Summary
هنا، ونحن إنشاء رواية سبراغ دولي (SD) نموذج الفئران من تجلط الجيوب الأنفية القوس متفوقة (SSS) عن طريق طريقة الانسداد الخيط، وتم التحقق من استقرار وموثوقية النموذج.
Abstract
الآليات المساهمة في البداية الطبيعية لتجلط الجيوب الأنفية الوريدية الدماغية (CVST) غير معروفة في الغالب ، وتشارك مجموعة متنوعة من العوامل التي لا يمكن السيطرة عليها في مسار المرض ، مما يؤدي إلى قيود كبيرة في البحوث السريرية. لذلك ، ساعد إنشاء نماذج حيوانية مستقرة CVST التي يمكن أن توحد مجموعة متنوعة من العوامل المحيرة التي لا يمكن السيطرة عليها على التحايل على أوجه القصور في البحوث السريرية. في العقود الأخيرة ، تم بناء مجموعة متنوعة من نماذج الحيوانات CVST ، ولكن النتائج المستندة إلى هذه النماذج كانت غير متسقة وغير مكتملة. ومن ثم، من أجل مواصلة استكشاف الآليات المرضية الفسيولوجية للCVST، من الضروري إنشاء نموذج حيواني جديد ومتوافق للغاية، له قيمة عملية هامة وأهمية علمية لتشخيص وعلاج CVST. في هذه الدراسة، تم إنشاء رواية سبراغ دولي (SD) نموذج الفئران من تجلط الجيوب الأنفية القوس متفوقة (SSS) عن طريق طريقة الانسداد الخيط، وتم التحقق من استقرار وموثوقية النموذج. بالإضافة إلى ذلك، قمنا بتقييم التغيرات في تدفق الدم الوريدي الدماغي في الفئران بعد تشكيل CVST. بشكل جماعي ، يمثل نموذج SSS-thrombosis SD-rat نموذجا حيوانيا جديدا CVST يتم إنشاؤه بسهولة ، ويقلل من الصدمة ، وينتج عنه استقرار جيد ، ويسمح بالتحكم بدقة في التوقيت والموقع الإقفاري.
Introduction
تجلط الجيوب الأنفية الوريدية الدماغية (CVST) هو مرض نادر في الجهاز الوريدي الدماغي الذي يمثل فقط 0.5-1.0٪ من جميع أسباب السكتة الدماغية ولكن لديه معدل حدوث مرتفع نسبيا في الأطفال والشباب1. أثناء تشريح الجثة، تم العثور على CVST أن يكون السبب في 10٪ من وفيات الأمراض الدماغية الوعائية2. يمكن أن يحدث تجلط الدم في أي جزء من الجهاز الوريدي داخل الجمجمة. الجيوب الأنفية القوسية متفوقة (SSS) هي واحدة من المناطق الأكثر تضررا في CVST ويمكن أن تنطوي على الأوعية الدموية متعددة. بسبب تضيق أو انسداد الجيوب الوريدية ، يتم حظر العودة الوريدية داخل الجمجمة ، والتي غالبا ما يصاحبها زيادة الضغط داخل الجمجمة3. المظاهر السريرية للCVST معقدة وتختلف مع مرور الوقت; على الرغم من عدم وجود خصوصية الأعراض، وتشمل الأعراض الأكثر شيوعا الصداع (77.2٪)، والمضبوطات (42.7٪)، والعجز العصبي (39.9٪). في الحالات الشديدة ، قد تحدث غيبوبة وحتى الموت4،5. في السنوات الأخيرة، وبسبب التحسن العام في المعايير الطبية والصحية والوعي بالصحة العامة، تغيرت نسبة عوامل الخطر ذات الصلة، وانخفضت نسبة الصدمات والعدوى، وارتفعتتدريجيا نسبةCVST الناجمة عن الحمل، والبريوم، ووسائل منع الحمل عن طريق الفم، وغيرها من الأسباب 5 .
