Summary
Cet article fournit une description détaillée de la façon de construire un modèle animal de la phase anhépatique (ischémie hépatique) chez les rats pour faciliter la recherche fondamentale sur les lésions ischémiques-reperfusion après la transplantation hépatique.
Abstract
La transplantation orthotopique de foie (OLT) chez les rats est un modèle animal éprouvé utilisé pour des études préopératoires, peropératoires, et postopératoires, y compris des dommages d’ischémie-reperfusion (IRI) des organes extrahépatiques. Ce modèle nécessite de nombreuses expériences et dispositifs. La durée de la phase anhépatique est étroitement liée au temps de développement de l’IRI après transplantation. Dans cette expérience, nous avons employé des changements hémodynamiques pour induire des dommages extrahepatic d’organe chez les rats et avons déterminé le temps maximum de tolérance. Le temps jusqu’à ce que la blessure d’organe la plus grave variait pour différents organes. Cette méthode peut facilement être reproduite et peut également être utilisée pour étudier l’IRI des organes extrahépatiques après la transplantation hépatique.
Introduction
La lésion d’Ischemia-reperfusion (IRI) est une complication commune après transplantation de foie. L’IRI hépatique est un processus pathologique impliquant des dommages cellulaires ischémiques et une détérioration anormale de la réperfusion hépatique. L’IRI hépatique et la réponse immunitaire innée locale peuvent être divisés en IRI chaud et froid, selon les différences dans l’environnement clinique1. L’IRI chaud est induit par des dommages de cellules souches, habituellement en raison de la transplantation de foie, du choc, et du trauma2. L’IRI froid est une complication de la transplantation hépatique provoquée par des cellules endothéliales et la circulationpériphérique 3. Les rapports cliniques ont prouvé que l’IRI hépatique est associé à 10% des échecs tôt d’organe et peut augmenter l’incidence du rejet aigu etchronique 4,5. En outre, l’IRI hépatique peut également induire les syndromes multiples de dysfonctionnement d’organe ou le syndrome inflammatoire systémique de réponse, avec la mortalitéélevée 6. Les patients présentant la participation extrahepatic d’organe tendent à rester plus longtemps à l’hôpital, dépensent plus d’argent, et ont un pronosticplus mauvais 7. Le développement des complications est étroitement lié à la longueur de la phase anhepatic de la transplantation hépatique8.
La transplantation orthotopique de foie (OLT) chez les rats a été rapportée pour la première fois par le professeur américain Lee en 1973. L’opération expérimentale a simulé les étapes de la transplantation clinique de foie et de l’anastomosis des vaisseaux sanguins et du canal biliaire commun (CBD) utilisant la méthode de suture. La procédure est difficile et longue avec un faible taux de succès9. En 1979, Kamada et coll. ont apporté une amélioration significative à l’OLT chez les rats en utilisant de façon créative la « méthode à deux poignets » pour l’anastomose de la veine portail pour contrôler la phase anhépatique dans les 26 minutes10. La même année, Zimmermann proposa la « méthode unique de l’en-avant biliaire ». Sur la base des travaux de Lee, Zimmermann a utilisé des tubes de polyéthylène pour anastomoser directement la CDB du donneur et du receveur, a simplifié la reconstruction de la CDB et préservé la fonction du sphincter, et cette méthode est devenue la norme pour la reconstruction biliaire des modèles OLT11. En 1980, Miyata et coll. ont proposé la « méthode des trois poignets » où la veine portail (PV), le véna cava suprahépatique (SVC) et le véna cava intrahépatique (IVC) étaient anastomosés par la méthode du brassard. Cependant, il y a un risque de distorsion de la canule avec cette méthode, qui peut mener à l’obstruction du reflux inférieur de cava de vena12. En 1983, la « méthode à deux poignets » a été proposée en utilisant la méthode du brassard pour l’anastomose du PV et de l’IVC, mais en adoptant la méthode de suture pour le SVC13. Cette méthode a été adoptée par les chercheurs du monde entier pour établir des modèles olt. Depuis lors, les étapes d’anastomose de manchette ont été améliorées pour raccourcir la phase anhepatic et améliorer le taux de survie des rats14. De même, des méthodes améliorées sont utilisées dans la pratique clinique pour raccourcir la phase anhépatique15. Cependant, la recherche fondamentale sur IRI après transplantation hépatique a montré que le taux de survie est inversement lié au degré de blessure aux organes extrahépatiques. Par conséquent, d’autres recherches sont nécessaires, et un modèle animal simple et reproductible est nécessaire pour simuler iri après la transplantation hépatique.
