Summary
Hier stellen wir ein neuartiges Sprague-Dawley (SD) Rattenmodell der überlegenen sagittalen Sinus-Thrombose (SSS) mittels einer Thread-Embolisierungsmethode her, und die Stabilität und Zuverlässigkeit des Modells wurden überprüft.
Abstract
Die Mechanismen, die zum natürlichen Beginn der zerebralen venösen Sinusthrombose (CVST) beitragen, sind meist unbekannt, und eine Vielzahl von unkontrollierbaren Faktoren sind im Verlauf der Krankheit beteiligt, was zu großen Einschränkungen in der klinischen Forschung führt. Daher hat die Etablierung stabiler CVST-Tiermodelle, die eine Vielzahl unkontrollierbarer Störfaktoren standardisieren können, dazu beigetragen, Mängel in der klinischen Forschung zu umgehen. In den letzten Jahrzehnten wurden eine Vielzahl von CVST-Tiermodellen erstellt, aber die Ergebnisse, die auf diesen Modellen basieren, waren inkonsistent und unvollständig. Um die pathophysiologischen Mechanismen von CVST weiter zu erforschen, ist es daher notwendig, ein neuartiges und hochkompatibles Tiermodell zu erstellen, das einen wichtigen praktischen Wert und eine wissenschaftliche Bedeutung für die Diagnose und Behandlung von CVST hat. In der vorliegenden Studie wurde ein neuartiges Sprague-Dawley (SD) Rattenmodell der überlegenen sagittalen Sinus-Thrombose (SSS) mittels einer Thread-Embolisierungsmethode ermittelt und die Stabilität und Zuverlässigkeit des Modells überprüft. Zusätzlich haben wir Veränderungen des zerebralen venösen Blutflusses bei Ratten nach der Bildung von CVST bewertet. Zusammenstellt das SD-Ratten-SSS-Thrombose-Modell ein neuartiges CVST-Tiermodell dar, das leicht etabliert werden kann, Traumata minimiert, eine gute Stabilität liefert und eine genaue Steuerung des ischämischen Timings und Standorts ermöglicht.
Introduction
Cerebral venous sinus thrombosis (CVST) ist eine seltene Erkrankung des zerebralen Venensystems, die nur 0,5-1,0% aller Schlaganfallursachen ausmacht, aber eine relativ hohe Vorkommensrate bei Kindern und jungen Erwachsenenhat 1. Während der Autopsie, CVST wurde festgestellt, dass die Ursache für 10% der zerebrovaskulären Erkrankungen Todesfälle2. Thrombose kann in jedem Teil des intrakraniellen venösen Systems auftreten. Der überlegene sagittale Sinus (SSS) ist einer der am häufigsten betroffenen Bereiche in CVST und kann mehrere Blutgefäße umfassen. Aufgrund von Stenose oder Okklusion der venösen Nebenhöhlen wird die intrakranielle venöse Rückkehr blockiert, die oft mit erhöhtem intrakraniellen Druck einhergeht3. Die klinischen Manifestationen von CVST sind komplex und variieren im Laufe der Zeit; Obwohl es an Spezifität der Symptome mangelt, sind die häufigsten Symptome Kopfschmerzen (77,2%), Anfälle (42,7%) und neurologische Defizite (39,9%). In schweren Fällen kann Koma und sogar Tod auftreten4,5. In den letzten Jahren hat sich der Anteil der damit verbundenen Risikofaktoren aufgrund der allgemeinen Verbesserung der medizinischen und gesundheitlichen Standards und des Bewusstseins für die öffentliche Gesundheit verändert, der Anteil der Traumata und Infektionen ist zurückgegangen, und der Anteil der CVST, der durch Schwangerschaft, Puerperium, orale Kontrazeptiva und andere Gründe verursacht wird, hat sich schrittweise erhöht5.
Derzeit ist die Pathogenese von CVST noch nicht gut verstanden. Um CVST eingehend zu erforschen, ist weitere pathophysiologische Forschung erforderlich. Die meisten dieser Forschungsmethoden sind jedoch invasiv und daher schwer klinisch umzusetzen. Aufgrund vieler Einschränkungen der klinischen Forschung haben Tiermodelle unersetzliche Vorteile in der Grundlagen- und Translationsforschung.
