Summary
Hier stellen we een nieuw Sprague-Dawley (SD) rattenmodel van superieure sagittale sinus (SSS) trombose vast via een draademboliemethode, en de stabiliteit en betrouwbaarheid van het model werden geverifieerd.
Abstract
De mechanismen die bijdragen aan het natuurlijke begin van cerebrale veneuze sinustrombose (CVST) zijn meestal onbekend en een verscheidenheid aan oncontroleerbare factoren zijn betrokken bij het verloop van de ziekte, wat resulteert in grote beperkingen in klinisch onderzoek. Daarom heeft de vaststelling van stabiele CVST-diermodellen die een verscheidenheid aan oncontroleerbare verstorende factoren kunnen standaardiseren, bijgedragen aan het omzeilen van tekortkomingen in klinisch onderzoek. In de afgelopen decennia zijn verschillende CVST-diermodellen gebouwd, maar de resultaten op basis van deze modellen zijn inconsistent en onvolledig. Om de pathofysiologische mechanismen van CVST verder te onderzoeken, is het daarom noodzakelijk om een nieuw en zeer compatibel diermodel vast te stellen, dat een belangrijke praktische waarde en wetenschappelijke betekenis heeft voor de diagnose en behandeling van CVST. In deze studie werd een nieuw Sprague-Dawley (SD) ratmodel van superieure sagittale sinus (SSS) trombose vastgesteld via een draademboliemethode en werden de stabiliteit en betrouwbaarheid van het model geverifieerd. Daarnaast evalueerden we veranderingen in cerebrale veneuze bloedstroom bij ratten na de vorming van CVST. Gezamenlijk vertegenwoordigt het SD-rat SSS-trombosemodel een nieuw CVST-diermodel dat gemakkelijk kan worden vastgesteld, trauma's minimaliseert, goede stabiliteit oplevert en een nauwkeurige controle van de ischemische timing en locatie mogelijk maakt.
Introduction
Cerebrale veneuze sinustrombose (CVST) is een zeldzame ziekte van het cerebrale veneuze systeem die slechts 0,5-1,0% van alle oorzaken van een beroerte vertegenwoordigt, maar een relatief hoog voorvalpercentage heeft bij kinderen en jongvolwassenen1. Tijdens autopsie bleek CVST de oorzaak te zijn van 10% van de sterfgevallen door cerebrovasculaire ziekten2. Trombose kan optreden in elk deel van het intracraniële veneuze systeem. De superieure sagittale sinus (SSS) is een van de meest getroffen gebieden in CVST en kan meerdere bloedvaten omvatten. Als gevolg van stenose of occlusie van de veneuze sinussen wordt de intracraniële veneuze terugkeer geblokkeerd, wat vaak gepaard gaat met verhoogde intracraniale druk3. De klinische manifestaties van CVST zijn complex en variëren in de loop van de tijd; hoewel er een gebrek aan specificiteit van symptomen is, zijn de meest voorkomende symptomen hoofdpijn (77,2%), epileptische aanvallen (42,7%) en neurologische tekorten (39,9%). In ernstige gevallen kunnen coma en zelfs de dood optreden4,5. In de afgelopen jaren is het aandeel van gerelateerde risicofactoren veranderd, is het aandeel trauma's en infecties afgenomen als gevolg van de algehele verbetering van de medische en gezondheidsnormen en het bewustzijn van de volksgezondheid, en is het aandeel CVST veroorzaakt door zwangerschap, puerperium, orale anticonceptiva en andere redenen geleidelijktoegenomen 5.
Op dit moment is de pathogenese van CVST nog steeds niet goed begrepen. Om CVST diepgaand te onderzoeken, is verder pathofysiologisch onderzoek nodig. De meeste van deze onderzoeksmethoden zijn echter invasief en daarom moeilijk klinisch te implementeren. Door de vele beperkingen van klinisch onderzoek hebben diermodellen onvervangbare voordelen op het gebied van fundamenteel en translationeel onderzoek.