في الوقت الحاضر ، لا يزال مرض CVST غير مفهوم جيدا. لاستكشاف CVST في العمق ، هناك حاجة إلى مزيد من البحوث المرضية الفسيولوجية. ومع ذلك، فإن معظم هذه الطرق البحثية الغازية وبالتالي من الصعب تنفيذها سريريا. نظرا للعديد من القيود على البحوث السريرية، والنماذج الحيوانية لها مزايا لا تعوض من حيث البحوث الأساسية والتواتيالية.
سبب CVST معقد ، حيث غالبا ما لا يتم التعرف على بدايته الأولية وموقع تكوين الجلطة متغير للغاية. لحسن الحظ، يمكن للنماذج الحيوانية تحقيق سيطرة أفضل على هذه العوامل. في العقود القليلة الماضية، تم إنشاء مجموعة متنوعة من نماذج الحيوانات CVST، ولكل نموذج عيوبه الخاصة. وفقا لأساليب الإنتاج المختلفة، يمكن تقسيمها تقريبا إلى الفئات التالية: نموذج SSS-ربطبسيطة 6،7؛ SSS الداخلية الحقن مسرع نموذج8; النموذج تجلط SSS الناجم عن فيريريك-كلوريد9; نموذج تجلط SSS الناجم عن الكيماويات الضوئية10؛ وصنع الذاتي الانسداد- انسداد SSS نموذج11. ومع ذلك ، فإن معظم هذه النماذج غير قادرة على التحايل على الأضرار الغازية التي لحقت قشرة الدماغ للحيوان وغير قادرة على التحكم بدقة في الوقت والمكان الإقفاري. في بعض النماذج، سوف الخفقان إعادة تشكيل تلقائيا. في نماذج أخرى، يصبح SSS انسداد بشكل دائم. وبالإضافة إلى ذلك، قد تؤثر العمليات المعقدة و/أو الإصابات الخطيرة على النتائج المرضية الفسيولوجية اللاحقة في هذه النماذج.
في هذه الدراسة، تم إدراج سد الموضوع في SSS من الفئران سبراغ دولي (SD) لإنشاء بنجاح نموذج CVST التي قللت من الضرر، وتمكين السيطرة الدقيقة، وأسفرت عن استقرار جيد. بالإضافة إلى ذلك، تم الجمع بين التصوير بالرنين المغناطيسي للحيوانات الصغيرة (MRI) وتصوير تدفق الدم بقع الليزر للتحقق من فعالية النموذج. قمنا بتقييم التغيرات في تدفق الدم الدماغي قبل وبعد إنشاء نموذجنا ، وكذلك تقييم استقرار نموذجنا ، ووضع الأساس لمزيد من الدراسات التي تستكشف حدوث وتطور وآليات الفيزيولوجيا المرضية ذات الصلة من CVST.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
وقد وافقت لجنة المعايير والاخلاق الطبية بجامعة ونتشو الطبية على الاجراءات المتعلقة بمواضيع الحيوانات و تتفق مع التشريع الصينى الخاص باستخدام ورعاية المختبرات.
1. إعداد المكونات الموضوع، الفئران SD، والمعدات التجريبية
- استخدام موضوع النايلون مع قطر 0.28 ملم كجسم الرئيسي للقابس الموضوع.
ملاحظة: يجب أن تكون ليونة و صلابة الخيط النايلون معتدلة. - تغطية نهاية واحدة من الخيط النايلون مع مواد السيليكون. طول الجزء السيليكون من المكونات الموضوع هو ما يقرب من 1.2 سم، وقطرها هو ما يقرب من 1.2 ملم. نهاية الرأس مدببة ، وجزء السيليكون أسطواني. حجز آخر 5-7 سم. الخيط النايلون من السهل المشبك ويمكن قطع وفقا لاحتياجات محددة بعد العملية.
- استخدام الإيثانول 75٪ لنقع المكونات الموضوع لمدة 3 دقائق قبل العملية وشطف أي الإيثانول المتبقية مع المالحة العادية قبل توصيل.