Die Ursache von CVST ist komplex, da sein anfänglicher Beginn oft unerkannt ist und die Position der Thrombusbildung sehr variabel ist. Glücklicherweise können Tiermodelle eine bessere Kontrolle dieser Faktoren erreichen. In den letzten Jahrzehnten hat sich eine Vielzahl von CVST-Tiermodellen etabliert, und jedes Modell hat seine eigenen Nachteile. Nach verschiedenen Produktionsmethoden lassen sie sich grob in folgende Kategorien einteilen: das einfache SSS-Ligationsmodell6,7; das SSS-Interne-Injektionsbeschleuniger-Modell8; das Eisenchlorid-induzierte SSS-Thrombosemodell9; das photochemisch-induzierte SSS-Thrombosemodell10; und die selbstgemachte Embolie-Okklusion SSS Modell11. Die meisten dieser Modelle sind jedoch nicht in der Lage, invasive Schäden an der Großhirnrinde des Tieres zu umgehen und sind nicht in der Lage, die ischämische Zeit und den Ort genau zu kontrollieren. Bei einigen Modellen wird der Thrombus spontan wieder kanalisiert; in anderen Modellen wird die SSS dauerhaft ausgesperrt. Darüber hinaus können komplizierte Operationen und/oder schwere Verletzungen nachfolgende pathophysiologische Befunde in diesen Modellen beeinflussen.
In der vorliegenden Studie wurde ein Gewindestecker in die SSS von Sprague-Dawley (SD)-Ratten eingeführt, um erfolgreich ein CVST-Modell zu etablieren, das Schäden minimierte, eine präzise Steuerbarkeit ermöglichte und eine gute Stabilität lieferte. Zusätzlich wurden die Kleintier-Magnetresonanztomographie (MRT) und die Laser-Speckle-Blutfluss-Bildgebung kombiniert, um die Wirksamkeit des Modells zu überprüfen. Wir bewerteten Veränderungen des zerebralen Blutflusses vor und nach der Etablierung unseres Modells und bewerteten die Stabilität unseres Modells und legten damit die Grundlage für weitere Studien zur Erforschung des Vorkommens, der Entwicklung und der damit verbundenen pathophysiologischen Mechanismen von CVST.
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Protocol
Verfahren, an denen Tierkörper beteiligt sind, wurden von der Medizinischen Norm- und Ethikkommission der Medizinischen Universität Wenzhou genehmigt und entsprechen den chinesischen Rechtsvorschriften über die Verwendung und Pflege von Labortieren.
1. Vorbereitung des Gewindesteckers, der SD-Ratten und der Versuchsgeräte
- Verwenden Sie ein Nylongewinde mit einem Durchmesser von 0,28 mm als Hauptkörper des Gewindesteckers.
HINWEIS: Die Weichheit und Härte des Nylonfadens sollte moderat sein. - Bedecken Sie ein Ende des Nylonfadens mit Silikonmaterial. Die Länge des Silikonteils des Gewindesteckers beträgt ca. 1,2 cm, der Durchmesser ca. 1,2 mm. Das Kopfende ist verjüngt, und das Silikonteil ist zylindrisch. Reservieren Sie weitere 5-7 cm. Das Nylongewinde lässt sich leicht einklemmen und kann nach der Operation nach spezifischen Bedürfnissen geschnitten werden.
- Verwenden Sie 75% Ethanol, um den Fadenstecker 3 min vor dem Betrieb einzuweichen und jedes Restethanol mit normaler Saline vor dem Einstecken zu spülen.
- Wählen Sie 12 männliche SD-Ratten mit einem Gewicht zwischen 280 und 320 g aus und teilen Sie sie nach dem Zufallsprinzip in eine Scheingruppe und eine Versuchsgruppe (n = 6 pro Gruppe) auf. Nach einer Woche der Umweltanpassung, schnell die Ratten für 12 h und Wasser-entzug sie für 4 h vor der Operation.
