre varmede varmepladen.
- Hold dyrets hoved og indsætte spids øre barer i hver af dyrets ører hen til lave sig af stereotaxisk platformen.
- Kontroller, der er ingen lateral hoved skiftende og lille lodret bevægelse efter ved at langsomt flytte dyrets hoved positionering.
- Blidt skub anæstesi maske over musens næse og ordne det på plads ved at stramme skruen.
- Sæt isofluran til 1% med 1,0 L/min. O2.
- Anvende øjet salve til dyrets øjne at forhindre hornhinde tørring under operationen.
- Sterilisere alle de nødvendige kirurgiske instrumenter.
-
Vedlægge implantatet til dyrets hoved
- Bruge bomuld svaberprøver til at forberede operationsstedet med tre skiftevis scrubs af povidon-jod (eller 2% chlorhexidin) og 70% ethanol.
- Brug et par pincet til at kontrollere anæstesi dybde af let klemme dyrets tæer og kontrollere tabet af dyrets pedal tilbagetrækning (tå knivspids) refleks.
- Gøre et snit omkring 3 mm posteriort for dyrets øre linje og stoppe på linjen med øjet. Webstedet snit skal have ca. 1 cm i længden at være stor nok til at modtage implantatet.
- Forsigtigt skrabe af kraniet med en knogle skraber til at forbedre lim og cement overholdelse. Gøre dette lys hånd med henblik på at skabe mikro ridser.
- Omhyggeligt position kirurgisk kroge til løs huden til at opretholde en åben kirurgiske felt og fri for forhindringer såsom hud og pels.
- Brug en steril vatpind til at tørre dyrets hovedbunden.
- Brug et dissekere mikroskop til at visualisere toppen af dyrets kranium.
- Vedhæfte en nål til indehaveren af stereotaxisk og lokalisere bregma. Placer nålen direkte over dyrets hoved lidt rørende bregma.
- Nul ud alle koordinater på digital tracer og derefter hæve nålen.
- Fix TDC'er implantatet på indehaveren af stereotaxisk. Placere implantatet over dyrets hoved og sænk det langsomt ind på region af interesse ved hjælp af de korrekte stereotaxisk koordinater.
- Brug en nål til at sprede 1 dråbe (ca. 35 μL) super lim på implantatets base.
- Flyt langsomt indehaveren nedad, indtil det rører kraniet. Sørg for, at implantatet base er helt i kontakt med overfladen.
- Forberede den kirurgiske cement ifølge producentens anvisninger.
- Efter præcis positionering, anvende 3 tyndt, jævnt lag af cement i hele kraniet og ind på den nederste del af implantatet. Anvend drop pr drop ved hjælp af en applikation pensel. Lag skal danne en hill-formet struktur for yderligere strukturelle støtte af implantatet.
- Forlade den implantat gevind rent for cement til at tillade en forbindelse på glatte, uhindret.
- Tillad hvert lag tørre i ca. 4 minutter.
- Når tør, forsigtigt fjerne indehaveren, indtil det er helt løsrevet fra implantatet. Brug altid ekstrem forsigtighed, når du håndterer implantatet, da det ved et uheld kan udvindes fra dyrets kraniet.
-
Endt kirurgi og postoperative pleje
- Hydrat dyrets hud på webstedet snit med en saltvand-dyppet vatpind.
- Frakke huden over bunden af TDC'er implantatet.
- Brug et par pincet til at bringe vævet sammen og luk snittet med en dråbe af kirurgisk væv lim pr. 0,2 cm af væv.
- Infiltrere 1-2% lidocain på webstedet indsnit og det underliggende væv.
- Hydrat mus med 500 µL af laktat Ringers løsning subkutant.
- Placer musen ind en pre varmede (37 ° C) ren, single-opstaldet buret.
- Sætte en lille skål med våd fødevarer pellets i buret for nem adgang til fødevarer i de følgende timer.
- Registrere dyrets post-operative vægt.
- Give den animalske ketoprofen (5 mg/kg) subcutaneously efter operationen og på de næste 2 dage.
- Overvåge inddrivelse af dyret tæt for mindst 1 uge. Vurdere eventuelle tegn på angst, såsom piloerection, manglende grooming, reduceret bevægelse, sår skrabe og betændelse i operationsstedet.
