Summary
Här etablerar vi en ny Sprague-Dawley (SD) råttmodell av överlägsen sagittal sinus (SSS) trombos via en tråd-embolization metod, och stabilitet och tillförlitlighet av modellen verifierades.
Abstract
Mekanismerna som bidrar till den naturliga uppkomsten av cerebral venös sinus trombos (CVST) är mestadels okända, och en mängd okontrollerbara faktorer är involverade i sjukdomsförloppet, vilket resulterar i stora begränsningar i klinisk forskning. Därför har inrättandet av stabila CVST-djurmodeller som kan standardisera en mängd okontrollerbara förvirrande faktorer bidragit till att kringgå brister i klinisk forskning. Under de senaste decennierna har en mängd olika CVST-djurmodeller konstruerats, men resultaten baserade på dessa modeller har varit inkonsekventa och ofullständiga. För att ytterligare utforska cvst:s patofysiologiska mekanismer är det därför nödvändigt att fastställa en ny och mycket kompatibel djurmodell, som har ett viktigt praktiskt värde och vetenskaplig betydelse för diagnos och behandling av fortbildning. I den aktuella studien fastställdes en ny Sprague-Dawley (SD) råttmodell av överlägsen sagittal sinus (SSS) trombos via en tråd-embolization metod, och stabilitet och tillförlitlighet av modellen verifierades. Dessutom utvärderade vi förändringar i cerebrala venösa blodflödet hos råttor efter bildandet av CVST. Sammantaget representerar SD-råttan SSS-trombosmodellen en ny CVST-djurmodell som är lätt att etablera, minimerar trauma, ger god stabilitet och möjliggör korrekt kontroll av ischemisk timing och plats.
Introduction
Cerebral venös sinus trombos (CVST) är en sällsynt sjukdom i cerebrala venösa systemet som står för endast 0,5-1,0% av alla orsaker till stroke men har en relativt hög förekomstfrekvens hos barn och unga vuxna1. Under obduktionen konstaterades CVST vara orsaken till 10% av cerebrovaskulära sjukdom dödsfall2. Trombos kan förekomma i någon del av det intrakraniella venösa systemet. Den överlägsna sagittala sinus (SSS) är ett av de vanligaste drabbade områdena i CVST och kan involvera flera blodkärl. På grund av stenos eller ocklusion av venösa bihålorna blockeras intrakraniell venös återkomst, som ofta åtföljs av ökat intrakraniellt tryck3. De kliniska manifestationerna av CVST är komplexa och varierar över tid; även om det finns en brist på specificitet av symtom, de vanligaste symptomen inkluderar huvudvärk (77,2%), beslag (42,7%), och neurologiska underskott (39,9%). I svåra fall kan koma och till och med döduppstå 4,5. Under de senaste åren, på grund av den övergripande förbättringen av medicinska och hälsonormer och folkhälsomedvetenhet, har andelen relaterade riskfaktorer förändrats, andelen trauma och infektion har minskat och andelen fortbildning orsakad av graviditet, puerperium, p-piller och andra skäl har gradvis ökat5.
För närvarande är patogenesen vid CVST fortfarande inte väl förstådd. För att utforska fortbildning på djupet behövs ytterligare patofysiologisk forskning. De flesta av dessa forskningsmetoder är dock invasiva och därför svåra att genomföra kliniskt. På grund av många begränsningar av klinisk forskning har djurmodeller oersättliga fördelar när det gäller grundläggande och translationell forskning.
Orsaken till CVST är komplex, eftersom dess första inledning ofta är okänd och platsen för trombbildning är mycket varierande. Lyckligtvis kan djurmodeller uppnå bättre kontroll över dessa faktorer. Under de senaste decennierna har en mängd olika CVST-djurmodeller etablerats, och varje modell har sina egna nackdelar. Enligt olika produktionsmetoder kan de grovt delas in i följande kategorier: den enkla SSS-ligaturmodellen6,7; SSS interna injektionsacceleratormodell8. Den järnkloridinducerade SSS-trombosmodellen9. Den fotokemiska SSS-trombosmodellen10. och den självtillverkade emboli-ocklusion SSS modell11. De flesta av dessa modeller kan dock inte kringgå invasiva skador på djurets hjärnbark och kan inte exakt kontrollera den ischemiska tiden och platsen. I vissa modeller kommer tromben att recanalize spontant; I andra modeller blir SSS permanent ocklusiv. Dessutom kan komplicerade operationer och/eller allvarliga skador påverka efterföljande patofysiologiska fynd i dessa modeller.