- Bereiten Sie die folgenden experimentellen Geräte vor, die für das Experiment benötigt werden: eine kleine Tieranästhesiemaschine, ein Stereotaxi-Instrument des Gehirns, ein Sezierendes Mikroskop, ein Hochgeschwindigkeits-Schädelbohrer, eine Schere, eine Pinzette, ein Nadelöhr, ein Nadelfaden, eine 2 ml Spritze, ein Laser-Speckle-Blutfluss-Bildgebungssystem und ein kleintierischer MRT-Scanner.
2. Bau des SD-Rat SSS-Embolisierungsmodells über Gewindeembolisierung
- Legen Sie die SD-Ratte in eine Anästhesie-Induktionsbox und verwenden Sie eine kleintierische Anästhesiemaschine, um 4% Isofluran zu liefern, um Anästhesie zu induzieren. Danach verwenden Sie Zangen, um zu bestätigen, dass die Hinterbeine und Zehen der SD-Ratte nicht auf moderates Kneifen reagieren.
- Beheben Sie schnell die SD-Ratte mit rasierten Oberhaaren in der anfälligen Position auf einem Stereotaxie-Gerät des Gehirns. Halten Sie die Anästhesie mit 1,5-2,0% Isofluran (bei einer Geschwindigkeit von 0,5 l/min) aufrecht und stabilisieren Sie die Atemfrequenz bei 40-60 Atemnot/min. Stabilisieren Sie die Körpertemperatur der Ratte über ein Heizkissen bei 37±0,2 °C.
- Tragen Sie steriles ophthalmologisches Augenschmiermittel auf, nachdem die Ratte auf den stereotaxic Rahmen gelegt wurde, um die Hornhaut während der Anästhesie vor dem Trocknen zu schützen.
- Sterilisieren Sie die Oberfläche auf der Oberseite des Kopfes der Ratte mit 5% Povidon Jod abwechselnd dreimal mit 75% Ethanol. Machen Sie einen Hautschnitt (2,0 cm lang) in der Mitte des Kopfes, und dann vorsichtig schälen Sie die obere Faszien und Periost, um den Schädel vollständig freizulegen.
- Bestätigen Sie die Positionen der vorderen Fontanelle, der hinteren Fontanelle, der koronaren Naht, der sagittalen Naht und der Fischgrätnaht.
- Verwenden Sie den Bereich zwischen der koronalen Naht und der Fischgrätnaht als Blutflussbeobachtungsbereich. Um zu verhindern, dass der Schädel die Beobachtung während der Laser-Speckle-Blutfluss-Bildgebung beeinflusst, dünnen Sie den Schädel im Beobachtungsbereich, bis die Blutgefäße deutlich sichtbar sind. Die Größe des ausgedünnten Schädels sollte ca. 1,0 cm × 1,0 cm betragen. Dieser Schritt und die folgenden Schritte werden alle unter einem Sezierendes Mikroskop durchgeführt.
- Verwenden Sie beim Schädelschleifen Normaltemperatur-Saline, um den Bohrer wiederholt zu spülen, um Hochtemperaturverbrennungen an der Großhirnrinde zu vermeiden.
- Verwenden Sie einen Hochgeschwindigkeitsbohrer, um den Schädel innerhalb eines 6,0 mm x 4,0 mm Knochenfensters zu schleifen, das bei Bregma zentriert ist, um die SSS des Bregma-Bereichs freizulegen.
- Verwenden Sie normale Saline, um den Schädel während des Schleifens zu kühlen. Wenn der Schädel dünn wird, verwenden Sie eine Pinzette, um die restlichen Knochenstücke vorsichtig zu entfernen, um ein Reißen der SSS zu vermeiden.
- Wählen Sie einen geeigneten Gewindestecker, verwenden Sie den SSS Bregma-Punkt als Steckpunkt, durchstechen Sie ihn vorsichtig mit einer 2 ml Spritzennadel und setzen Sie den Gewindesteckerkopf schnell in den Steckpunkt ein.
- Zu diesem Zeitpunkt sollte der Winkel zwischen dem Ende des Gewindesteckerkopfes und dem SSS etwa 30-45° betragen; Passen Sie dann den Winkel zwischen dem Ende des Gewindesteckers und dem SSS auf 0-10 Grad an, und legen Sie die SSS langsam in die Mitte ein, bis der Kopf den hinteren Rand des Sinuszusammenflusses erreicht. Danach schneiden Sie den überschüssigen Teil des Schwanzes ab.