- حدد 12 الفئران SD الذكور وزنها بين 280 و 320 غرام، وتقسيمها عشوائيا إلى مجموعة وهمية ومجموعة تجريبية (ن = 6 لكل مجموعة). بعد أسبوع من التكيف البيئي، بسرعة الفئران لمدة 12 ساعة وحرمان المياه لهم لمدة 4 ساعة قبل العملية.
- قم بإعداد المعدات التجريبية التالية اللازمة للتجربة: آلة تخدير حيوانية صغيرة ، وأداة ستيريوتاكسيك في الدماغ ، ومجهر تشريح ، وحفر جمجمة عالي السرعة ، ومقص ، وملاقط ، وملقط الأوعية الدموية ، وحامل إبرة ، وخيط إبرة ، وحقنة 2 مل ، ونظام تصوير تدفق الدم بالليزر ، وماسح التصوير بالرنين المغناطيسي للحيوانات الصغيرة.
2. بناء SD-Rat SSS-Embolization نموذج عبر الانسداد مؤشر الترابط
- ضع فأر SD في صندوق تحريض التخدير واستخدم جهاز تخدير حيواني صغير لتقديم 4٪ isoflurane للحث على التخدير. بعد ذلك ، استخدم ملقط للتأكد من أن الأطراف الخلفية للفئران SD و أصابع قدم لا تستجيب لقرص معتدل.
- بسرعة إصلاح ratwith SD حلق الشعر العلوي في موقف عرضة على جهاز ستيريوتاكسيك الدماغ. الحفاظ على التخدير مع 1.5-2.0٪ isoflurane (بسرعة 0.5 لتر / دقيقة)، وتحقيق الاستقرار في معدل التنفس في 40-60 نفسا / دقيقة. تثبيت درجة حرارة جسم الجرذ عن طريق وسادة التدفئة في 37±0.2 درجة مئوية.
- تطبيق زيوت التشحيم العين العيون العقيمة بعد وضع الفئران على الإطار ستيريوتاكسيك لحماية القرنيات من التجفيف أثناء التخدير.
- تعقيم السطح على الجزء العلوي من رأس الجرذ مع 5٪ بوفيدوني اليود بالتناوب ثلاث مرات مع الإيثانول 75٪. إجراء شق الجلد (2.0 سم طويلة) في منتصف الرأس، ومن ثم قشر بعناية قبالة اللفافة العليا والبيريوستيوم لفضح الجمجمة تماما.
- تأكيد مواقف فونتانيل الأمامية، فونتانيل الخلفي، خياطة التاجية، خياطة القوس، وامتصاص عظم الرنجة.
- استخدم المنطقة الواقعة بين الغرزة التاجية وخياطة عظم الرنجة كمنطقة مراقبة لتدفق الدم. لمنع الجمجمة من التأثير على الملاحظة أثناء تصوير تدفق الدم بقع الليزر، رقيقة الجمجمة في منطقة المراقبة حتى الأوعية الدموية مرئية بوضوح. يجب أن يكون حجم الجمجمة الرقيقة حوالي 1.0 سم × 1.0 سم. يتم تنفيذ هذه الخطوة وما يلي تحت المجهر تشريح.
- أثناء طحن الجمجمة، استخدم المالحة ذات درجة الحرارة العادية لشطف المثقاب مرارا وتكرارا لتجنب الحروق عالية الحرارة في قشرة الدماغ.
- استخدام حفر عالية السرعة لطحن الجمجمة داخل 6.0 مم × 4.0 مم نافذة العظام تركزت في bregma لفضح SSS من منطقة bregma.
- استخدام المالحة العادية لتبريد الجمجمة أثناء طحن. عندما تصبح الجمجمة رقيقة، استخدم الملاقط لإزالة قطع العظام المتبقية بعناية لتجنب تمزق جهاز الSSS.