2. TDC'er Setup og Stimulation
-
TDC'er Setup (Se figur 2)
Bemærk. Sørg for, at TDC'er stimulator er fuldt opladet.- Tillægger TDC'er stimulator anode og katode kablerne og gøre dem tilgængelige i nærheden af webstedet stimulation. Tillægge indehaveren af stereotaxisk pin-type elektrode.
- Angiv den termiske platform til 37 ° C.
- Drej på ilt flowmeter på inhalation anæstesi system til 1 L/min.
- Placere musen i anæstesi induktion kammer.
- Tænd for isofluran vaporizer til 3%. Tillade, at dyr skal underkastes isofluran effekter i 4 min.
- Mens dyret er i salen, induktion, skal du bruge en steril sprøjte til at fylde kroppen elektrode med 0,9% saltvand løsning.
- Fjerne dyret fra induktion kammer og placere dens bryst over kroppen elektrode.
- Blidt skub anæstesi maske over musens næse og ordne det på plads. Sænke isofluran output til 1,5%.
- Fylde implantatet og pin-type elektrode med saltvand og omhyggeligt vedhæfte dem.
- Justere stimulation tid og nuværende intensitet.
- Kontrollere Kontakt kvaliteten på TDC'er stimulator. Optimal kontakt går fra 7 til 10 på en 1 til 10 skala.
-
Stimulation
- Start stimulering.
- Observere den nuværende ramping op til 30 s til den valgte værdi og vedligeholde sig støt til den fastsatte tid, så i slutningen af sessionen ramping ned igen.
- Aktivere knappen sham for kontrol mus.
- Observere den nuværende ramping op til 30 s til den valgte værdi og derefter ned til 1 for resten af perioden stimulation med en afsluttende rampe til den valgte værdi for enden med en fortløbende rampe ned.
- Når stimulation-session er afsluttet, omhyggeligt overføre dyret til en pre varmede (37 ° C) bur i 10 min.
Bemærk. Dyr start at vække efter 3 min. - Slukke inhalation anæstesi system.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Kirurgisk protokol præsenteret stabilitet på lang sigt implantat til mindst en måned, med ingen inflammatoriske signaler på webstedet stimuleret eller andre uønskede virkninger. Alle dyr overlevede de kirurgiske procedure og TDC'er sessioner (n = 8). I dette eksperiment, var TDC'er implantater placeret over M1 og M2 cortex (1,0 mm anterior-posterior og 0.0 mm lateral til bregma). En uge senere, TDC'er (n = 3-4) og humbug (n = 3) mus blev stimuleret i fem på hinanden følgende dage i løbet af 10 min på 0,35 mA. Kontakt kvalitet (CQ) værdier blev registreret for at vurdere implantat levedygtighed og fandtes ingen væsentlige forskelle mellem grupper i løbet af en 5-dages stimulation procedure (figur 3A). Ved hjælp af denne dyremodel, stimulation succes kan fastslås gennem evalueringen af gen expression niveauer for hjernen-afledte neurotrope faktor (BDNF) og glial fibrillære sure protein (GFAP). Både BDNF og GFAP præsenteret betydeligt højere mRNA niveauer i cortex området under implantatet i forhold til gruppen humbug. Virkningerne af TDC'er på genekspression synes at være begrænset til specifikke gener siden udtryk niveauer af den aktivitet-regulerede cytoskeleton-forbundet protein (ARC), og synapsin 1 (SYN1) gener ikke var ændret (figur 3B).