I den aktuella studien sattes en gängplugg in i SSS av Sprague-Dawley (SD) råttor för att framgångsrikt upprätta en CVST-modell som minimerade skador, möjliggjorde exakt kontrollerbarhet och gav god stabilitet. Dessutom kombinerades smådjursmagnetisk resonanstomografi (MRT) och laserspektkel blodflödestomografi för att verifiera modellens effektivitet. Vi utvärderade förändringar i cerebralt blodflöde före och efter etablering av vår modell, samt utvärderade stabiliteten i vår modell, lägga en grund för ytterligare studier som utforskar förekomsten, utvecklingen och relaterade patofysiologiska mekanismer i CVST.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Förfaranden som involverar djurförsök har godkänts av Medical Norms and Ethics Committee vid Wenzhou Medical University och är i enlighet med Kinas lagstiftning om användning och vård av laboratoriedjur.
1. Förberedelse av gängpluggen, SD-råttor och experimentell utrustning
- Använd en nylongänga med en diameter på 0,28 mm som gängpluggens huvudkropp.
OBS: Nylongängans mjukhet och hårdhet ska vara måttlig. - Täck ena änden av nylongängan med silikonmaterial. Längden på silikondelen av gängpluggen är ca 1,2 cm och diametern är ca 1,2 mm. Huvudsluten är avsmalnande och silikondelen är cylindrisk. Reservera ytterligare 5-7 cm. Nylongängan är lätt att spänna fast och kan kapas efter specifika behov efter operationen.
- Använd 75 % etanol för att blötlägga gängkontakten i 3 minuter före användning och skölj eventuell restetanol med normal saltlösning innan du pluggar.
- Välj 12 manliga SD-råttor som väger mellan 280 och 320 g och slumpmässigt dela upp dem i en skengrupp och experimentell grupp (n = 6 per grupp). Efter en veckas miljöanpassning, snabb råttorna i 12 h och vatten-beröva dem i 4 h före operationen.
- Förbered följande experimentella utrustning som behövs för experimentet: en liten djuranestesimaskin, ett hjärnstereotaxiskt instrument, ett dissekerande mikroskop, en höghastighets skallborr, sax, pincett, kärltång, en nålhållare, en nåltråd, en 2 ml-spruta, ett laserspecificerat blodflödesavbildningssystem och en liten DJUR MR-skanner.
2. Konstruktion av SD-Rat SSS-Embolization Modell via tråd embolization
- Placera SD-råttan i en anestesi-induktionslåda och använd en liten djurbedövningsmaskin för att leverera 4% isofluran för att inducera anestesi. Därefter, använd tång för att bekräfta att SD-råttans bakben och tår inte svarar på måttlig klämning.
- Fixa snabbt SD-råttan med rakat topphår i benägen position på en hjärnstereotaxisk enhet. Behåll anestesin med 1,5-2,0% isofluran (med en hastighet av 0,5 L/min) och stabilisera andningshastigheten vid 40-60 andetag/min. Stabilisera råttans kroppstemperatur via en värmedyna vid 37±0,2 °C.
- Applicera sterilt oftalmiskt ögonsmörjmedel efter att råttan placerats på stereotaxisk ram för att skydda hornhinnorna från torkning under anestesi.
- Sterilisera ytan på toppen av råttans huvud med 5% povidone jod alternerande tre gånger med 75% etanol. Gör ett hudsnitt (2,0 cm långt) i mitten av huvudet och skala sedan försiktigt av den övre fascian och periosteum för att helt exponera skallen.
- Bekräfta positionerna för den främre fontanelle, bakre fontanelle, koronal sutur, sagittal sutur och fiskben sutur.