De oorzaak van CVST is complex, omdat het begin ervan vaak niet wordt herkend en de locatie van trombusvorming zeer variabel is. Gelukkig kunnen diermodellen deze factoren beter beheersen. In de afgelopen decennia zijn verschillende CVST-diermodellen vastgesteld en elk model heeft zijn eigen nadelen. Volgens verschillende productiemethoden kunnen ze grofweg worden onderverdeeld in de volgende categorieën: het eenvoudige SSS-ligatiemodel6,7; het SSS interne-injectieversnellermodel8; het door ijzerchloride geïnduceerde SSS-trombosemodel9; het fotochemisch geïnduceerde SSS trombosemodel10; en het zelfgemaakte embolie-occlusie SSS model11. De meeste van deze modellen zijn echter niet in staat om invasieve schade aan de hersenschors van het dier te omzeilen en zijn niet in staat om de ischemische tijd en locatie nauwkeurig te controleren. In sommige modellen zal de trombus spontaan recanaliseren; in andere modellen wordt de SSS permanent afgesloten. Bovendien kunnen gecompliceerde operaties en/of ernstige verwondingen van invloed zijn op latere pathofysiologische bevindingen in deze modellen.
In de huidige studie werd een draadplug in het SSS van Sprague-Dawley (SD) ratten gestoken om met succes een CVST-model vast te stellen dat schade minimaliseerde, nauwkeurige controleerbaarheid mogelijk maakte en een goede stabiliteit opleverde. Bovendien werden mri-beeldvorming (small-animal magnetic resonance imaging) en laser-speckle bloedstroombeeldvorming gecombineerd om de effectiviteit van het model te verifiëren. We evalueerden veranderingen in de cerebrale bloedstroom voor en na de vaststelling van ons model, en evalueerden de stabiliteit van ons model, en legden een basis voor verdere studies naar het voorkomen, de ontwikkeling en gerelateerde pathofysiologische mechanismen van CVST.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Procedures met betrekking tot dierproeven zijn goedgekeurd door de Medical Norms and Ethics Committee van de Wenzhou Medical University en zijn in overeenstemming met de Chinese wetgeving inzake het gebruik en de verzorging van proefdieren.
1. Voorbereiding van de draadstekker, SD-ratten en experimentele apparatuur
- Gebruik een nylon draad met een diameter van 0,28 mm als hoofdbehuizing van de draadstekker.
OPMERKING: De zachtheid en hardheid van de nylondraad moeten matig zijn. - Bedek het ene uiteinde van de nylon draad met siliconenmateriaal. De lengte van het siliconen gedeelte van de draadplug is ongeveer 1,2 cm en de diameter is ongeveer 1,2 mm. Het hoofdeinde is taps toelopend en het siliconengedeelte is cilindrisch. Reserveer nog eens 5-7 cm. De nylon draad is eenvoudig te klemmen en kan na de operatie volgens specifieke behoeften worden gesneden.
- Gebruik 75% ethanol om de draadstekker 3 minuten voor gebruik te weken en spoel eventuele resterende ethanol af met normale zoutoplossing voordat u de stekker in het stopcontact steekt.
- Selecteer 12 mannelijke SD-ratten met een gewicht tussen 280 en 320 g en verdeel ze willekeurig in een schijngroep en experimentele groep (n = 6 per groep). Na een week van aanpassing aan het milieu, snel de ratten gedurende 12 uur en water-ontnemen ze gedurende 4 uur voor de operatie.
- Bereid de volgende experimentele apparatuur voor die nodig is voor het experiment: een kleine anesthesiemachine voor dieren, een stereotaxisch instrument in de hersenen, een ontleedmicroscoop, een snelle schedelboor, een schaar, een pincet, een vasculaire tang, een naaldhouder, een naalddraad, een spuit van 2 ml, een laservlekbloedstroombeeldvormingssysteem en een MRI-scanner voor kleine dieren.
2. Bouw van SD-Rat SSS-Embolization Model via Thread Embolization
- Plaats de SD-rat in een anesthesie-inductiebox en gebruik een verdovingsmachine voor kleine dieren om 4% isofluraan af te leveren om anesthesie te induceren. Gebruik daarna een tang om te bevestigen dat de achterpoten en tenen van de SD-rat niet reageren op matig knijpen.