Figur 1 . Eksperimenterende trin bruges til implantat kirurgi og stimulation. En skematisk rutediagram trin gennem TDC'er implantat placering, opsætning af TDC'er og stimulation procedure. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2 . TDC'er Setup. Den højre højerestående billed svarer til aschematic af den TDC'er nuværende stimulator (A), som indeholder en skærm for aktuel varighed i intensitet og stimulering (B), en CQ display (C) skalering fra 1 til 10 og en ægte aktuelle display (D). TDC'er stimulator har også knapper at aktivere sham stimulation (E), til at starte stimulation (F) og afbryde protokol (G). De to knapper bruges til at justere aktuelle intensitet (H) og stimulation varighed (I). Tænd/sluk-knappen er placeret på bagsiden (J). To kvindelige insertable indgange er udnyttet for elektrode kabler (K, negative pol) (L, positive pol). Lige ringere billede showsthe dyrs setup med hovedet elektrode fremstillet af Ag/AgCl (O) og kroppen elektrode fremstillet af rustfrit stål AISI 316 (M) sæt og deres respektive dimensioner. En automatisk justeret termisk platform (N) fastholder dyrets temperatur, og isofluran blandet med 100% ilt (P) er leveret gennem den stereotaxisk gasmaske (Q). Inset (R) viser placeringen af anode i forhold til de kortikale motor regioner M1 og M2 (S). TDC'er headstage er sammensat af en implantable indehaveren (T) fyldt med saltvand (0,9% NaCl) (U) som er lukket med en pin-type elektrode (V) er knyttet til en plastik hætte (W). De respektive dimensioner er afbildet i millimeter (D = diameter, H = højde, ID = indvendig diameter). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3 . Kontakt kvalitet og gen expression ændringer fremkaldt af TDC'er. (A) ingen statistiske forskelle blev observeret for kontakt kvalitet (CQ) blandt grupperne. To-vejs gentages foranstaltninger ANOVA, behandling versus dag interaktion (F4.30 = 0.552, P = 0.698), behandling faktor (F4.30 = 0.349, P = 0.810), dag faktor (F1,30 = 0.157, P = 0.694). B kvantitative polymerase kædereaktion genekspression data for BDNF (hjerne-afledte neurotrope faktor)GFAP (glial fibrillære sure protein)ARC (aktivitet-regulerede cytoskeleton-forbundet protein) og SYN1 (synapsin 1). mRNA niveauer af både BDNF (p = 0.0081) og GFAP (p = 0.0108) blev øget, mens ingen ændringer blev opdaget for ARC (p = 0.0760) og SYN1 (p = 0.508), ifølge D'Agostino-Pearson normalitet test efterfulgt af uparret parametrisk Student's t-test. Fold ændringer blev beregnet ved hjælp af metoden 2- ΔΔCQ i forhold til RPL13A gen. I alle grafer, TDC'er gruppe er magenta og sham gruppe er grøn; n = 3-4/gruppe. Data er udtrykt som betyder og ± S.E.M. fejllinjer. n.s. = ubetydelige, p ≤ 0.05*, p ≤ 0.01* *. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I de seneste år, har neurostimulation teknikker ind klinisk praksis som en lovende procedure til behandling af neuropsykiatriske lidelser23. For at reducere den begrænsning pålagt af manglende kendskab til mekanismerne i neurostimulation, præsenteres vi her en TDC'er musemodel transporterer en elektrode, der kan målrette områder af hjernen. Da elektroden er kronisk implantable, denne dyremodel giver mulighed for undersøgelse af langvarig biologiske virkninger fremkaldt af TDC'er (i mindst 1 måned) i komplekse stimulation mønstre. Beskrevet TDC'er dyremodel præsenterer høje implantat tolerance og små chancer for infektion hvis udføres korrekt. Samlet set er kirurgi skridt at placere implantatet hurtig og ligetil tvangsfuldbyrdelse (30 min/dyret). En yderligere fordel ved denne TDC'er model er, at det er muligt at spore elektrode kontakt kvalitet og de faktiske aktuelle stimulation værdier.