- Använd området mellan koronal suturen och sillbenssuturen som blodflödesobservationsområde. För att förhindra att skallen påverkar observationen under laserspektrkande blodflödesavbildningar, tunna skallen i observationsområdet tills blodkärlen är tydligt synliga. Storleken på den tunna skallen ska vara ca 1,0 cm × 1,0 cm. Det här steget och följande utförs alla under ett dissekerande mikroskop.
- Under skallslipning, använd normaltemperatur saltlösning för att skölja borren upprepade gånger för att undvika högtemperatur brännskador på hjärnbarken.
- Använd en höghastighetsborr för att slipa skallen inom ett benfönster på 6,0 mm x 4,0 mm centrerat vid knägma för att exponera SSS i bregmaområdet.
- Använd normal saltlösning för att kyla skallen under slipning. När skallen blir tunn, använd pincett för att försiktigt ta bort de återstående benbitarna för att undvika att riva SSS.
- Välj en lämplig gängplugg, använd SSS-knänålen som pluggpunkt, punktera den försiktigt med en 2 ml sprutnål och sätt snabbt in gängkontakthuvudet i stickkontakten.
- Vid denna tidpunkt bör vinkeln mellan trådplugghuvudet och SSS vara ca 30-45°; justera sedan vinkeln mellan trådpluggens ände och SSS till 0-10 grader och sätt långsamt in SSS i mitten tills huvudet når sinuskonfluensens bakre kant. Därefter skär du av den överflödiga delen av svansen.
OBS: Snabb blödning kan uppstå när SSS punkteras. Om trådpluggens ände inte kan sättas in snabbt i stickkontakten på en gång, använd en liten gasväv eller bomullstuss för att försiktigt trycka på pluggpunkten samtidigt som du långsamt glider ner för att exponera pluggpunkten noggrant och sätt sedan snabbt in trådbultens ände i SSS. När gängkontakten har satts in, om det blöder vid pluggpunkten, kan hemostatiska material som en gelatinsvamp användas för att stoppa blödningen.
- Vid denna tidpunkt bör vinkeln mellan trådplugghuvudet och SSS vara ca 30-45°; justera sedan vinkeln mellan trådpluggens ände och SSS till 0-10 grader och sätt långsamt in SSS i mitten tills huvudet når sinuskonfluensens bakre kant. Därefter skär du av den överflödiga delen av svansen.
3. Detektion av blodflödet på SD-råttornas hjärnyta
- Använd en laserljuskälla för att på ett enhetligt sätt belysa observationsområdet för blodflödet. Det reflekterade ljuset samlas in av en kamera och överförs till en dator för analys. Använd följande parameterinställningar för det laserspecificerade blodflödesavbildningssystemet: våglängd: λ = 785 nm; och bildexponeringstid: T = 10 ms.
- Centrera SD-råttans blodflödesobservationsområde i synfältet på det laserspecsande blodflödesavbildningssystemet och utför kontinuerlig övervakning av blodflödet på hjärnytan i 2 minuter. Samla in och bearbeta blodflödesdata före och efter embolization för varje SD-råtta, och få laser-speckle blodflöde karta över det observerade området.
- Skölj gång på gång det opererade området med normal saltlösning för att tvätta bort benrester och rester. Suturera huden (0# tråd) och desinficera med jodfor.
- Håll kroppstemperaturen tills råttan vaknar efter operationen och hus sedan i en enda bur med mat och vatten förutsatt ad libitum. Det går inte att ansluta skengruppen.
- När datainsamlingen är klar utför du efterbehandling.
- Fullständigt urval av intresseområdet (ROI) via de verktyg som tillhandahålls av programvaran för laserspecificerade blodflödesavbildningssystem. De erhållna värdena är det genomsnittliga blodflödesvärdet i AVKASTNINGEN och de lokala cerebrala-blod-flödesvärdena före och efter embolization. Använd blodflödesvärdet före emboli som utgångsvärde.
- Välj fyra ROI och mät den relativa förändringen i cerebralt blodflöde i varje ROI, uttryckt som procentförändringen från utgångsvärdet.