- Repareer de SD-rat snel met geschoren bovenhaar in de gevoelige positie op een stereotaxic-apparaat in de hersenen. Handhaaf anesthesie met 1,5-2,0% isofluraan (met een snelheid van 0,5 L/min) en stabiliseer de ademhalingsfrequentie bij 40-60 ademhalingen/min. Stabiliseer de lichaamstemperatuur van de rat via een verwarmingskussen op 37±0,2 °C.
- Breng steriel oogsmeermiddel aan nadat de rat op het stereotaxic frame is geplaatst om de hoornvliezen te beschermen tegen uitdroging tijdens anesthesie.
- Steriliseer het oppervlak op de bovenkant van het hoofd van de rat met 5% povidonjodium, driemaal afgewisseld met 75% ethanol. Maak een huidincisie (2,0 cm lang) in het midden van het hoofd en pel vervolgens voorzichtig de bovenste fascia en periosteum af om de schedel volledig bloot te leggen.
- Bevestig de posities van de voorste fontanelle, posterieure fontanelle, coronale hechting, sagittale hechting en visgraat hechtdraad.
- Gebruik het gebied tussen de coronale hechting en de visgraat hechtdraad als het bloedstroomobservatiegebied. Om te voorkomen dat de schedel de waarneming beïnvloedt tijdens laser-spikkel bloedstroom beeldvorming, dun de schedel in het observatiegebied totdat de bloedvaten duidelijk zichtbaar zijn. De grootte van de uitgedunde schedel moet ongeveer 1,0 cm × 1,0 cm zijn. Deze stap en het volgende worden allemaal uitgevoerd onder een ontledende microscoop.
- Gebruik tijdens het slijpen van de schedel zoutoplossing op normale temperatuur om de boor herhaaldelijk te spoelen om brandwonden op hoge temperatuur aan de hersenschors te voorkomen.
- Gebruik een snelle boor om de schedel te slijpen binnen een botvenster van 6,0 mm x 4,0 mm gecentreerd bij bregma om de SSS van het bregmagebied bloot te leggen.
- Gebruik normale zoutoplossing om de schedel te koelen tijdens het slijpen. Wanneer de schedel dun wordt, gebruik dan een pincet om de resterende botstukken voorzichtig te verwijderen om te voorkomen dat de SSS scheurt.
- Kies een geschikte draadstekker, gebruik het SSS bregmapunt als stoppunt, prik het voorzichtig door met een spuitnaald van 2 ml en steek de draadstekkerkop snel in het plugpunt.
- Op dit moment moet de hoek tussen het uiteinde van de draadplugkop en de SSS ongeveer 30-45° zijn; stel vervolgens de hoek tussen het uiteinde van de draadstekker en de SSS in op 0-10 graden en plaats de SSS langzaam in het midden totdat de kop de achterste rand van de sinusconfluentie bereikt. Snijd daarna het overtollige deel van de staart af.
OPMERKING: Er kan een snelle bloeding optreden wanneer de SSS wordt doorboord. Als het uiteinde van de draadstekker niet snel in het stekkerpunt kan worden gestoken, gebruik dan een klein gaasje of een wattenbolletje om het plugpunt voorzichtig in te drukken terwijl u langzaam naar beneden glijdt om het stekkerpunt voorzichtig bloot te leggen en steek vervolgens snel het uiteinde van de draadbout in de SSS. Nadat de draadstekker is ingebracht, kunnen hemostatische materialen zoals een gelatinespons worden gebruikt om het bloeden te stoppen als er bloedingen zijn op het plugpunt.
- Op dit moment moet de hoek tussen het uiteinde van de draadplugkop en de SSS ongeveer 30-45° zijn; stel vervolgens de hoek tussen het uiteinde van de draadstekker en de SSS in op 0-10 graden en plaats de SSS langzaam in het midden totdat de kop de achterste rand van de sinusconfluentie bereikt. Snijd daarna het overtollige deel van de staart af.