HINWEIS: Schnelle Blutungen können auftreten, wenn die SSS punktiert ist. Wenn das Ende des Gewindesteckers nicht gleichzeitig schnell in den Steckerpunkt eingesetzt werden kann, verwenden Sie eine kleine Gaze oder Eine Baumwollkugel, um den Steckerpunkt vorsichtig zu drücken, während Sie langsam nach unten gleiten, um den Steckerpunkt vorsichtig freizulegen, und legen Sie dann schnell das Ende der Drahtschraube in die SSS ein. Nachdem der Gewindestecker eingesetzt wurde, können hämostatische Materialien wie ein Gelatineschwamm verwendet werden, um die Blutung zu stoppen, wenn es am Steckpunkt blutungen.
- Zu diesem Zeitpunkt sollte der Winkel zwischen dem Ende des Gewindesteckerkopfes und dem SSS etwa 30-45° betragen; Passen Sie dann den Winkel zwischen dem Ende des Gewindesteckers und dem SSS auf 0-10 Grad an, und legen Sie die SSS langsam in die Mitte ein, bis der Kopf den hinteren Rand des Sinuszusammenflusses erreicht. Danach schneiden Sie den überschüssigen Teil des Schwanzes ab.
3. Erkennung des Blutflusses auf der Gehirnoberfläche von SD-Ratten
- Verwenden Sie eine Laserlichtquelle, um den Blutflussbeobachtungsbereich gleichmäßig zu beleuchten. Das reflektierte Licht wird von einer Kamera erfasst und zur Analyse an einen Computer übertragen. Verwenden Sie die folgenden Parametereinstellungen für das Laser-Speckle-Blutstrom-Bildgebungssystem: Wellenlänge: = 785 nm; und Bildbelichtungszeit: T = 10 ms.
- Zentrieren Sie den SD-Ratten-Blutfluss-Beobachtungsbereich in das Sichtfeld des laser-speckle Blut-Flow-Bildgebungssystems und führen Sie eine kontinuierliche Überwachung des Blutflusses auf der Hirnoberfläche für 2 min durch. Sammeln und verarbeiten Sie die Blutflussdaten vor und nach der Embolisation für jede SD-Ratte und erhalten Sie die Laser-Speckle-Blutflusskarte des beobachteten Bereichs.
- Spülen Sie den betätigten Bereich wiederholt mit normaler Saline ab, um Knochenreste und Rückstände wegzuwaschen. Nahn Die Haut (0-Faden) und desinfizieren Sie mit Iodophor.
- Halten Sie die Körpertemperatur, bis die Ratte nach der Operation erwacht und dann in einem einzigen Käfig mit Nahrung und Wasser bereitgestellt ad libitum. Die Scheingruppe kann nicht geschlossen werden.
- Führen Sie nach Abschluss der Datenerfassung die Nachbearbeitung durch.
- Vollständige Auswahl der Region von Interesse (ROI) über die Werkzeuge, die von der Laser-Speckle-Blutstrom-Bildgebungssystem-Software zur Verfügung gestellt werden. Die ermittelten Werte sind der durchschnittliche Blutflusswert im ROI und die lokalen Hirn-Blut-Flow-Werte vor und nach der Embolisation. Verwenden Sie den Blutflusswert vor der Embolisation als Basiswert.
- Wählen Sie vier ROIs aus, und messen Sie die relative Veränderung des zerebralen Blutflusses in jedem ROI, ausgedrückt als prozentuale Veränderung gegenüber dem Basiswert.
4. Nachweis der Fadenposition bei Kleintieren MRT
- Verwenden Sie die folgenden T2-gewichteten Bildgebungsparameter (T2WI) für das MRT-Bildgebungssystem: Echozeit (TE) = 33 ms, Wiederholungszeit (TR) = 3000 ms, Anregungszahl (NEX) = 4, Slices = 28, Scheibendicke = 0,8 mm, Matrixgröße = 256*256 mm2, Drehwinkel = 80°, Sichtfeld (FOV) = 30*30 mm2, Scanzeit = 6 min 24 s; Magnetresonanz-Angiographie(MRA)-Parameter wurden wie folgt eingestellt: TE = 4,4 ms, TR = 12 ms, NEX = 4, Scheiben = 80, Scheibendicke = 0,4 mm, Matrixgröße = 256*256 mm2, Drehwinkel = 80°, FOV = 30*30 mm2, Scanzeit = 16 min 23 sec 40 ms.