- اختيار المكونات الموضوع مناسبة، واستخدام نقطة bregma SSS كنقطة المكونات، ثقب بعناية مع إبرة حقنة 2 مل، وإدراج بسرعة رأس سد الموضوع في نقطة المكونات.
- في هذا الوقت، يجب أن تكون الزاوية بين نهاية رأس توصيل مؤشر الترابط وSSS حوالي 30-45 درجة؛ ثم ضبط الزاوية بين نهاية المكونات الخيط وSSS إلى 0-10 درجة، وإدراج ببطء SSS في المركز حتى يصل الرأس إلى الحافة الخلفية لالتقاء الجيوب الأنفية. بعد ذلك، قطع الجزء الزائد من الذيل.
ملاحظة: قد يحدث نزيف سريع عند ثقب SSS. إذا كان لا يمكن إدراج نهاية المكونات الموضوع بسرعة في نقطة التوصيل في وقت واحد، واستخدام الشاش الصغيرة أو القطن الكرة للضغط بلطف نقطة المكونات في حين تنزلق ببطء إلى أسفل لفضح نقطة المكونات بعناية، ومن ثم إدراج بسرعة نهاية الترباس الأسلاك في SSS. بعد إدخال قابس الخيط ، إذا كان هناك نزيف عند نقطة التوصيل ، يمكن استخدام مواد الهيموستاتيكي مثل إسفنجة الجيلاتين لوقف النزيف.
- في هذا الوقت، يجب أن تكون الزاوية بين نهاية رأس توصيل مؤشر الترابط وSSS حوالي 30-45 درجة؛ ثم ضبط الزاوية بين نهاية المكونات الخيط وSSS إلى 0-10 درجة، وإدراج ببطء SSS في المركز حتى يصل الرأس إلى الحافة الخلفية لالتقاء الجيوب الأنفية. بعد ذلك، قطع الجزء الزائد من الذيل.
3. الكشف عن تدفق الدم على سطح الدماغ من الفئران SD
- استخدم مصدر ضوء ليزر لإلقاء الضوء بشكل موحد على منطقة مراقبة تدفق الدم. يتم جمع الضوء المنعكس بواسطة كاميرا ويتم إرساله إلى جهاز كمبيوتر للتحليل. استخدم إعدادات المعلمة التالية لنظام تصوير تدفق الدم بالليزر: الطول الموجي: λ = 785 نانومتر؛ ووقت التعرض للصورة: T = 10 مللي ثانية.
- مركز منطقة رصد تدفق الدم SD-rat في مجال الرؤية لنظام تصوير تدفق الدم بالليزر وإجراء مراقبة مستمرة لتدفق الدم على سطح الدماغ لمدة 2 دقيقة. جمع ومعالجة بيانات تدفق الدم قبل وبعد الانسداد لكل فأر SD، والحصول على خريطة تدفق الدم بقع الليزر للمنطقة التي لوحظت.
- شطف المنطقة التي تعمل بشكل متكرر مع المالحة العادية لغسل حطام العظام وبقايا. خياطة الجلد (0 # الخيط) وتطهير مع iodophor.
- الحفاظ على درجة حرارة الجسم حتى يستيقظ الجرذ بعد الجراحة ومن ثم منزل في قفص واحد مع الغذاء والماء المقدمة libitum الإعلانية. لا يمكن توصيل المجموعة الصورية.
- بعد اكتمال جمع البيانات، قم بإجراء ما بعد المعالجة.
- الاختيار الكامل للمنطقة ذات الأهمية (ROI) عن طريق الأدوات التي يوفرها برنامج نظام التصوير تدفق الدم الليزر بقع. القيم التي تم الحصول عليها هي متوسط قيمة تدفق الدم في عائد الاستثمار، وقيم تدفق الدم الدماغي المحلي قبل وبعد الانصمام. استخدم قيمة تدفق الدم قبل الانسداد كقيمة الأساس.
- حدد أربعة مؤشرات استثمار وقياس التغير النسبي في تدفق الدم الدماغي في كل عائد استثمار، معبرا عنه على أنه التغير في المائة من قيمة الأساس.
