Summary
Ici, nous établissons un modèle original de rat de Sprague-Dawley (écart-type) de la thrombose supérieure du sinus sagittal (SSS) par l’intermédiaire d’une méthode de fil-embolization, et la stabilité et la fiabilité du modèle ont été vérifiées.
Abstract
Les mécanismes contribuant au début naturel de la thrombose cérébrale de sinus veineux (CVST) sont la plupart du temps inconnus, et une série de facteurs incontrôlables sont impliqués dans le cours de la maladie, ayant pour résultat de grandes limitations dans la recherche clinique. Par conséquent, l’établissement de modèles animaux CVST stables qui peuvent normaliser une variété de facteurs de confusion incontrôlables a aidé à contourner les lacunes de la recherche clinique. Au cours des dernières décennies, divers modèles animaux CVST ont été construits, mais les résultats basés sur ces modèles ont été incohérents et incomplets. Par conséquent, afin d’explorer plus loin les mécanismes pathophysiologiques de CVST, il est nécessaire d’établir un modèle animal nouveau et fortement compatible, qui a la valeur pratique importante et la signification scientifique pour le diagnostic et le traitement de CVST. Dans la présente étude, un modèle original de rat de Sprague-Dawley (écart-type) de la thrombose supérieure du sinus sagittal (SSS) a été établi par l’intermédiaire d’une méthode de fil-embolization, et la stabilité et la fiabilité du modèle ont été vérifiées. En plus, nous avons évalué des changements du flux sanguin veineux cérébral chez les rats après la formation de CVST. Collectivement, le modèle de SD-rat SSS-thrombose représente un modèle animal original de CVST qui est facilement établi, réduit au minimum le trauma, donne la bonne stabilité, et tient compte de contrôler avec précision la synchronisation et l’emplacement ischémiques.
Introduction
La thrombose cérébrale des sinus veineux (CVST) est une maladie rare du système veineux cérébral qui ne représente que 0,5 à 1,0% de toutes les causes d’AVC, mais a un taux d’occurrence relativement élevé chez les enfants et les jeunes adultes1. Au cours de l’autopsie, le CVST s’est avéré être la cause de 10% des décès par maladie cérébrovasculaire2. La thrombose peut se produire dans n’importe quelle partie du système veineux intracrânien. Le sinus sagittal supérieur (SSS) est l’un des secteurs les plus généralement affectés dans CVST et peut impliquer de multiples vaisseaux sanguins. En raison de la sténose ou de l’occlusion des sinus veineux, le retour veineux intracrânien est bloqué, ce qui s’accompagne souvent d’une augmentation de la pression intracrânienne3. Les manifestations cliniques du CVST sont complexes et varient au fil du temps; bien qu’il y ait un manque de spécificité des symptômes, les symptômes les plus communs incluent le mal de tête (77.2%), les saisies (42.7%), et les déficits neurologiques (39.9%). Dans les cas graves, le coma et même la mort peuvent survenir4,5. Au cours des dernières années, en raison de l’amélioration globale des normes médicales et sanitaires et de la sensibilisation à la santé publique, la proportion de facteurs de risque connexes a changé, la proportion de traumatismes et d’infections a diminué, et la proportion de CVST causée par la grossesse, la période puerpérale, les contraceptifs oraux et d’autres raisons a progressivement augmentéde 5.
Actuellement, la pathogénie de CVST n’est toujours pas bien comprise. Pour explorer le CVST en profondeur, d’autres recherches physiopathologiques sont nécessaires. Cependant, la plupart de ces méthodes de recherche sont invasives et donc difficiles à mettre en œuvre cliniquement. En raison de nombreuses limites de la recherche clinique, les modèles animaux présentent des avantages irremplaçables en termes de recherche fondamentale et translationnelle.
La cause de CVST est complexe, car son début initial est souvent non reconnu et l’endroit de la formation de thrombus est fortement variable. Heureusement, les modèles animaux peuvent obtenir un meilleur contrôle de ces facteurs. Au cours des dernières décennies, une variété de modèles animaux CVST ont été établis, et chaque modèle a ses propres inconvénients. Selon les différentes méthodes de production, ils peuvent être grossièrement divisés en catégories suivantes: le modèle simple de ligature SSS6,7; le modèle d’accélérateur d’injection interneSSS 8; le modèle9de thrombose SSS induite par le chlorure ferrique ; le modèle photochimique-induit de thrombose SSS10; et le modèle SSS d’embolie-occlusion auto-fabriquée11. Cependant, la plupart de ces modèles sont incapables de contourner les dommages invasifs au cortex cérébral de l’animal et ne sont pas en mesure de contrôler avec précision l’heure et l’emplacement ischémiques. Dans certains modèles, le thrombus va se recanaliser spontanément ; dans d’autres modèles, le SSS devient définitivement occlu. En outre, des opérations compliquées et/ou des dommages sérieux peuvent affecter des résultats pathophysiologiques suivants dans ces modèles.