- Fixieren Sie das Tier auf dem MRT-Scantisch, kalibrieren Sie die Gehirnposition durch Positionsscanning und führen Sie T2WI- und MRA-Sequenzscans durch, nachdem Sie die Position bestätigt haben.
- Verwenden Sie kontinuierliche Anästhesie über die Tieranästhesiemaschine während des Nachweises. Dann, euthanisieren Sie die SD-Ratten durch intraperitoneale Injektion von übermäßigem Pentobarbital.
- Bildaufnahme und Nachbearbeitung: Verwenden Sie nach dem Sammeln der Bilddaten, um den Zustand des Gewindesteckers im SSS deutlicher zu beobachten, die Pseudo-Farbverbesserungsmethode, um das T2WI-Bild des Rattenhirns anzuzeigen.
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Representative Results
Um das SD-Ratten-SSS-Thrombosemodell über die Nahtmethode zu ermitteln, sollte die Naht im Voraus vorbereitet werden (Abbildung 1A), und die für das Experiment erforderliche Ausrüstung (Abbildung 1B) sollte vorbereitet werden. Aufgrund der heiklen Art der Operation muss die Vorbereitung des Modells unter einem Sezierendes Mikroskop abgeschlossen werden. Die wichtigsten Schritte sind in Abbildung 2dargestellt. Um die Beschreibung der spezifischen Details der Blutflussbeobachtung des Modells zu erleichtern, markiert Abbildung 3B den Blutflussbeobachtungsbereich, das Knochenfenster und den Steckpunkt und zeigt auch den Zustand des in den SSS eingesetzten Gewindesteckers (Abbildung 3C). Nach Abschluss der Vorbereitung des Modells wird die Laser-Speckle-Blutfluss-Bildgebung verwendet, um den Blutfluss auf der Hirnoberfläche von SD-Ratten zu erkennen (Abbildung 4A, B). Abbildung 4C zeigt, dass der Blutfluss in den SSS- und Brückenvenen (BVs) im Vergleich zu den Inlandskörpern der mittleren Hirnarterie (MCA) und Kapillaren (CAPs) signifikant verringert wurde. Als nächstes wird die kleintierische MRT verwendet, um den Zustand des Gewindesteckers im SSS von der horizontalen Position (Abbildung 5A), der sagittalen Position (Abbildung 5B) und der koronalen Position (Abbildung 5C) zu erkennen. Die Bilder zeigen, dass der Gewindestecker vorhanden ist, was die Embolisierung des SSS bestätigt.