Den største ulempe ved denne dyremodel er ordentlig implantat fiksering på musens kranium. Under operationen er det vigtigt at begrænse dyrets hoved på en måde, hvor ingen lateral hoved shifting er muligt (hovedet vil kun gå vertikalt). Dette vil forsikre, at dyrets hovedbund er helt på linje med implantatets base, så korrekt fiksation med dental cement og højere præcision i modulerende området tilsigtede mål. Det er afgørende at gøre indsnit stor nok til at modtage implantatet. En større nedskæring kan være nødvendige for nogle TDC'er implantater. Ved hjælp af to til fire kirurgisk kroge fremstillet af kanyler vil øge området cementeret. Undgå dog at placere Kroge for tæt til dyrets øjne til at fjerne enhver mulighed for læsioner. Forsigtigt skrabe hovedbunden vil forbedre vedhæftning af super-lim og cement på kraniet, kan eventuelle resterende rester forhindre overholdelse af god implantat. Desuden, når du anvender den dental cement, forberede det første lag med en højere viskositet, som undgår cement af kører ned dyrets kraniet. Hver cement lag må tørre i mindst 4 min fordi anvende cement over våde lag vil forsinke hærdning af de nederste lag og kan forårsage implantat til at flytte eller endda falde. Fra erfaring, må der ikke mere end 3 lag af cement omkring implantatet at undgå obstruktion af gevind. For både lim og cement, være sikker på at opretholde deres anvendelse er begrænset til implantatets base. Undgå tillade rester at sprede i implantatet, som vil mindske den overflade ledningsevne og sænke TDC'er effekter.
De implantable elektrode bruges i denne procedure var ikke fabrikeret in-house men erhvervet fra en medicinsk forskning firma specialiseret i at producere Neuromodulationsbehandling enheder. Implantaterne er lavet af polypropylen med 9 mm i højden og en ydre og indre diameter på 5,7 og 3,5 mm, henholdsvis. Det kan holde et saltvand volumen af 80 µL. Den overlegne del af implantatet er parat med en gevind til at modtage en pin-type elektrode indehaveren. Pin-type elektrode indehaveren ydre organ er også fremstillet af polypropylen måler 4 mm høje med 3.75 mm indre diameter og en 5.3 mm ydre diameter. Elektrode pin er lavet af Ag/AgCl, et inert materiale, der anvendes på grund af dens ikke-opløse egenskaber (figur 2). Da lokationen implantat er en kritisk faktor for effektiv TDC'er, er det vigtigt at vælge en ordentlig elektrode størrelse efter det pågældende område. Implantatet bruges i denne dyremodel indtager et areal på 9.61 cm2, sprede det elektriske felt over 1,75 mm radius fra den tilsigtede hjerne koordinat resulterer i en 36,3967 μA/cm2 strømtæthed. Eventuelt var TDC'er stimulus henrettet i denne protokol for det meste rettet til M1 og M2 cortex.
Normalt, elektrode konfiguration varierer alt efter de påtænkte excitatoriske eller hæmmende stimulation virkninger (anodal versus cathodal). Selvom strømninger vil altid flyde ud af anode i retning mod katoden, gør det muligt for forskellige Elektrofysiologi effekter ved at placere en elektrode i inverteret terminal positioner. For eksempel, når ioner flow fra katoden i retning mod anoden, er proceduren normalt defineret som en cathodal stimulation24. I dette eksperiment udføres vi anodal stimulation som anode var placeret over M1/M2 cortex, og katoden blev lagt ned på dyrets brystkasse. Således, i vores TDC'er setup, er det forventet, at stimulation producerer excitatoriske potentialer25. TDC'er virkning kan også reguleres via ændringer i aktuelle intensitet og varighed. De fleste studier i gnavere har brugt strømme varierer fra 0,2 til 1,0 mA. TDC'er strømme forventes at generere koncentreret varme rejser gennem elektrode. Den direkte kontakt mellem TDC'er elektrode til dyrets hoved skal undgås. Brug for at foretage medier strækker afstanden mellem elektrode og kraniet og forebygger de skadelige virkninger af lokale kemiske reaktioner på det biologiske væv. Det er muligt, at en høj ionisk koncentration i flydende adfærd medier kan forårsage dannelse og bobler resulterede fra elektrolyse23,24. Men det er usandsynligt, at være sket i vores TDC'er model siden isotonisk saltopløsning og lav nuværende levering kan mindske risikoen for disse komplikationer24. Andre ledende medier kan dog også bruges med lignende effektivitetsfordele, som ledere af geléagtige og fløde-lignende24.