4. الكشف عن موقف الخيط على الحيوانات الصغيرة MRI
- استخدم معلمات التصوير T2 المرجحة التالية (T2WI) لنظام التصوير بالرنين المغناطيسي: وقت الصدى (TE) = 33 مللي ثانية، وقت التكرار (TR) = 3000 مللي ثانية ، عدد الإثارة (NEX) = 4 ، شرائح = 28 ، سمك الشريحة = 0.8 مم ، حجم المصفوفة = 256 * 256 مم 2 ،زاويةالوجه = 80 درجة ، مجال الرؤية (FOV) = 30 * 30 مم2، وقت المسح الضوئي = 6 دقائق 24 ثانية ؛ تم تعيين معلمات تصوير الأوعية بالرنين المغناطيسي (MRA) على النحو التالي: TE = 4.4 مللي ثانية، TR = 12 مللي ثانية، NEX = 4، شرائح = 80، سمك الشريحة = 0.4 مم، حجم المصفوفة = 256* 256 مم2، زاويةالوجه = 80 درجة، FOV = 30* 30 مم2،وقت المسح الضوئي = 16 دقيقة 23 ثانية 40 مللي ثانية.
- إصلاح الحيوان على جدول المسح بالرنين المغناطيسي، ومعايرة موقف الدماغ عن طريق تحديد المواقع المسح الضوئي، وإجراء T2WI وMRA تسلسل المسح الضوئي بعد تأكيد الموقف.
- استخدام التخدير المستمر عن طريق آلة التخدير الحيواني أثناء الكشف. ثم، القتل الرحيم الفئران SD عن طريق الحقن داخل الصفاق من البنتوباربيتال المفرط.
- الحصول على الصورة ومعالجة ما بعد: بعد جمع بيانات الصورة، من أجل مراقبة حالة المكونات الموضوع في SSS أكثر وضوحا، واستخدام طريقة تعزيز اللون الزائفة لعرض صورة T2WI من الدماغ الفئران.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
لإنشاء نموذج SD-rat SSS-thrombosis عن طريق طريقة الخياطة ، يجب إعداد الغرز مسبقا(الشكل 1A)، ويجب إعداد المعدات اللازمة للتجربة(الشكل 1B). نظرا للطبيعة الحساسة للعملية ، يجب إكمال إعداد النموذج تحت مجهر تشريح. تظهر الخطوات الرئيسية في الشكل 2. لتسهيل وصف التفاصيل المحددة لمراقبة تدفق الدم للنموذج ، يشير الشكل 3B إلى منطقة مراقبة تدفق الدم ، ونافذة العظام ، ونقطة التوصيل ، ويظهر أيضا حالة قابس الخيط الذي تم إدخاله في SSS (الشكل 3C). بعد الانتهاء من إعداد النموذج ، يتم استخدام تصوير تدفق الدم بالليزر للكشف عن تدفق الدم على سطح الدماغ للفئران SD (الشكل 4A، B). ويبين الشكل 4C أن تدفق الدم في الأوردة SSS وجسر (BVs) انخفض بشكل كبير مقارنة مع تلك الموجودة في الشريان الدماغي الأوسط (MCA) والشعيرات الدموية (CAPs). بعد ذلك، يتم استخدام التصوير بالرنين المغناطيسي للحيوانات الصغيرة للكشف عن حالة المكونات الخيط في SSS من الموضع الأفقي (الشكل 5A)،موقف القوس (الشكل 5B)،والموقف التاجي (الشكل 5C). تظهر الصور أن قابس مؤشر الترابط في مكانه ، مما يؤكد انصمام SSS.