Basé sur la définition de la phase anhepatic, nous avons simulé les changements hémodynamiques dans la transplantation de foie ayant pour résultat IRI des organes extrahépatiques chez les rats. Ci-dessous, nous fournissons une description détaillée de la façon de construire un modèle animal de la phase anhépatique (ischémie hépatique) chez les rats pour faciliter la recherche fondamentale sur iri après transplantation hépatique.
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Protocol
Le Comité d’éthique animale a approuvé l’expérience de l’Université médicale du Guangxi (No20190920). Tous les animaux ont été fournis par le Animal Experiment Center de l’Université médicale du Guangxi. Nous avons utilisé des rats Sprague Dawley mâles fpS (200-250 g, 10-12 semaines), maintenus sous la température ambiante de 25 ± 2 °C et l’humidité de 50 ± 10 %. L’alimentation a été interrompue 24 heures avant l’opération; toutefois, de l’eau a été fournie.
REMARQUE : Un opérateur peut effectuer toutes les opérations sans microchirurgie ni microscope chirurgical.
1. Opération
- Après pesage, anesthésier les rats avec de l’isoflurane (5%) à l’aide d’une machine d’anesthésie animale.
- Après 1-2 minutes, serrer doucement les ateils du rat avec des pinces à épiler. Si le rat ne répond pas après le pincement, il est entré dans un état d’anesthésie. Utilisez de l’onguent vétérinaire sur les yeux pour éviter la sécheresse. Utilisez des lampes chauffantes pour maintenir la température corporelle des rats à 37-38 °C.
- Après la désinfection abdominale (solution d’iode povidone), fixer le rat sur la table de dissection animale. Faire une incision médiane de 3 cm au-dessous du processus xiphoïde à l’aide de forceps et de ciseaux.
- Ouvrez la cavité abdominale, exposez le foie à l’aide d’un rétracteur et mobilisez le ligament hépatogastrique. Utilisez des cotons-tiges pour retourner doucement le lobe moyen du foie et le tourner vers le haut pour exposer l’hépatis de porta. Identifiez la CDB, pv et HA.
- Poussez l’intestin grêle vers la cavité abdominale inférieure gauche à l’aide d’écouvillons de coton, couvrez-le de gaze humide et déplacez le cava de vena intrahépatique vers la veine rénale droite.
- Isoler la veine portail, l’artère hépatique, et le cava vena inférieur au-dessus de la veine rénale droite avec une lentille intraoculaire et des forceps marqués de fil de soie 3-0, chacun avec un noeud de glissement.
- Coupez la peau gauche et droite de l’extrémité inférieure et exposez la veine fémorale à l’aide de forceps ophtalmiques. Injectez lentement de l’héparine de faible poids moléculaire de 625 UI/kg par la veine fémorale pour hépariniser tout le corps.
- Ligate la veine portail, artère hépatique, et cava vena inférieur au-dessus de la veine rénale droite avec des sutures n ° 3-0, d’une durée de 45 minutes (Figure 1). Remplacer l’intestin grêle dans la cavité abdominale et le couvrir de gaze. Réduisez l’anesthésie par inhalation pendant ces périodes.
- Après 45 minutes, relâchez la veine portail, l’artère hépatique et le cava vena inférieur au-dessus de la veine rénale droite.
- Suture du muscle et de la peau, couche par couche, et mettre fin à l’anesthésie par inhalation. Fournir une analgésie postopératoire à l’aide de morphine sous-cutanée de 5 mg/kg toutes les 4 heures.
- Observez le rat jusqu’à ce qu’il soit éveillé et nourrissez-le à une température de 25 ± 2 °C et d’une humidité de 50 ± à 10 %. Des lampes de chauffage pour animaux sont nécessaires.