Abbildung 1. Bild von Fadenembolie und experimentellen Bedingungen. (A) Bild der selbstgemachten Fadenembolie (a: Fadenemboliekopf, b: Fadenemboliekörper). Maßstabsleiste = 5 mm. (B) Hauptausrüstung für dieses Experiment erforderlich. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2. Die Hauptschritte des SD-Ratten-SSS-Thrombosemodells. (A) Klemmen Sie die Zehen der Hinterbeine der SD-Ratte mit Zangen, um eine erfolgreiche Anästhesie zu überprüfen. (B) Befestigen Sie die SD-Ratte auf einem stereotaxic Gerät und sterilisieren Sie die Oberfläche auf der Oberseite des Kopfes. (C) Schneiden Sie die Haut. (D) Schälen Sie die obere Faszien und Periost, und vollständig den Schädel aussetzen. (E) Bohren und polieren Sie den Beobachtungsbereich und den Schädel des Knochenfensters, bis die Blutgefäße deutlich sichtbar sind. (F) Entfernen Sie vorsichtig die Knochenfragmente am Knochenfenster mit Zangen, um ein Reißen der SSS zu vermeiden. (G) Wählen Sie einen geeigneten Gewindestecker aus. (H) Verwenden Sie eine Spritzennadel, um den Steckerpunkt zu durchbohren und den Gewindestecker schnell einzulegen. (I) Passen Sie den Winkel zwischen dem Gewindestecker und dem SSS an. (J) Fügen Sie die Naht langsam ein. (K) bis die Spitze den hinteren Rand des Sinuszusammenflusses erreicht. (L) Naht die Kopfhaut. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3. Beobachtung und Betrieb von SD-Ratten. (A) Anatomische Landmarken des obersten Schädels von SD-Ratten wurden angezeigt, um die Lage von SSS zu erleichtern (a: bregma, b: posterior bregma). (B) Der rote abgerundete rechteckige Bereich ist der Blutflussbeobachtungsbereich, und der blaue abgerundete rechteckige Bereich ist das Knochenfenster. Der rote kreisförmige Bereich ist der Steckpunkt, und der Pfeil zeigt auf den überlegenen sagittalen Sinus. (C) Zustand des Steckers, der vom Steckpunkt (blauer Pfeil) in den SSS eingesetzt wird. Der weiße Pfeil zeigt auf den Körper des Steckers, während der rote Pfeil auf den Fadenkopf zeigt. Maßstabsleiste = 2 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4. Vergleich des Blutflusses vor und nach der Einfügung von Fadenembolien. Laser-Speckle Blut-Flow-Bildgebung der zerebralen Durchblutung von SD-Ratten (A) vor und (B) nach Embolisation. Die blau-rote Spalte auf der rechten Seite stellt den Bereich der Durchblutungswerte von klein bis groß dar. In (A) ist der ausgewählte ROI markiert (a: SSS, b: BV, c: MCA, d: CAP). (C) Ein Balkendiagramm des relativen zerebralen Blutflusses (CBF) wird angezeigt. Eine einwegige Varianzanalyse ergab einen signifikant verminderten Blutfluss in der SSS und BV (B <0,001 vs. MCA und CAP; * P <0.001 vs. MCA und CAP). Maßstabsleiste = 1 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5. ERGEBNISSE der MRT-Überprüfung. Die kleintierische MRT zeigt den Zustand des Gewindesteckers (dargestellt durch den schwarzen Pfeil) in der SSS von horizontalen (A), sagittalen (B) und koronalen (C) Positionen. Maßstabsleiste = 2 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
| CVST Tiermodell | Einschränkungen |
| einfaches SSS-Ligationsmodell | Hirnrindeschäden, dauerhaft verschlossen |
| SSS-Internes-Injektions-Beschleuniger-Modell | Hirnrinde Schäden, recanalisieren spontan, ischämische Zeit und Ort ungenau |
| Ferric-Chlorid-induziertes SSS-Thrombosemodell | Hirnrinde schäden, spontan recanalisieren |
| photochemisch-induziertes SSS-Thrombosemodell | Hirnrinde schäden, spontan recanalisieren |
| selbst gemachtes Embolie-Okklusionsmodell | Hirnrindenschäden, dauerhaft verschlossene, komplizierte Operationen |
Tabelle 1: Nachteile von CVST-Tiermodellen.
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Discussion
In dieser Studie wurde eine neue Art von CVST-Modell erfolgreich durch das Einsetzen eines selbst gebauten Gewindesteckers in die SSS von SD-Ratten etabliert. Zusätzlich wurden Laser-Speckle-Blut-Flow-Bildgebung und kleintierische MRT kombiniert, um Veränderungen des Blutflusses auf der Gehirnoberfläche von SD-Ratten vor und nach der Embolisation zu überwachen, um ischämisches Timing und Standort zu standardisieren.
1989 fertigten Longa et al. ein reversibles MCA-Okklusionsmodell, indem sie eine selbstgefertigte Nylonnaht retrograd in die äußere Halsschlagader von Ratten12einfügten. Um die Stabilität dieses Modells zu verbessern, wurden seitdem mehrere verbesserte Methoden eingeführt13. Dieses MCA-Okklusionsmodell ermöglicht präzises ischämisches Timing und -ort, ist leicht zu rekanalisieren und wurde in der Grundlagenforschung zur Untersuchung des zerebralen arteriellen Schlaganfalls14,15weit verbreitet. In der vorliegenden Studie, die auf dem Entwurf des MCAO-Modells aufbaut, wurde ein neuartiges CVST-Modell erstellt, indem ein selbstgebauter Gewindestecker in die Mitte der SSS-Startposition eingesetzt wurde.