3. Detectie van de bloedstroom op het hersenoppervlak van SD-ratten
- Gebruik een laserlichtbron om het bloedstroomobservatiegebied gelijkmatig te verlichten. Het gereflecteerde licht wordt verzameld door een camera en wordt naar een computer verzonden voor analyse. Gebruik de volgende parameterinstellingen voor het laser-spikkel bloedstroombeeldvormingssysteem: golflengte: λ = 785 nm; en beeldbelichtingstijd: T = 10 ms.
- Centreer het SD-rat bloedstroomobservatiegebied in het gezichtsveld van het laser-spikkel bloedstroombeeldvormingssysteem en voer gedurende 2 minuten continue monitoring van de bloedstroom op het hersenoppervlak uit. Verzamel en verwerk de bloedstroomgegevens voor en na embolisatie voor elke SD-rat en verkrijg de laser-spikkelbloedstroomkaart van het waargenomen gebied.
- Spoel het geopereerde gebied herhaaldelijk af met een normale zoutoplossing om botresten en residu weg te spoelen. Hecht de huid (0# draad) en desinfecteer met iodophor.
- Houd de lichaamstemperatuur aan totdat de rat na de operatie ontwaakt en huisvest vervolgens in een enkele kooi met voedsel en water ad libitum. De schijngroep kan niet worden aangesloten.
- Nadat de gegevensverzameling is voltooid, voert u nabewerking uit.
- Volledige selectie van de regio van belang (ROI) via de tools die worden geleverd door de laser-spikkel bloedstroom imaging systeem software. De verkregen waarden zijn de gemiddelde bloedstroomwaarde in de ROI en de lokale cerebrale-bloedstroomwaarden voor en na embolisatie. Gebruik de bloedstroomwaarde vóór embolisatie als basiswaarde.
- Selecteer vier URI's en meet de relatieve verandering in cerebrale bloedstroom in elke ROI, uitgedrukt als de procentuele verandering ten opzichte van de basiswaarde.
4. Detectie van draadpositie op kleine dieren MRI
- Gebruik de volgende T2-gewogen beeldvormingsparameters (T2WI) voor MRI-beeldvormingssysteem: tijd van echo (TE) = 33 ms, tijd van herhaling (TR) = 3000 ms, aantal excitatie (NEX) = 4, Plakken = 28, plakdikte = 0,8 mm, matrixgrootte = 256*256 mm2, draaihoek = 80°, gezichtsveld (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, beeldhoek (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) = 30°, gezichtsveld (FOV) magnetische resonantie angiografie (MRA) parameters werden als volgt ingesteld: TE = 4,4 ms, TR = 12 ms, NEX = 4, plakken = 80, plakdikte = 0,4 mm, matrixgrootte = 256*256 mm2, fliphoek = 80°, FOV = 30*30 mm2, scantijd = 16 min 23 sec 40 ms.
- Bevestig het dier op de MRI-scantafel, kalibreer de hersenpositie door het scannen te positioneren en voer T2WI- en MRA-sequentiescans uit nadat de positie is bevestigd.
- Gebruik tijdens de detectie continue anesthesie via de dierenanesthesemachine. Euthanaseer vervolgens de SD-ratten door intraperitoneale injectie van overmatig pentobarbital.