Dans la présente étude, un bouchon de fil a été inséré dans le SSS des rats de Sprague-Dawley (écart-type) pour établir avec succès un modèle CVST qui a réduit au minimum des dommages, a permis le contrôle précis, et a donné la bonne stabilité. De plus, l’imagerie par résonance magnétique (IRM) pour les petits animaux et l’imagerie du flux sanguin par moucheture laser ont été combinées pour vérifier l’efficacité du modèle. Nous avons évalué des changements du flux sanguin cérébral avant et après l’établissement de notre modèle, aussi bien que nous avons évalué la stabilité de notre modèle, posant une base pour d’autres études explorant l’occurrence, le développement, et les mécanismes pathophysiologiques relatifs de CVST.
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Protocol
Les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le Comité des normes médicales et de l’éthique de l’Université médicale de Wenzhou et sont conformes à la législation chinoise sur l’utilisation et les soins des animaux de laboratoire.
1. Préparation du bouchon de fil, des rats SD et de l’équipement expérimental
- Utilisez un fil de nylon d’un diamètre de 0,28 mm comme corps principal du bouchon de filetage.
REMARQUE: La douceur et la dureté du fil de nylon doivent être modérées. - Couvrez une extrémité du fil de nylon avec un matériau en silicone. La longueur de la partie silicone du bouchon de filetage est d’environ 1,2 cm et le diamètre est d’environ 1,2 mm. La tête est effilée et la partie silicone est cylindrique. Réservez encore 5-7 cm. Le fil de nylon est facile à serrer et peut être coupé en fonction des besoins spécifiques après l’opération.
- Utilisez de l’éthanol à 75% pour tremper le bouchon de fil pendant 3 min avant l’opération et rincez tout éthanol résiduel avec une solution saline normale avant de le boucher.
- Sélectionnez 12 rats SD mâles pesant entre 280 et 320 g, et divisez-les au hasard en un groupe fictif et un groupe expérimental (n = 6 par groupe). Après une semaine d’adaptation environnementale, jeûne les rats pendant 12 h et les prive d’eau pendant 4 h avant l’opération.
- Préparer l’équipement expérimental suivant nécessaire à l’expérience : une machine d’anesthésie pour petits animaux, un instrument stéréotaxique cérébral, un microscope de dissection, une perceuse de crâne à grande vitesse, des ciseaux, des pinces à épiler, une pince vasculaire, un porte-aiguille, un fil d’aiguille, une seringue de 2 mL, un système d’imagerie du flux sanguin à mouchetage laser et un scanner IRM pour petits animaux.
2. Construction du modèle SD-Rat SSS-Embolization via l’embolisation de fil
- Placez le rat SD dans une boîte d’anesthésie-induction et utilisez un appareil anesthésique pour petits animaux pour administrer 4% d’isoflurane afin d’induire une anesthésie. Par la suite, utilisez une pince pour confirmer que les membres postérieurs et les orteils du rat SD ne répondent pas au pincement modéré.
- Fixez rapidement le rat SDavec les cheveux supérieurs rasés en position couchée sur un dispositif stéréotaxique cérébral. Maintenir l’anesthésie avec 1,5-2,0% d’isoflurane (à une vitesse de 0,5 L/min), et stabiliser la fréquence respiratoire à 40-60 respirations/min. Stabiliser la température corporelle du rat à l’moyen d’un coussin chauffant à 37±0,2 °C.
- Appliquez un lubrifiant ophtalmique stérile pour les yeux après que le rat a été placé sur le cadre stéréotaxique pour protéger les cornées du dessèchement pendant l’anesthésie.
- Stériliser la surface sur le dessus de la tête du rat avec 5% d’iode povidone alternant trois fois avec 75% d’éthanol. Faites une incision de la peau (2,0 cm de long) au milieu de la tête, puis décollez soigneusement le fascia supérieur et le périoste pour exposer complètement le crâne.
- Confirmez les positions de la fontanelle antérieure, de la fontanelle postérieure, de la suture coronale, de la suture sagittale et de la suture à chevrons.
- Utilisez la zone située entre la suture coronale et la suture à chevrons comme zone d’observation du flux sanguin. Pour empêcher le crâne d’affecter l’observation pendant l’imagerie du flux sanguin au laser, amincir le crâne dans la zone d’observation jusqu’à ce que les vaisseaux sanguins soient clairement visibles. La taille du crâne aminci doit être d’environ 1,0 cm × 1,0 cm. Cette étape et ce qui suit sont tous réalisés sous un microscope de dissection.
- Pendant le broyage du crâne, utilisez une solution saline à température normale pour rincer la perceuse à plusieurs reprises afin d’éviter les brûlures à haute température dans le cortex cérébral.
- Utilisez une perceuse à grande vitesse pour broyer le crâne dans une fenêtre osseuse de 6,0 mm x 4,0 mm centrée sur bregma pour exposer le SSS de la zone bregma.