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Representative Results
Tolérance des rats à l’ischémie hépatique
Dans ce modèle animal, les sites où les vaisseaux sanguins ont été ligatés pendant l’exploitation sont indiqués à la figure 1. Les rats ont été répartis au hasard en 5 groupes pour l’ischémie pendant 15 minutes (groupe I15), 30 minutes (groupe I30), 45 minutes (groupe I45), 60 minutes (I60) et un groupe factice, avec 10 rats dans chaque groupe. Le taux de survie de chaque groupe a été observé 14 jours après l’opération. Tous les rats ont survécu dans le groupe I15, le groupe I30 et le groupe factice. Huit ont survécu pendant 14 jours dans le groupe I45, et seulement 2 ont survécu dans le groupe I60. Ces résultats suggèrent que les rats pourraient tolérer la phase anhépatique pendant un maximum de 45 minutes (tableau 1).
Effets de la ligature vasculaire sur la circulation chez les rats
Au cours de l’expérience, Biosystems a enregistré la fréquence cardiaque et la pression artérielle (intubation interne droite de l’artère carotide) avant et après la phase anhépatique. Nous avons constaté que la fréquence cardiaque et la pression artérielle moyenne (MAP) des rats ont changé de façon spectaculaire après ligature vasculaire (Figure 2).
Effets sur les organes extrahépatiques
La congestion et l’oedème d’ischémie hépatique ont été trouvés dans les intestins, les varices gastriques, et la splendeur après ligature. Quatre-vingts rats ont été répartis au hasard en 8 groupes pour l’ischémie pendant 45 minutes (T0), la reperfusion pendant 6 heures (T6), 12 heures (T12), 24 heures (T24), 48 heures (T48), 72 heures (T72), 7 jours (D7) et 14 jours (D14). Après que les rats aient été sacrifiés, le tissu du rein, du pancréas, de l’intestin grêle, du coeur, et du poumon ont été pris et tachés avec l’hématoxyline-éosin (HE). L’ensemble du processus de coloration se compose de cinq étapes : déwaxing, coloration, déshydratation, transparence et scellement. Excepté le coeur, des scores pathologiques ont été assignés commeprécédemment décrit 16,17,18,19.
Le temps jusqu’à ce que la blessure maximale aux organes extrahépatiques variait ; c’était 6-24 heures après l’opération pour le pancréas et 24-48 heures pour les poumons. Le tractus intestinal et le rein ont été les plus gravement blessés après 45 minutes d’ischémie. Il n’y avait aucune anomalie évidente de la muqueuse intestinale 24 heures après l’opération, et les reins récupérés après 48 heures. Après la reperfusion, la nécrose cellulaire myocardique locale, la fragmentation et la dissolution cellulaires, l’infiltration inflammatoire des cellules et la vasodilatation et la congestion locales ont été trouvées dans le cœur de 24 à 48 heures après l’opération (figure 3).
Poumons
L’infiltration de neutrophile a été trouvée dans le tissu de poumon après ischémie. Avec l’augmentation du temps de reperfusion (T0,T6), le mucus du lumen bronchique pourrait également être vu dans le tissu pulmonaire. L’infiltration inflammatoire de cellules s’est produite dans la paroi alvéolaire, qui est devenue sévèrement épaissie. L’effondrement alvéolaire et la disparition de la cavité alvéolaire ont également pu être trouvés dans certains tissus. Il n’y avait aucun oedème alvéolaire significatif ou congestion capillaire dans les murs alvéolaires. Ils ont été les plus grièvement blessés 24-48 heures après l’opération, avec quelques rats montrant la dyspnée et d’autres manifestations 7 jours après opération. Les résultats de coloration de HE ont suggéré la lymphadenitis dans les voies respiratoires, l’infiltration inflammatoire douce de cellules dans la paroi alvéolaire, et l’hémorragie locale (figure 3A, figure 4).