- Beeldverwerving en nabewerking: gebruik na het verzamelen van de beeldgegevens, om de toestand van de draadstekker in de SSS duidelijker te observeren, de pseudo-kleurverbeteringsmethode om het T2WI-beeld van het rattenbrein weer te geven.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Om het SD-rat SSS-trombosemodel via de hechtmethode vast te stellen, moet de hechtdraad van tevoren worden voorbereid (figuur 1A) en moet de apparatuur worden voorbereid die nodig is voor het experiment (figuur 1B). Vanwege de delicate aard van de operatie moet de voorbereiding van het model worden voltooid onder een ontledende microscoop. De belangrijkste stappen worden weergegeven in figuur 2. Om de beschrijving van de specifieke details van de bloedstroomobservatie van het model te vergemakkelijken, markeert figuur 3B het bloedstroomobservatiegebied, het botvenster en het plugpunt, en toont het ook de toestand van de draadplug die in het SSS is ingebracht (figuur 3C). Nadat de voorbereiding van het model is voltooid, wordt laser-spikkelbloedstroombeeldvorming gebruikt om de bloedstroom op het hersenoppervlak van SD-ratten te detecteren(figuur 4A,B). Figuur 4C laat zien dat de bloedstroom in de SSS- en brugaders (BVs) aanzienlijk is afgenomen in vergelijking met die in de middelste cerebrale slagader (MCA) en haarvaten (CAPs). Vervolgens wordt mri bij kleine dieren gebruikt om de toestand van de draadplug in het SSS te detecteren vanuit de horizontale positie(figuur 5A),de sagittale positie(figuur 5B)en de coronale positie(figuur 5C). De afbeeldingen laten zien dat de draadstekker op zijn plaats zit, wat de embolisatie van de SSS bevestigt.
Figuur 1. Beeld van draadembolie en experimentele voorwaarden. (A) Afbeelding van de zelfgemaakte draadembolie (a: draad-embolie hoofd, b: draad-embolie lichaam). Schaalbalk = 5 mm. (B) Hoofdapparatuur vereist voor dit experiment. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 2. De belangrijkste stappen van het SD-rat SSS-trombosemodel. (A) Klem de tenen van de achterpoten van de SD-rat vast met een tang om een succesvolle anesthesie te verifiëren. (B) Bevestig de SD-rat op een stereotaxic-apparaat en steriliseer het oppervlak aan de bovenkant van het hoofd. (C) Snijd de huid. (D) Pel de bovenste fascia en periosteum af en stel de schedel volledig bloot. (E) Boor en polijst het observatiegebied en de schedel van het botvenster totdat de bloedvaten duidelijk zichtbaar zijn. (F) Verwijder voorzichtig de botfragmenten bij het botvenster met een tang om scheuren van de SSS te voorkomen. (G) Kies een geschikte draadstekker. (H) Gebruik een spuitnaald om het stoppunt te doorboren en steek de draadplug snel in. (I) Stel de hoek tussen de draadstekker en de SSS in. (J) Plaats de hechtdraad langzaam. (K) totdat de punt de achterste rand van de sinusconfluentie bereikt. Hechtde hoofdhuid. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 3. Observatie en werking van SD-ratten. (A) Anatomische oriëntatiepunten van de bovenste schedel van SD-ratten werden getoond om de locatie van SSS te vergemakkelijken (a: bregma, b: posterieure bregma). (B) Het rode afgerond-rechthoekige gebied is het bloedstroomobservatiegebied en het blauwe afgerond-rechthoekige gebied is het botvenster. Het rode cirkelvormige gebied is het stoppunt en de pijl wijst naar de superieure sagittale sinus. (C) Toestand van de stekker die vanaf het stekkerpunt (blauwe pijl) in de SSS is geplaatst. De witte pijl wijst naar de behuizing van de stekker, terwijl de rode pijl naar de draadkop wijst. Schaalbalk = 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 4. Vergelijking van de bloedstroom voor en na het inbrengen van draadembolie. Laser-spikkel bloedstroom beeldvorming van de cerebrale bloedstroom van SD ratten (A) voor en (B) na embolisatie. De blauw-rode kolom aan de rechterkant vertegenwoordigt het bereik van de bloedstroomwaarden van klein tot groot. In (A) wordt de geselecteerde ROI gemarkeerd (a: SSS, b: BV, c: MCA, d: CAP). (C) Een staafgrafiek van de relatieve cerebrale bloedstroom (CBF) wordt weergegeven. Eenrichtingsanalyse van variantie toonde een significant verminderde bloedstroom in de SSS en BV (# P <0,001 vs. MCA en CAP; * P <0,001 vs. MCA en CAP). Schaalbalk = 1 mm. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 5. MRI-verificatieresultaten. Mri bij kleine dieren toont de toestand van de draadplug (weergegeven door de zwarte pijl) in de SSS vanuit horizontale (A), sagittale (B) en coronale (C) posities. Schaalbalk = 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