Når du vælger TDC'er stimulator, er det vigtigt at overveje fleksibel konfiguration kapaciteter. For denne protokol, brugte vi en stimulator, drevet af to 9 V alkalisk akkumulatorer, som gør en forventet varighed af 1 h stimulation på 0,35 mA. Denne stimulator besidder en 0,02 til 1 mA nuværende sortiment med 10 µA opløsning, ideel til gnaver stimulation. Det er afgørende at TDC'er stimulator er udstyret med en faktiske aktuelle indikator og kontakt kvalitet (CQ) feedback-system til at kontrollere optimal stimulation betingelser. Indikatoren for aktuelle forsikrer når den programmerede stimulation intensitet er opfyldt. I denne TDC'er model er den mest almindelige faktor for defekt aktuelle tilstedeværelsen af bobler i at saltvandsopløsning. Dette problem kan angives ved CQ feedbacksystem, som måler kontakt af begge elektroder gennem den ledende medium og dyrets krop. TDC'er stimulator anvendt i hele dette eksperiment viser CQ (SMARTscan) værdier varierer fra 1 til 10 på en led skala. Denne skala er baseret på spænding værdier, der kan udlede modstand ifølge Ohms lov. LED 1 angiver lidt eller atypiske lav modstand, led 2 angiver åbent kredsløb og førte 3-10 angiver dårlig til optimal kvalitet (figur 2-post C). CQ blev registreret dagligt for både TDC'er og sham grupper at kontrollere elektrode levedygtighed. Det er bemærkelsesværdigt, at den gennemsnitlige CQ værdi under stimulation session var højere end 7, hvilket betyder, at ønskede strøm bliver leveret. Samlet set blev ingen statistiske forskelle observeret for CQ blandt grupper eller dag i stimulation (figur 3A). Du kan yderligere validere vores TDC'er model, udført vi kvantitative polymerase kædereaktion (qPCR) for at undersøge om fem TDC'er sessioner (10 min, 350 μA) ændre kortikale genekspression. Vi fandt, at mRNA niveauer af BDNF og GFAP var steget i M1/M2 cortex af TDC'er grupper, i forhold til Sham mus (figur 3B). Disse resultater stemmer overens med andre undersøgelser19,25.
Neurostimulation undersøgelser i forsøgsdyr kan give ny viden om hjernen mekanismer med relevans for neuropsykiatriske lidelser. Afhængigt af konfigurationen af eksperimentelle kan TDC'er forsamling i denne dyremodel også kombineres med et eksisterende optogenetic eller Elektrofysiologi headstage at producere en opsætning til simultan optagelse og stimulation, sammen med et væld af hjernen prøven eksperimenter. Disse tilgange vil være en udfordring for at gennemføre i mennesker. Mulighed for at indsætte fleksible Tilføjelser til den aktuelt anmeldte dyr TDC'er tilbyder derfor, en fremtrædende bidrag til forståelsen af de neurale trækker TDC'er og begrundelsen for dets terapeutiske anvendelse.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen
Acknowledgments
Vi vil gerne takke Mr. Rodrigo de Souza for assistance opretholde mus kolonier. L.A.V.M er en KAPPER postdoc stipendiat. Dette arbejde blev støttet af tilskud PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BD Ultra-Fine 50U Syringe | BD | 10033430026 | For intraperitonially injection. |
| Shaver (Philips Multigroom) | Philips (Brazil) | QG3340/16 | For surgical site trimming. |
| Surgical Equipment | |||
| Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | KOPF | 940 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Model 922 Non-Rupture 60 Degree Tip Ear Bars | KOPF | 922 | For animal surgical restriction and positioning. |
| Cannula Holder | KOPF | 1766-AP | For implant positioning. |
| Precision Stereo Zoom Binocular Microscope (III) on Boom Stand | WPI | PZMIII-BS | For bregma localization and implant positioning. |
| Temperature Control System Model | KOPF | TCAT-2LV | For animal thermal control. |
| Cold Light Source | WPI | WA-12633 | For focal brightness |
| Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System with Scavenging | VetEquip | 901820 | For isoflurane delivery and safety. |
| VaporGuard Activated Charcoal Adsorption Filter | VetEquip | 931401 | Delivery system safety measures. |
| Model 923-B Mouse Gas Anesthesia Head Holder | KOPF | 923-B | For animal restriction and O2 and isoflurane delivery. |
| Oxygen regulator, E-cylinder | VetEquip | 901305 | For O2 regulation and delivery. |
| Oxygen hose – green | VetEquip | 931503 | For O2 and isoflurane delivery. |
| Infrared Sterilizer 800 ºC | Marconi | MA1201 | For instrument sterilization. |
| Surgical Instruments | |||
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-11 | For incision. |
| Surgical Hooks | INJEX | 1636 | In House Fabricated - Used to clear the surgical site from skin and fur. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For skin grasping. |
| Surgical Consumables | |||
| Vetbond | 3M | SC-361931 | For incision closing. |
| Cement and Catalyzer KIT (Duralay) | Reliance | 2OZ | For implant fixation. |
| Sterile Cotton Swabs (Autoclaved) | JnJ | 75U | For surgical site antisepsis. |