Reins
Une petite quantité de substance éosinophile a été trouvée dans les tubules rénaux après ischémie à la phase T0, mais aucune infiltration inflammatoire de cellules et d’autres anomalies n’ont été vues. Cependant, les cellules épithéliales tubulaires rénales gonflées, le cytoplasme poreux ou vacuolated, les cellules nécrotiques dans peu de lumens, la karyopyknosis, la fragmentation, la perte de frontière de brosse, et le groupe acide tube-formé dans beaucoup de lumens ont été vus 6-48 heures après l’opération. En outre, un petit nombre de cellules épithéliales tubulaires rénales ont été vues avec la dégénérescence granulaire, et le cytoplasme poreux et légèrement taché vu 48 heures après l’opération. Une telangiectasia interstitielle importante, mais aucune infiltration inflammatoire grave de cellules, n’a été trouvée (figure 3B, figure 5).
Intestin grêle
L’intestin grêle a été le plus gravement blessé après ischémie (T0). Il y avait l’infiltration inflammatoire grave de cellules, l’excrétion d’épithélium de muqueuse, et la telangiectasia. Avec l’augmentation du temps de reperfusion, la blessure guérit rapidement. L’épithélium muqueux a été rétabli complètement 24 heures après l’opération, et seule une infiltration inflammatoire légère des cellules a été observée (figure 3C, figure 6).
Pancréas
Les cellules inflammatoires graves se sont infiltrées autour du tissu pancréatique à la phase T0. Cependant, les lésions pancréatiques n’étaient pas uniformes. Six sur 10 ont eu la nécrose pancréatique et l’infiltration inflammatoire 24 heures après chirurgie, et les 4 autres n’ont eu aucune anomalie apparente. Vingt-quatre heures après l’opération, en plus de l’infiltration des cellules inflammatoires, il y avait l’oedème, l’élargissement de l’espace interlobulaire, l’hémorragie, la nécrose d’un petit nombre de cellules acinaires, la démarcation peu claire des cellules, la fragmentation et la dissolution nucléaires, et l’infiltration inflammatoire douce de cellules dans le champ visuel. Puis, l’inflammation a disparu lentement( Figure 3D, Figure 7 ).
Cœur
Par phase T0, des myocytes cardiaques ont été arrangés régulièrement avec la démarcation claire, la morphologie normale de cellules, la congestion interstitielle locale, et le dépôt doux de pigment brun-jaune. En outre, l’infiltration inflammatoire de cellules a été observée dans les régions interstitielles et périivasculaires myocardiques. Avec l’augmentation du temps de reperfusion, la nécrose locale de cellules myocardiques, la fragmentation et la dissolution cellulaires, l’infiltration inflammatoire de cellules, la vasodilatation locale, et la congestion ont été trouvées dans les tissus 24-48 heures après l’opération. La dilatation ventriculaire, la structure poreuse, l’interstitium myocardique accru, et l’infiltration inflammatoire douce de cellules ont été vus dans quelques spécimens. Après 48 heures, les cardiomyocytes locaux ont disparu et ont été remplacés par une petite quantité de tissu conjonctif fibreux avec l’infiltration inflammatoire douce de cellules. À ce moment-là, aucune autre anomalie évidente n’a été observée( figure 8).
Effets des changements hémodynamiques sur les indices sérologiques du foie, des reins, du pancréas et du cœur
Le sérum a été rassemblé, et les niveaux de l’aminotransferase d’alanine (ALT), de l’aminotransferase d’aspartate (AST), de la créatinine, et de l’amylase ont été détectés par un analyseur biochimique automatique. Tous les indicateurs ont culminé à 24-48 heures, contrairement aux changements pathologiques. Bien que ces niveaux aient été normaux 48 heures après l’opération, les dommages pathologiques se sontpoursuivis ( figure 9).
Figure 1: Emplacement de la ligature : PV, HA, IVC supérieur de la veine rénale droite. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
| Groupe | ¡n | survie à 24 h, n (%) | survie à 7 j, n (%) | survie à 14 j, n (%) |
| Sham | 10 | 10 | — | — |
| Je 15 min | 10 | 10/10 | 10 (100) | 10 (100) |
| Je 30 min | 10 | 10/10 | 10 (100) | 10 (100) |
| Je 45 min | 10 | 8/10 | 8/10 (80) | 8/10 (80) |
| Je 60 min | 10 | 2/10 | 2/10 (20) | 2/10 (20) |
Tableau 1 : Tolérance des rats à l’ischémie hépatique
Figure 2 :Changements hémodynamiques dans le groupe I45 min. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus large de ce chiffre.