الشكل 1. صورة من الانسداد الخيط والظروف التجريبية. (أ) صورة من الانسداد الخيط عصامي (أ: رأس الانسداد الخيطي، ب: الموضوع- الانسداد الجسم). شريط المقياس = 5 مم (B) المعدات الرئيسية المطلوبة لهذه التجربة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2. الخطوات الرئيسية لنموذج SD-rat SSS-تجلط الدم. (أ) المشبك أصابع من الأطراف الخلفية للجرذ SD مع ملقط للتحقق من التخدير الناجح. (ب) إصلاح الفئران SD على جهاز ستيريوتاكسيك وتعقيم السطح على الجزء العلوي من الرأس. (ج) قطع الجلد. (د) قشر قبالة اللفافة العليا والبيريوستيوم، وفضح الجمجمة تماما. (ه)حفر وتلميع منطقة المراقبة وجمجمة نافذة العظام حتى الأوعية الدموية مرئية بوضوح. (F) إزالة شظايا العظام بعناية في نافذة العظام مع ملقط لتجنب تمزق SSS. (G) حدد قابس مؤشر ترابط مناسب. (H) استخدام إبرة حقنة لثقب نقطة التوصيل وإدراج المكونات الموضوع بسرعة. (I) ضبط الزاوية بين التوصيل مؤشر الترابط وSSS. (J) إدراج خياطة ببطء. (K) حتى تصل الحافة الخلفية لالتقاء الجيوب الأنفية. (L) خياطة فروة الرأس. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3. مراقبة وتشغيل الفئران SD. (أ)تم عرض المعالم التشريحية للجمجمة العلوية للفئران SD لتسهيل موقع SSS (أ: bregma، b: bregma الخلفي). (ب)المنطقة الحمراء الدائرية المستطيلة هي منطقة مراقبة تدفق الدم، والمنطقة الزرقاء المستديرة المستطيلة هي نافذة العظام. المنطقة الدائرية الحمراء هي نقطة التوصيل ، ويشير السهم إلى الجيوب الأنفية القوسية المتفوقة. (C) حالة القابس المدرجة في SSS من نقطة التوصيل (السهم الأزرق). يشير السهم الأبيض إلى جسم القابس، بينما يشير السهم الأحمر إلى رأس الخيط. شريط المقياس = 2 مم. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4. مقارنة تدفق الدم قبل وبعد إدراج الانسداد الخيطي. الليزر بقع الدم تدفق التصوير من تدفق الدم الدماغي للفئران SD (أ) قبل و (ب) بعد الانسداد. يمثل العمود الأزرق إلى الأحمر على اليمين نطاق قيم تدفق الدم من الصغيرة إلى الكبيرة. في (A)، يتم وضع علامة على عائد الاستثمار المحدد (أ: SSS، b: BV، c: MCA، d: CAP). (ج)يظهر رسم بياني شريطي لتدفق الدم الدماغي النسبي (CBF). كشف تحليل التباين في اتجاه واحد عن انخفاض كبير في تدفق الدم في SSS و BV (# P <0.001 مقابل MCA و CAP؛ * P <0.001 مقابل MCA و CAP). مقياس الشريط = 1 مم. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 5. نتائج التحقق من التصوير بالرنين المغناطيسي. يظهر التصوير بالرنين المغناطيسي للحيوانات الصغيرة حالة قابس الخيط (الذي يظهره السهم الأسود) في SSS من الوضع الأفقي(A)، القوس(B)، ومواضع الإكليلية(C). شريط المقياس = 2 مم. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
| CVST نموذج الحيوان | القيود |
| نموذج بسيط SSS ربط | تلف قشرة الدماغ، مغلق بشكل دائم |
| نموذج مسرع الحقن الداخلي SSS | تلف قشرة الدماغ، إعادة تصغير تلقائيا، والوقت الإقفاري والموقع غير دقيقة |
| نموذج تجلط SSS الناجم عن كلوريد الحديديك | تلف قشرة الدماغ، إعادة تصغير تلقائيا |
| نموذج تجلط SSS الناجم عن الكيماويات الضوئية | تلف قشرة الدماغ، إعادة تصغير تلقائيا |
| نموذج الانسداد والانسداد الذاتي الصنع | تلف قشرة الدماغ، مغلق بشكل دائم، وعمليات معقدة |
الجدول 1: عيوب نماذج الحيوانات CVST.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
في هذه الدراسة، تم إنشاء نوع جديد من نموذج CVST بنجاح عن طريق إدراج سد العجز الموضوع عصامي في SSS من الفئران SD. بالإضافة إلى ذلك ، تم الجمع بين تصوير تدفق الدم بالليزر والتصوير بالرنين المغناطيسي للحيوانات الصغيرة لرصد التغيرات في تدفق الدم على سطح الدماغ من فئران SD قبل وبعد الانسداد من أجل توحيد التوقيت والموقع الإقفاري.