| 24 Well Plate (Tissue Culture Plate) | SARSTEDT | 831,836 | For cement preparation. |
| Application Brush | parkell | S286 | For cement mixing and application. |
| Pharmaceutics | |||
| Xylazin (ANASEDAN 2%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P10160 | For anesthesia induction. |
| Ketamine (DOPALEN 10%) | Ceva Pharmaceutical (Brazil) | P30101 | For anesthesia induction. |
| Isoflurane (100%) | Cristália (Brazil) | 100ML | For anesthesia maintenance. |
| Lidocaine (XYLESTESIN 5%) | Cristal Pharma | - | For post-surgical care. |
| Ketoprofen (PROFENID 100 mg) | Sanofi Aventis | 20ML | For post-surgical care. |
| Ringer's Lactate Solution | SANOBIOL LAB | 7898153652145 | For post-surgical care. |
| TobraDex (Dexamethasone 1 mg/g) | Alcon | 631 | For eye lubrification and protection. |
| Stimulation | |||
| Animal Transcranial Stimulator | Soterix Medical | 2100 | For current generation. |
| Pin-type electrode Holder (Cylindrical Holder Base) | Soterix Medical | 2100 | Electrode support (Implant). |
| Pin-type electrode (Ag/AgCl) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Pin-type electrode cap | Soterix Medical | 2100 | For implant protection. |
| Body Electrode (Ag/AgCl Coated) | Soterix Medical | 2100 | For current delivery (electrode). |
| Saline Solution (0.9%) | FarmaX | 7896902206441 | Conducting medium for current delivery. |
| Standard Tweezers or Forceps | - | - | For tDCS setup. |
| Real Time Polymerase Chain Reaction | |||
| BioRad CFX96 Real Time System | BioRad | C1000 | For qPCR |
| SsoAdvancedTM Universal SYBR Green Supermix (5 X 1mL) | BioRad | 1725271 | For qPCR |
| Hard Shell PCR Plates PCT COM 50 p/ CFX96 | BioRad | HSP9601 | For qPCR |
| Microseal "B" seal pct c/ 100 | BioRad | MSB1001 | For qPCR |
References
- Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function. Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).
- Nitsche, M. A., Paulus, W. Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans. Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).
- Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects. Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).
- Pelletier, S. J., Cicchetti, F. Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models. International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047 (2015).
- Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation. Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).
- Lefaucheur, J. P., et al. Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS). Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Marquez-Ruiz, J., et al. Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits. Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).
- Jackson, M. P., et al. Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms. Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).
- Cambiaghi, M., et al. Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice. The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).
- Monte-Silva, K., et al. Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation. Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).
- San-Juan, D., et al. Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis. Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).
- Brunoni, A. R., et al. Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder. Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).
- Brunoni, A. R., et al. Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression. New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).
- Boggio, P. S., et al. Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease. Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).
- Cosentino, G., et al. Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study. Neurological Sciences. , 7-9 (2018).
- Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study. Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).
- Monai, H., et al. Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain. Nature Communications. 7, 11100 (2016).
- Fritsch, B., et al. Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning. Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).
- Winkler, C., et al. Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model. New Research. 4 (5), 17-63 (2017).
- Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits. Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).
- Souza, A., et al. Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain. Brain Research. 1682 (14-23), (2018).
- Woods, A. J., et al. A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools. Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).
- Cogan, S. F., et al. Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation. Journal of Neural Engineering. 13, 2 (2017).
- Podda, M. V., et al. Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression. Scientific reports. 6 (October 2015), 22180 (2015).