Figure 3: Scores d’histologie des organes. (A) poumon; (B) rein; (C) intestin; (D) pancréas; *Statistiquement significatif par rapport au groupe factice(P < 0,05). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 4: Changements pathologiques dans les poumons après l’opération. (A) Groupe Sham; (B) Groupe Ischémie (groupe T0); (C) Reperfusion 6 heures (T6) groupe; (D) Reperfusion 12 heures (T12) groupe; (E) Reperfusion 12 heures (T12) groupe; (F) Reperfusion 24 heures (T24) groupe; (G) Reperfusion 48 heures (T48) groupe; (H) Reperfusion 7 jours (D7) groupe; (I) Reperfusion 14 jours (D14) groupe (échelle 50 μm). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 5: Changements pathologiques dans les reins après l’opération. (A)Groupe Sham; (B) Groupe Ischémie (groupe T0); (C) Reperfusion 6 heures (T6) groupe; (D) Reperfusion 12 heures (T12) groupe; (E) Reperfusion 12 heures (T12) groupe; (F) Reperfusion 24 heures (T24) groupe; (G) Reperfusion 48 heures (T48) groupe; (H) Reperfusion 7 jours (D7) groupe; (I) Reperfusion 14 jours (D14) groupe (échelle 50 μm). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 6: Changements pathologiques dans l’intestin grêle après l’opération. (A) Groupe sham; (B) Groupe Ischémie (groupe T0); (C) Reperfusion 6 heures (T6) groupe; (D) Reperfusion 12 heures (T12) groupe; (E) Reperfusion 12 heures (T12) groupe; (F) Reperfusion 24 heures (T24) groupe; (G) Reperfusion 48 heures (T48) groupe; (H) Reperfusion 7 jours (D7) groupe; (I) Reperfusion 14 jours (D14) groupe (échelle 50 μm). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 7: Changements pathologiques dans le pancréas après l’opération. (A) Groupe sham; (B) Groupe Ischémie (groupe T0); (C) Reperfusion 6 heures (T6) groupe; (D) Reperfusion 12 heures (T12) groupe; (E) Reperfusion 12 heures (T12) groupe; (F) Reperfusion 24 heures (T24) groupe; (G) Reperfusion 48 heures (T48) groupe; (H) Reperfusion 7 jours (D7) groupe; (I) Reperfusion 14 jours (D14) groupe (A et D échelle 50 μm; échelle BCEFGHI 50 μm). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 8 :Changements pathologiques dans le cœur après l’opération. (A) Groupe Sham; (B) Groupe Ischémie (groupe T0); (C) Reperfusion 6 heures (T6) groupe; (D) Reperfusion 12 heures (T12) groupe; (E) Reperfusion 12 heures (T12) groupe; (F) Reperfusion 24 heures (T24) groupe; (G) Reperfusion 48 heures (T48) groupe; (H) Reperfusion 7 jours (D7) groupe; (I) Reperfusion 14 jours (D14) groupe(Échelle A 50 μm; échelle BCDEFGHI 100 μm). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 9 :Changements d’ALT, d’AST, de créatinine (Cr) et d’amylase dans chaque groupe; *Statistiquement significatif par rapport au groupe factice(P<0,05). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
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Discussion
OLT chez les rats est un modèle idéal pour étudier la préservation des organes dans la transplantation hépatique, IRI, rejet de greffe, tolérance immunitaire, pathologie de transplantation et pharmacologie, homotransplantation, et la xénotransplantation. À l’heure actuelle, il est largement utilisé dans la recherche expérimentale de la transplantation hépatique.