في عام 1989 ، أدلى Longa وآخرون نموذج انسداد MCA عكسها عن طريق إدخال رجعي خياطة النايلون عصامي في الشريان السباتي الخارجي للفئران12. لتحسين استقرار هذا النموذج، وقد أدخلت عدة طرق محسنة منذ13. هذا النموذج انسداد MCA تمكن توقيت دقيق الإقفارية والموقع, من السهل إعادة زراعة, وقد استخدمت على نطاق واسع في البحوث الأساسية التحقيق السكتة الدماغية الشريانية14,15. في هذه الدراسة ، وبناء على تصميم نموذج MCAO ، تم إنشاء نموذج CVST جديد عن طريق إدخال قابس مؤشر ترابط ذاتي الصنع في مركز وضع بدء SSS.
لتوضيح الآليات المسببة للأمراض من CVST، تم إنشاء وتنفيذ مجموعة متنوعة من النماذج الحيوانية (الجدول 1). نموذج بسيط SSS ربط لا يمكن تجنب الأضرار التي لحقت قشرة الدماغ الحيوان6,7. نموذج التخثر SSS-تجلط الدم الناجم عن فيريريك-كلوريد يسبب أيضا ضررا لا محالة لقشرة الدماغ الحيوان بسبب سمية كلوريد الحديديك9. كنموذج بديل، يمكن إدخال قابس الخيط في SSS من أجل تجنب الاتصال تماما مع قشرة الدماغ، والتي يمكن أن تساعد على التخفيف من أي ضرر القشرية. يستخدم نموذج مسرع الحقن الداخلي SSS طريقة كيميائية ضوئية للحث على التجلط مع إمكانية إعادة التكبر8؛ يستخدم هذا النموذج قابس النايلون الخيط عصامي للحث على الانسداد موثوق بها في مكان ثابت. من الصعب تحديد الانصمام المستخدم في نموذج الانصمام والانسداد الذاتي الصنع ، مما يزيد من الضرر الذي يلحق بالخلايا البطانية الوعائية ولا يمكن إعادة نمذجة11. يرصد المكونات الموضوع عصامي المستخدمة في هذا النموذج من موضوع النايلون وهلام السيليكا. هذه المواد لديها نسيج مرن وسطح أملس نسبيا، والتي تقلل من الضرر الناجم عن المواد نفسها إلى قشرة الدماغ والخلايا البطانية SSS أثناء عملية النمذجة. هناك اختلافات فردية في قطر SSS في الفئران SD. لاستبعاد تأثير هذه المعلمة، يتم تحديد مواصفات المكونات مؤشر الترابط استنادا إلى البيانات التي تم الحصول عليها من قياسات متعددة من SSS وتجربة التشغيل واحد. وبالإضافة إلى ذلك، فإن مثل هذه الإصابة تتعافى بسهولة بعد سحب المكونات، مما يوفر إمكانية لإعادة تحديد اركان SSS اللاحقة.