4. Detektering av gängposition på små djur MRT
- Använd följande T2-viktade bildbehandlingsparametrar (T2WI) för MR-bildsystem: ekotid (TE) = 33 ms, repetitionstid (TR) = 3000 ms, antal magnetitet (NEX) = 4, Skivor = 28, skivans tjocklek = 0,8 mm, matrisstorlek = 256*256 mm2, vändvinkel = 80°, synfält (FOV) = 30*30 mm2, skanningstid = 6 min 24 s; Parametrarna för magnetisk resonansangiografi (MRA) fastställdes på följande sätt: TE = 4,4 ms. TR = 12 ms, NEX = 4, skivor = 80, skiva tjocklek = 0,4 mm, matrisstorlek = 256*256 mm2, vändvinkel = 80°, FOV = 30*30 mm2, skanningstid = 16 min 23 sek 40 ms.
- Fixera djuret på MR-skanningsbordet, kalibrera hjärnans position genom att placera skanning och utför T2 WI-och MRA-sekvensskanning efter att ha bekräftat positionen.
- Använd kontinuerlig anestesi via djurbedövningsmaskinen under detektionen. Avliva sedan SD-råttorna genom intraperitoneal injektion av överdriven pentobarbital.
- Bildförvärv och efterbehandling: Efter att ha samlat in bilddata, för att observera trådpluggens tillstånd i SSS tydligare, använd pseudofärgförbättringsmetoden för att visa T2WI-bilden av råtthjärnan.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
För att fastställa SD-råtta SSS-trombosmodellen via suturmetoden bör suturen beredas i förväg (figur 1A), och den utrustning som krävs för försöket (figur 1B) bör beredas. På grund av operationens känsliga natur måste förberedelsen av modellen slutföras under ett dissekerande mikroskop. Huvudstegen visas i figur 2. För att underlätta beskrivningen av de specifika detaljerna i modellens blodflödesobservation markerar figur 3B observationsområdet för blodflödet, benfönstret och pluggpunkten, och visar även trådpluggens tillstånd som sätts in i SSS(figur 3C). När beredningen av modellen är klar används laserspektrk blodflödesavbildning för att upptäcka blodflödet på SD-råttornas hjärnyta (figur 4A, B). Figur 4C visar att blodflödet i SSS- och brovenerna (BVs) minskade betydligt jämfört med dem i den mellersta cerebrala artären (MCA) och kapillärer (CAPs). Därefter används mri för små djur för att upptäcka gängkontaktens tillstånd i SSS från horisontellt läge (figur 5A), sagittal position (figur 5B) och koronalläge (Figur 5C). Bilderna visar att trådpluggen är på plats, vilket bekräftar embolization av SSS.
Figur 1. Bild av tråd emboli och experimentella villkor. (A) Bild av den självtillverkade tråd emboli (a: tråd-emboli huvud, b: tråd-emboli kropp). Skalstång = 5 mm. (B) Huvudutrustning som krävs för detta experiment. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 2. Huvudstegen i SD-råtta SSS-trombosmodellen. A)Spänn fast tårna på SD-råttans bakben med tång för att verifiera lyckad anestesi. B) Fäst SD-råttan på en stereotaxisk anordning och sterilisera ytan på huvudets överst. C)Skär av huden. (D) Skala av den övre fascian och periosteum och exponera skallen helt. e)Borra och polera observationsområdet och benfönstrets skalle tills blodkärlen är väl synliga. (F) Ta försiktigt bort benfragmenten vid benfönstret med tång för att undvika att SSS rivs. (G) Välj en lämplig gängkontakt. (H) Använd en sprutnål för att genomborra stickkontakten och sätt snabbt i gängkontakten. (I) Justera vinkeln mellan gängkontakten och SSS. (J) Sätt långsamt in suturen. (K) tills spetsen når den bakre kanten av sinuskonfluensen. (L)Suturera hårbotten. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Bild 3. Observation och drift av SD råttor. (A) Anatomiska landmärken av sd råttors översta skalle visades för att underlätta platsen för SSS (a: bregma, b: bakre bregma). B)Det röda rundade rektangulära området är observationsområdet för blodflödet, och det blå rundade rektangulära området är benfönstret. Det röda cirkulära området är pluggpunkten och pilen pekar på den överlägsna sagitala sinusen. C)Kontaktens tillstånd insatt i SSS från stickkontakten (blå pil). Den vita pilen pekar på pluggens kropp, medan den röda pilen pekar mot gänghuvudet. Skalstreck = 2 mm. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Figur 4. Jämförelse av blodflödet före och efter tråd-emboli insättning. Laser-speckle blodflöde imaging av cerebrala blodflödet av SD råttor (A) före och (B) efter embolization. Den blå till röda kolumnen till höger representerar intervallet av blodflödesvärden från små till stora. I (A) är den valda avkastningen märkt (a: SSS, b: BV, c: MCA, d: CAP). C)En stapelgraf över det relativa cerebrala blodflödet (CBF) visas. Envägsanalys av varians visade signifikant minskat blodflöde i SSS och BV (# P <0.001 vs. MCA och CAP; * P <0.001 vs. MCA och CAP). Skalstreck = 1 mm. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Figur 5. RESULTAT av MR-verifiering. Smådjurs MRI visar trådpluggens tillstånd (visas av den svarta pilen) i SSS från horisontella (A), sagittal (B) och koronal (C) positioner. Skalstreck = 2 mm. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
| CVST djurmodell | Begränsningar |
| enkel SSS-ligaturmodell | hjärnbarkskador, permanent ocklusionerade |
| SSS-modell för intern injektionsaccelerator | hjärnbarkskador, recanalize spontant, ischemisk tid och plats felaktig |
| ferric-klorid-inducerad SSS trombos modell | hjärnbarkskador, recanalize spontant |
| fotokemisk inducerad SSS trombosmodell | hjärnbarkskador, recanalize spontant |
| självtillverkat emboli-ocklusionsmodell | hjärnbarkskador, permanent ocklusionerade, komplicerade operationer |
Tabell 1: Nackdelar med CVST-djurmodeller.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
I denna studie etablerades en ny typ av CVST-modell framgångsrikt genom att sätta in en självtillverkade gängplugg i SD-råttornas SSS. Dessutom kombinerades laser-speckle blodflöde imaging och små-djur MRI för att övervaka förändringar i blodflödet på hjärnytan av SD råttor före och efter embolization för att standardisera skandinavisk timing och plats.
År 1989 gjorde Longa et al. en vändbar MCA-ocklusionsmodell genom att bakåtsträva en självtillverkad nylonsutur i råttornas yttre halspulsåder12. För att förbättra stabiliteten i denna modell har flera förbättrade metoder sedan dess införts13. Denna MCA ocklusion modell möjliggör exakt skandinavisk timing och plats, är lätt att recanalize, och har använts i stor utsträckning i grundläggande forskning undersöka cerebral kranskärlens stroke14,15. I den aktuella studien, som bygger på utformningen av MCAO-modellen, etablerades en ny CVST-modell genom att sätta in en självtillverkade gängkontakt i mitten av SSS-utgångsläget.
För att belysa de patogena mekanismerna i fortbildning har en mängd olika djurmodeller fastställts och genomförts (tabell 1). Den enkla SSS-ligaturmodellen kan inte undvika skador på djurets hjärnbark6,7. Den ferric-klorid-inducerade SSS-trombosmodellen orsakar också oundvikligen skador på djurets hjärnbark på grund av toxiciteten hos järnklorid9. Som en alternativ modell kan en gängplugg sättas in i SSS för att helt undvika kontakt med hjärnbarken, vilket kan bidra till att mildra eventuella kortikala skador. SSS interna injektion-accelerator modell använder en fotokemisk metod för att inducera trombos med möjlighet till recanalization8; denna modell använder en självtillverkade nylontrådsplugg för att inducera tillförlitlig embolisering på en fast plats. Emboli som används i den självtillverkade emboli-ocklusionsmodellen är svår att fastställa, vilket ökar skadorna på vaskulär endotelceller och kan inte recanaliseras11. Den självtillverkade gängpluggen som används i denna modell är tillverkad av nylontråd och kiselgel. Dessa material har en flexibel konsistens och en relativt slät yta, vilket minimerar skadorna orsakade av själva materialet på hjärnbarken och SSS endotelceller under modelleringsprocessen. Det finns individuella skillnader i SSS diameter hos SD-råttor. För att utesluta påverkan av denna parameter bestäms specifikationen för gängkontakten baserat på de data som erhålls från flera mätningar av SSS och ens driftsupplevelse. Dessutom återhämtar sig en sådan skada lätt efter att kontakten har dragits ut, vilket ger möjlighet till efterföljande SSS-omanpassning.