Au cours d’études pilotes, nous avons d’abord administré l’anesthésie intraperitoneal pentobarbital de sodium et avons constaté que ceci a mené à la mortalité postopératoire élevée et à la tolérance courte aux changements hémodynamiques. Ainsi, nous avons utilisé l’anesthésie par inhalation dans des essais ultérieurs pour le début rapide de l’action et l’exclusion rapide des caractéristiques in vitro. Le passage à l’anesthésie par inhalation a considérablement amélioré le temps de tolérance et la survie postopératoire des rats. Les chercheurs devraient prêter attention à la respiration et les fréquences cardiaques du rat pour éviter la surdose de l’anesthésique. Les biosystèmes peuvent être utilisés pour surveiller la fréquence cardiaque et la pression artérielle. Nous avons également observé l’impact de l’épaisseur chirurgicale de suture sur la ligature des vaisseaux sanguins. Bien que les lignes plus petites que 3-0 puissent parfaitement ligate les vaisseaux sanguins, elles étaient difficiles à desserrer et peuvent mener à la rupture des vaisseaux sanguins. Au contraire, les lignes plus grandes que 3-0 peuvent avoir comme conséquence l’occlusion vasculaire incomplète, qui empêche des changements hémodynamiques. Ces problèmes matériels seront améliorés lors d’expériences futures. Il y a certaines limites à notre protocole. Les lampes chauffantes ne sont pas recommandées pour l’entretien de la température en raison de leur risque de surchauffe; d’autres suggestions de chauffage, comme la recirculation des couvertures d’eau, sont recommandées pour le bénéfice de l’animal.
Il y a beaucoup de raisons pour des dommages distal d’organe après OLT. Tout d’abord, les blessures peuvent être causées par la conservation à froid du foie donneur in vitro20. Deuxièmement, iri peut se produire et causer des dommages aux tissus lorsque l’approvisionnement en sang revient aux tissus (reperfusion) après une longue période d’ischémie. L’ischémie est la principale cause de blessure, et la réperfusion est le processus où la blessure se produit. Après avoir simultanément bloqué l’IVC et pv pendant la phase anhepatic, une grande quantité de stase de sang s’est produite dans les membres inférieurs et les organes internes. Le volume circulant effectif (ECV) a fortement diminué, et le MAP a diminué. Cependant, en raison de la stimulation de nerf vague, il n’y avait aucune augmentation compensatoire de la fréquence cardiaque chez les rats. Dans cette expérience, nous avons constaté que les rats ont subi des changements hémodynamiques significatifs dans les 5 minutes de ligature et de libération de navire, qui ont répondu à la définition du syndrome d’ischémie-reperfusion.
L’ischémie s’est produite dans certains tissus à l’extérieur du foie. Après la phase anhépatique, ECV a augmenté. Map est revenu à la normale après que l’IVC et pv ont été débloqués, avec des dommages se produisant à l’extérieur du foie après la reperfusion. En outre, IRI du foie du donneur a produit des médiateurs inflammatoires (TNF-α, interleukine-1, interleukine-6, interleukine-8) qui ont attaqué les organes distal21. Dans cette expérience, l’hémodynamique pendant la phase anhépatique ont été simulées, ce qui a causé la congestion passive de l’IVC et du rein, des dommages à la barrière gastro-intestinale, la translocation bactérienne, l’ischémie des organes (p. ex., poumon, cœur, pancréas, rein, etc.) où se trouve le SVC, et l’IRI aux organes extrahépatiques.
Les résultats pathologiques ont prouvé que le pic des dommages ischémiques et le temps de rétablissement étaient différents dans chaque organe. Bien que l’entreposage à froid et les dommages causés par des facteurs immunitaires n’aient pas pu être simulés dans cette étude, l’IRI anhépatique peut être reproduit et comparé à d’autres modèles animaux à la recherche sur les lésions extrahépatiques des organes. Notre modèle et notre modèle olt peuvent être comparés et observés pour fournir une base pour la recherche sur les dommages extrahépatiques d’organe. En outre, notre modèle est semblable à certaines opérations cliniques de foie, telles que celle pour le cholangiocarcinome de Hilar. Hilar cholangiocarcinoma est une tumeur maligne qui envahit fréquemment le PV ou l’IVC et exige souvent le clampage PV pendant lachirurgie 22. La reconstruction du portail hépatique a été effectuée; quand la tumeur envahit l’IVC, le clampage peropératoire de l’IVC est également exigé, et les changements hémodynamiques résultants sont compatibles avec notre modèle.
Pour résumer, notre modèle chez les rats est facile à utiliser et simple, sans microchirurgie, et fournit la base de la recherche fondamentale sur IRI des organes extrahépatiques après ischémie hépatique.