نجحت هذه الدراسة الحالية في إنشاء نموذج CVST جديد قلل من الضرر، ومكن من التحكم الدقيق، وأسفر عن استقرار جيد. بالإضافة إلى ذلك، تم الجمع بين التصوير بالرنين المغناطيسي للحيوانات الصغيرة والتصوير بالليزر بقع تدفق الدم للتحقق من استقرار النموذج وتقييم الدم الدماغي قبل وبعد الانسداد. وتوفر النتائج والبروتوكول الحاليان معا أساسا لمزيد من الدراسات لاستكشاف الآليات الفسيولوجية المرضية للسيرفوفيزيولوجيا ذات الصلة في CVST وتطويرها وما يتصل بها.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ويعلن أصحاب البلاغ أنه ليس لديهم مصالح مالية متنافسة.
Acknowledgments
تم دعم هذه الدراسة من قبل مؤسسة البحث العلمي منحة للمواهب رفيعة المستوى، جامعة فوجيان للطب الصيني التقليدي (X2019002-المواهب).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2 mL syringe | Becton,Dickinson and Company | 301940 | |
| brain stereotaxic instrument | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | 68025 | |
| dissecting microscope | Wuhan SIM Opto-technology Co. | SIM BFI-HR PRO | |
| high-speed skull drill | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | 78046 | |
| laser-speckle blood-flow imaging system | Wuhan SIM Opto-technology Co. | SIM BFI-HR PRO | |
| needle holder | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F31022-12 | |
| needle thread | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F33303-08 | |
| scissors | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | S13029-14 | |
| silica gel | Heraeus Kulzer | 302785 | |
| small animal anesthesia machine | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | R540 | |
| small-animal MRI | Bruker Medical GmbH | Biospec 94/30 USR | |
| tweezers | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F11029-11 | |
| vascular forceps | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F22003-09 |
References
- Bousser, M. G., Ferro, J. M. Cerebral venous thrombosis: an update. Lancet Neurology. 6 (2), 162-170 (2007).
- Guenther, G., Arauz, A. Cerebral venous thrombosis: A diagnostic and treatment update. Neurologia. 26 (8), 488-498 (2011).
- Stam, J. Thrombosis of the cerebral veins and sinuses. New England Journal of Medicine. 352 (17), 1791-1798 (2005).
- Einhäupl, K., et al. EFNS guideline on the treatment of cerebral venous and sinus thrombosis in adult patients. European Journal of Neurology. 17 (10), 1229-1235 (2010).
- Coutinho, J. M., Zuurbier, S. M., Stam, J. Declining mortality in cerebral venous thrombosis: a systematic review. Stroke. 45 (5), 1338-1341 (2014).
- Gotoh, M., Ohmoto, T., Kuyama, H. Experimental study of venous circulatory disturbance by dural sinus occlusion. Acta Neurochir (Wien). 124 (2-4), 120-126 (1993).
- Miyamoto, K., Heimann, A., Kempski, O. Microcirculatory alterations in a mongolian gerbil sinus-vein thrombosis model. Journal of Clinical Neuroscience. 8 (4), (2001).
- Ungersböck, K., Heimann, A., Kempski, aO. Cerebral Blood Flow Alterations in a Rat Model of Cerebral Sinus Thrombosis. Stroke. 24 (4), (1993).
- Röttger, C., et al. A new model of reversible sinus sagittalis superior thrombosis in the rat: magnetic resonance imaging changes. Neurosurgery. 57 (3), 573-580 (2005).
- Chen, C., et al. Photothrombosis combined with thrombin injection establishes a rat model of cerebral venous sinus thrombosis. Neuroscience. 306, 39-49 (2015).
- Yang, H., Meng, Z., Zhang, C., Zhang, P., Wang, Q. Establishing a new rat model of central venous sinus thrombosis and analyzing its pathophysiological and apoptotic changes. Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 130-135 (2012).
- Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
- Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).
- Wang, E., et al. Mapping tissue pH in an experimental model of acute stroke - Determination of graded regional tissue pH changes with non-invasive quantitative amide proton transfer MRI. Neuroimage. 191, (2019).
- Liu, C., et al. Identification of Vigilin as a Potential Ischemia Biomarker by Brain Slice-Based Systematic Evolution of Ligands by Exponential Enrichment. Analytical Chemistry. 91 (10), 6675-6681 (2019).