Denna nuvarande studie lyckades etablera en ny CVST-modell som minimerade skador, aktiverade exakt kontrollerbarhet och gav god stabilitet. Dessutom kombinerades små djur MRI och laser-speckle blodflöde imaging för att verifiera stabiliteten i modellen och utvärdera cerebralt blod före och efter embolization. Sammantaget utgör de nuvarande resultaten och protokollet en grund för ytterligare studier som undersöker förekomsten, utvecklingen och relaterade patofysiologiska mekanismerna i CVST.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar att de inte har några konkurrerande ekonomiska intressen.
Acknowledgments
Denna studie stöddes av Grant Scientific Research Foundation for the High-level Talents, Fujian University of Traditional Chinese Medicine (X2019002-talanger).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2 mL syringe | Becton,Dickinson and Company | 301940 | |
| brain stereotaxic instrument | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | 68025 | |
| dissecting microscope | Wuhan SIM Opto-technology Co. | SIM BFI-HR PRO | |
| high-speed skull drill | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | 78046 | |
| laser-speckle blood-flow imaging system | Wuhan SIM Opto-technology Co. | SIM BFI-HR PRO | |
| needle holder | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F31022-12 | |
| needle thread | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F33303-08 | |
| scissors | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | S13029-14 | |
| silica gel | Heraeus Kulzer | 302785 | |
| small animal anesthesia machine | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | R540 | |
| small-animal MRI | Bruker Medical GmbH | Biospec 94/30 USR | |
| tweezers | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F11029-11 | |
| vascular forceps | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F22003-09 |
References
- Bousser, M. G., Ferro, J. M. Cerebral venous thrombosis: an update. Lancet Neurology. 6 (2), 162-170 (2007).
- Guenther, G., Arauz, A. Cerebral venous thrombosis: A diagnostic and treatment update. Neurologia. 26 (8), 488-498 (2011).
- Stam, J. Thrombosis of the cerebral veins and sinuses. New England Journal of Medicine. 352 (17), 1791-1798 (2005).
- Einhäupl, K., et al. EFNS guideline on the treatment of cerebral venous and sinus thrombosis in adult patients. European Journal of Neurology. 17 (10), 1229-1235 (2010).
- Coutinho, J. M., Zuurbier, S. M., Stam, J. Declining mortality in cerebral venous thrombosis: a systematic review. Stroke. 45 (5), 1338-1341 (2014).
- Gotoh, M., Ohmoto, T., Kuyama, H. Experimental study of venous circulatory disturbance by dural sinus occlusion. Acta Neurochir (Wien). 124 (2-4), 120-126 (1993).
- Miyamoto, K., Heimann, A., Kempski, O. Microcirculatory alterations in a mongolian gerbil sinus-vein thrombosis model. Journal of Clinical Neuroscience. 8 (4), (2001).
- Ungersböck, K., Heimann, A., Kempski, aO. Cerebral Blood Flow Alterations in a Rat Model of Cerebral Sinus Thrombosis. Stroke. 24 (4), (1993).
- Röttger, C., et al. A new model of reversible sinus sagittalis superior thrombosis in the rat: magnetic resonance imaging changes. Neurosurgery. 57 (3), 573-580 (2005).
- Chen, C., et al. Photothrombosis combined with thrombin injection establishes a rat model of cerebral venous sinus thrombosis. Neuroscience. 306, 39-49 (2015).
- Yang, H., Meng, Z., Zhang, C., Zhang, P., Wang, Q. Establishing a new rat model of central venous sinus thrombosis and analyzing its pathophysiological and apoptotic changes. Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 130-135 (2012).
- Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
- Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).
- Wang, E., et al. Mapping tissue pH in an experimental model of acute stroke - Determination of graded regional tissue pH changes with non-invasive quantitative amide proton transfer MRI. Neuroimage. 191, (2019).
- Liu, C., et al. Identification of Vigilin as a Potential Ischemia Biomarker by Brain Slice-Based Systematic Evolution of Ligands by Exponential Enrichment. Analytical Chemistry. 91 (10), 6675-6681 (2019).