Um die pathogenen Mechanismen von CVST aufzuklären, wurden eine Vielzahl von Tiermodellen etabliert und umgesetzt (Tabelle 1). Das einfache SSS-Ligationsmodell kann Schäden an der Großhirnrinde des Tieres nicht vermeiden6,7. Das Ferric-Chlorid-induzierte SSS-Thrombose-Modell verursacht aufgrund der Toxizität von Eisenchlorid9unweigerlich auch Schäden an der Hirnrinde des Tieres. Alternativ kann ein Gewindestecker in das SSS eingesetzt werden, um den Kontakt mit der Großhirnrinde vollständig zu vermeiden, was dazu beitragen kann, kortikale Schäden zu mildern. Das SSS-Modell für interne Injektionsbeschleuniger verwendet eine photochemische Methode, um Thrombose mit der Möglichkeit der Rekanalisation8zu induzieren; Dieses Modell verwendet einen selbst hergestellten Nylon-Gewinde-Stecker, um eine zuverlässige Embolisierung an einem festen Ort zu induzieren. Die Embolie, die im selbstgemachten Embolie-Okklusionsmodell verwendet wird, ist schwer zu etablieren, was die Schädigung von vaskulären Endothelzellen erhöht und nicht rekanalisiert werden kann11. Der in diesem Modell verwendete selbstgebaute Fadenstecker besteht aus Nylonfaden und Kieselgel. Diese Materialien haben eine flexible Textur und eine relativ glatte Oberfläche, die die Schäden minimieren, die das Material selbst an der Großhirnrinde und den SSS-Endothelzellen während des Modellierungsprozesses verursacht. Es gibt individuelle Unterschiede im Durchmesser der SSS bei SD-Ratten. Um den Einfluss dieses Parameters auszuschließen, wird die Spezifikation des Gewindesteckers anhand der Daten ermittelt, die aus mehreren Messungen des SSS und der eigenen Betriebserfahrung gewonnen wurden. Darüber hinaus erholt sich eine solche Verletzung leicht, nachdem der Stecker herausgezogen wird, was die Möglichkeit für eine nachträgliche SSS-Rekanalisierung bietet.
In dieser Studie wurde erfolgreich ein neuartiges CVST-Modell etabliert, das Schäden minimierte, eine präzise Steuerbarkeit ermöglichte und eine gute Stabilität lieferte. Zusätzlich wurden kleintierische MRT und Laser-Speckle-Blutfluss-Bildgebung kombiniert, um die Stabilität des Modells zu überprüfen und Hirnblut vor und nach der Embolie zu bewerten. Zusammengenommen bilden die vorliegenden Erkenntnisse und das Protokoll eine Grundlage für weitere Studien zur Erforschung des Vorkommens, der Entwicklung und der damit verbundenen pathophysiologischen Mechanismen von CVST.
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Disclosures
Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.
Acknowledgments
Diese Studie wurde von der wissenschaftlichen Forschungsstiftung für die High-Level-Talente, Fujian University of Traditional Chinese Medicine (X2019002-talents) unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2 mL syringe | Becton,Dickinson and Company | 301940 | |
| brain stereotaxic instrument | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | 68025 | |
| dissecting microscope | Wuhan SIM Opto-technology Co. | SIM BFI-HR PRO | |
| high-speed skull drill | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | 78046 | |
| laser-speckle blood-flow imaging system | Wuhan SIM Opto-technology Co. | SIM BFI-HR PRO | |
| needle holder | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F31022-12 | |
| needle thread | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F33303-08 | |
| scissors | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | S13029-14 | |
| silica gel | Heraeus Kulzer | 302785 | |
| small animal anesthesia machine | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | R540 | |
| small-animal MRI | Bruker Medical GmbH | Biospec 94/30 USR | |
| tweezers | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F11029-11 | |
| vascular forceps | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F22003-09 |
References
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