| CVST diermodel | Beperkingen |
| eenvoudig SSS-ligatiemodel | hersenschorsschade, permanent afgesloten |
| SSS-model interne injectieversneller | hersenschorsschade, recanaliseren spontaan, ischemische tijd en locatie onnauwkeurig |
| ijzerchloride-geïnduceerd SSS trombosemodel | hersenschorsschade, spontaan recanaliseren |
| fotochemisch geïnduceerd SSS trombosemodel | hersenschorsschade, spontaan recanaliseren |
| zelfgemaakt embolie-occlusiemodel | hersenschorsschade, permanent afgesloten, gecompliceerde operaties |
Tabel 1: Nadelen van CVST-diermodellen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
In deze studie werd met succes een nieuw type CVST-model vastgesteld door een zelfgemaakte draadplug in het SSS van SD-ratten te plaatsen. Bovendien werden laser-spikkelbloedstroombeeldvorming en MRI bij kleine dieren gecombineerd om veranderingen in de bloedstroom op het hersenoppervlak van SD-ratten voor en na de embolisatie te controleren om ischemische timing en locatie te standaardiseren.
In 1989 maakten Longa et al. een omkeerbaar MCA-occlusiemodel door retrograde een zelfgemaakte nylon hechtdraad in de uitwendige halsslagader van ratten te plaatsen12. Om de stabiliteit van dit model te verbeteren, zijn sindsdien verschillende verbeterde methoden ingevoerd13. Dit MCA occlusiemodel maakt nauwkeurige ischemische timing en locatie mogelijk, is gemakkelijk te recanaliseren en is veel gebruikt in fundamenteel onderzoek naar cerebrale arteriële beroerte14,15. In de huidige studie, voortbouwend op het ontwerp van het MCAO-model, werd een nieuw CVST-model vastgesteld door een zelfgemaakte draadstekker in het midden van de SSS-uitgangspositie te plaatsen.
Om de pathogene mechanismen van CVST op te helderen, zijn verschillende diermodellen vastgesteld en geïmplementeerd (tabel 1). Het eenvoudige SSS-ligatiemodel kan schade aan de hersenschors van het dier niet voorkomen6,7. Het door ijzerchloride geïnduceerde SSS-trombosemodel veroorzaakt ook onvermijdelijk schade aan de hersenschors van het dier als gevolg van de toxiciteit van ijzerchloride9. Als alternatief model kan een draadstekker in de SSS worden geplaatst om contact met de hersenschors volledig te voorkomen, wat kan helpen om eventuele corticale schade te beperken. Het SSS-model voor interne injectieversnellers maakt gebruik van een fotochemische methode om trombose op te wekken met de mogelijkheid van recanalisatie8; dit model maakt gebruik van een zelfgemaakte nylon draad plug om betrouwbare embolisatie op een vaste locatie te induceren. De embolie die wordt gebruikt in het zelfgemaakte embolisme-occlusiemodel is moeilijk vast te stellen, wat de schade aan vasculaire endotheelcellen verhoogt en niet kan worden gerecanaliseerd11. De zelfgemaakte draadplug die in dit model wordt gebruikt, is gemaakt van nylondraad en silicagel. Deze materialen hebben een flexibele textuur en een relatief glad oppervlak, waardoor de schade die door het materiaal zelf aan de hersenschors en SSS endotheelcellen wordt veroorzaakt tijdens het modelleringsproces wordt geminimaliseerd. Er zijn individuele verschillen in de diameter van de SSS bij SD-ratten. Om de invloed van deze parameter uit te sluiten, wordt de specificatie van de draadstekker bepaald op basis van de gegevens die zijn verkregen uit meerdere metingen van de SSS en iemands bedrijfservaring. Bovendien herstelt een dergelijk letsel gemakkelijk nadat de stekker eruit is getrokken, wat de mogelijkheid biedt voor daaropvolgende SSS-recanalisatie.