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Disclosures
Les auteurs de ce manuscrit n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Acknowledgments
Nous tenons à souligner les suggestions utiles faites par le Dr Wen-tao Li et le Dr Ji-hua Wu du deuxième hôpital affilié de l’Université médicale du Guangxi. Les auteurs remercient nos coéquipiers pour leurs commentaires et discussions utiles. Les auteurs aimeraient également remercier les critiques anonymes et les éditeurs de JoVE pour leurs commentaires. Nous remercions tout remercie tout œux les parents du Dr Yuan pour leur soutien et leurs encouragements continus. Les travaux ont été soutenus par la Ningbo Natural Science Foundation (2014A610248).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4% paraformaldehyde solution | Shanghai Macklin Biochemical Co.,Ltd | P804536 | |
| air drying oven | Shanghai Binglin Electronic Technology Co., Ltd. | BPG | |
| Alanine aminotransferase (ALT)Kit | Elabscience Biotechnology Co.,Ltd | E-BC-K235-S | |
| ammonia | Sinopharm Chemical Reagents Co. Ltd | 10002118 | |
| amylase Kit | Elabscience Biotechnology Co.,Ltd | E-BC-K005-M | |
| anhydrous ethanol | Sinopharm Chemical Reagents Co. Ltd | 100092183 | |
| Animal anesthesia machine | Shenzhen Ruiwode Life Technology Co. Ltd | R640 | |
| aspartate aminotransferase (AST)kit | Rayto Life and Analytical Sciences Co., Ltd. | S03040 | |
| automatic biochemical analyzer. | SIEMENS AG FWB:SIE, NYSE:SI Co., Ltd. | 2400 | |
| Biosystems (when nessary) | Chengdu Taimeng Electronics Co., Ltd. | BL-420F | |
| Centrifuge | Baiyang Medical Instrument Co., Ltd. | BY-600A | |
| cover glass | Jiangsu Shitai Experimental Equipment Co. Ltd | 10212432C | |
| creatinine Kit | Rayto Life and Analytical Sciences Co., Ltd. | S03076 | |
| dewatering machine | Hungary 3DHISTECH Co.,Ltd | Donatello Series 2 | |
| embedding machine | Hubei Xiaogan Kuohai Medical Technology Co., Ltd. | KH-BL1 | |
| frozen machine | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-L5 | |
| hematoxylin-eosin dye solution | Wuhan Saiwell Biotechnology Co., Ltd | G1005 | |
| high-efficiency paraffin wax | Shanghai huayong paraffin wax co., Ltd | Q/YSQN40-91 | |
| hydrochloric acid | Sinopharm Chemical Reagents Co. Ltd | 10011018 | |
| intraocular lens (IOL)forceps | Guangzhou Guangmei Medical Equipment Co., Ltd. | JTZRN | |
| Isoflurane | Shenzhen Ruiwode Life Technology Co. Ltd | — | |
| micro Scissors(when nessary) | Shanghai Surgical Instrument Factory | WA1010 | |
| needle holders | Shanghai Surgical Instrument Factory | J32010 | |
| neutral gum | Shanghai Huashen Healing Equipment Co.,Ltd. | — | |
| normal optical microscope | Nikon Instrument Shanghai Co., Ltd | Nikon Eclipse CI | |
| ophthalmic forceps | Shanghai Surgical Instrument Factory | J3CO30 | straight |
| ophthalmic forceps | Shanghai Surgical Instrument Factory | JD1060 | bending |
| ophthalmic Scissors | Shanghai Surgical Instrument Factory | J1E0 | |
| pathological slicer | Shanghai Leica Instrument Co., Ltd | RM2016 | |
| pipettes | Dragon Laboratory Instruments Co., Ltd. | 7010101008 | |
| retractors | Beijing Jinuotai Technology Development Co.,Ltd. | JNT-KXQ | |
| scanner | Hungary 3DHISTECH Co.,Ltd | Pannoramic 250 | |
| slide | Wuhan Saiwell Biotechnology Co., Ltd | G6004 | |
| xylene | Sinopharm Chemical Reagents Co. Ltd | 1330-20-7 |
References
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