Deze huidige studie heeft met succes een nieuw CVST-model vastgesteld dat schade minimaliseerde, nauwkeurige controleerbaarheid mogelijk maakte en een goede stabiliteit opleverde. Bovendien werden MRI bij kleine dieren en beeldvorming van de bloedstroom van laservlekken gecombineerd om de stabiliteit van het model te verifiëren en hersenbloed voor en na embolisatie te evalueren. Samen vormen de huidige bevindingen en het huidige protocol een basis voor verdere studies naar het voorkomen, de ontwikkeling en de bijbehorende pathofysiologische mechanismen van CVST.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen hebben.
Acknowledgments
Deze studie werd ondersteund door grant Scientific Research Foundation for the High-level Talents, Fujian University of Traditional Chinese Medicine (X2019002-talents).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2 mL syringe | Becton,Dickinson and Company | 301940 | |
| brain stereotaxic instrument | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | 68025 | |
| dissecting microscope | Wuhan SIM Opto-technology Co. | SIM BFI-HR PRO | |
| high-speed skull drill | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | 78046 | |
| laser-speckle blood-flow imaging system | Wuhan SIM Opto-technology Co. | SIM BFI-HR PRO | |
| needle holder | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F31022-12 | |
| needle thread | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F33303-08 | |
| scissors | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | S13029-14 | |
| silica gel | Heraeus Kulzer | 302785 | |
| small animal anesthesia machine | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | R540 | |
| small-animal MRI | Bruker Medical GmbH | Biospec 94/30 USR | |
| tweezers | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F11029-11 | |
| vascular forceps | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F22003-09 |
References
- Bousser, M. G., Ferro, J. M. Cerebral venous thrombosis: an update. Lancet Neurology. 6 (2), 162-170 (2007).
- Guenther, G., Arauz, A. Cerebral venous thrombosis: A diagnostic and treatment update. Neurologia. 26 (8), 488-498 (2011).
- Stam, J. Thrombosis of the cerebral veins and sinuses. New England Journal of Medicine. 352 (17), 1791-1798 (2005).
- Einhäupl, K., et al. EFNS guideline on the treatment of cerebral venous and sinus thrombosis in adult patients. European Journal of Neurology. 17 (10), 1229-1235 (2010).
- Coutinho, J. M., Zuurbier, S. M., Stam, J. Declining mortality in cerebral venous thrombosis: a systematic review. Stroke. 45 (5), 1338-1341 (2014).
- Gotoh, M., Ohmoto, T., Kuyama, H. Experimental study of venous circulatory disturbance by dural sinus occlusion. Acta Neurochir (Wien). 124 (2-4), 120-126 (1993).
- Miyamoto, K., Heimann, A., Kempski, O. Microcirculatory alterations in a mongolian gerbil sinus-vein thrombosis model. Journal of Clinical Neuroscience. 8 (4), (2001).
- Ungersböck, K., Heimann, A., Kempski, aO. Cerebral Blood Flow Alterations in a Rat Model of Cerebral Sinus Thrombosis. Stroke. 24 (4), (1993).
- Röttger, C., et al. A new model of reversible sinus sagittalis superior thrombosis in the rat: magnetic resonance imaging changes. Neurosurgery. 57 (3), 573-580 (2005).
- Chen, C., et al. Photothrombosis combined with thrombin injection establishes a rat model of cerebral venous sinus thrombosis. Neuroscience. 306, 39-49 (2015).
- Yang, H., Meng, Z., Zhang, C., Zhang, P., Wang, Q. Establishing a new rat model of central venous sinus thrombosis and analyzing its pathophysiological and apoptotic changes. Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 130-135 (2012).
- Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
- Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).
- Wang, E., et al. Mapping tissue pH in an experimental model of acute stroke - Determination of graded regional tissue pH changes with non-invasive quantitative amide proton transfer MRI. Neuroimage. 191, (2019).
- Liu, C., et al. Identification of Vigilin as a Potential Ischemia Biomarker by Brain Slice-Based Systematic Evolution of Ligands by Exponential Enrichment. Analytical Chemistry. 91 (10), 6675-6681 (2019).