- Utilisez une solution saline normale pour refroidir le crâne pendant le broyage. Lorsque le crâne devient mince, utilisez une pince à épiler pour enlever soigneusement les morceaux d’os restants afin d’éviter de déchirer le SSS.
- Choisissez un bouchon de filetage approprié, utilisez le point Bregma SSS comme point de bouchon, perforez-le soigneusement avec une aiguille de seringue de 2 mL et insérez rapidement la tête de bouchon de filetage dans le point de bouchon.
- À ce stade, l’angle entre l’extrémité de la tête de filetage et le SSS devrait être d’environ 30 à 45°; ajustez ensuite l’angle entre l’extrémité du bouchon de filetage et le SSS à 0-10 degrés, et insérez lentement le SSS dans le centre jusqu’à ce que la tête atteigne le bord postérieur de la confluence sinusale. Ensuite, coupez la partie excédentaire de la queue.
REMARQUE: Saignement rapide peut se produire lorsque le SSS est perforé. Si l’extrémité du bouchon de filetage ne peut pas être rapidement insérée dans le point de bouchon en même temps, utilisez une petite gaze ou une boule de coton pour appuyer doucement sur le point de bouchon tout en glissant lentement vers le bas pour exposer soigneusement le point de bouchon, puis insérez rapidement l’extrémité du boulon métallique dans le SSS. Une fois le bouchon de fil inséré, s’il y a un saignement au point du bouchon, des matériaux hémostatiques tels qu’une éponge à gélatine peuvent être utilisés pour arrêter le saignement.
- À ce stade, l’angle entre l’extrémité de la tête de filetage et le SSS devrait être d’environ 30 à 45°; ajustez ensuite l’angle entre l’extrémité du bouchon de filetage et le SSS à 0-10 degrés, et insérez lentement le SSS dans le centre jusqu’à ce que la tête atteigne le bord postérieur de la confluence sinusale. Ensuite, coupez la partie excédentaire de la queue.
3. Détection du flux sanguin à la surface du cerveau des rats SD
- Utilisez une source de lumière laser pour éclairer uniformément la zone d’observation du flux sanguin. La lumière réfléchie est recueillie par une caméra et est transmise à un ordinateur pour analyse. Utilisez les paramètres suivants pour le système d’imagerie du flux sanguin à moucheture laser : longueur d’onde : λ = 785 nm ; et temps d’exposition de l’image : T = 10 ms.
- Centrez la zone d’observation du flux sanguin SD-rat dans le champ de vision du système d’imagerie du flux sanguin laser-moucheté et effectuez une surveillance continue du flux sanguin à la surface du cerveau pendant 2 minutes. Recueillir et traiter les données de flux sanguin avant et après embolization pour chaque rat d’écart-type, et obtenir la carte de flux sanguin de laser-moucheture de la zone observée.
- Rincez à plusieurs reprises la zone opérée avec une solution saline normale pour éliminer les débris osseux et les résidus. Suturer la peau (0# fil) et désinfecter avec de l’iodophore.
- Maintenez la température corporelle jusqu’à ce que le rat se réveille après la chirurgie, puis logez-vous dans une seule cage avec de la nourriture et de l’eau fournies ad libitum. Le groupe fictif ne peut pas être branché.
- Une fois la collecte des données terminée, effectuez un post-traitement.
- Sélection complète de la région d’intérêt (ROI) via les outils fournis par le logiciel du système d’imagerie du flux sanguin laser-speckle. Les valeurs obtenues sont la valeur moyenne de flux sanguin dans le ROI, et les valeurs locales de cérébral-sang-flux avant et après embolization. Utilisez la valeur du flux sanguin avant l’embolisation comme valeur de base.
- Sélectionnez quatre ROIs et mesurez le changement relatif du flux sanguin cérébral dans chaque ROI, exprimé comme le changement en pourcentage de la valeur de référence.
4. Détection de la position du fil sur les petits animaux IRM
- Utilisez les paramètres d’imagerie pondérésT2 (T2WI) suivants pour le système d’imagerie IRM : temps d’écho (TE) = 33 ms, temps de répétition (TR) = 3000 ms, nombre d’excitation (NEX) = 4, tranches = 28, épaisseur de tranche = 0,8 mm, taille de matrice = 256*256 mm2, angle de retournement = 80°, champ de vision (FOV) = 30*30 mm2,temps de balayage = 6 min 24 s; Des paramètres de résonance magnétique de l’angiographie (MRA) ont été réglés comme suit : TE = 4.4 ms, TR = 12 ms, NEX = 4, tranches = 80, épaisseur de tranche = 0.4 millimètre, taille de matrice = 256*256 millimètre2,angle de retournement = 80°, FOV = 30*30 mm2,temps de balayage = 16 min 23 sec 40 ms.
- Fixez l’animal sur la table de balayage d’IRM, calibrez la position du cerveau en positionnant le balayage, et effectuez le balayage de séquence T2WI et MRA après avoir confirmé la position.
- Utilisez l’anesthésie continue via la machine d’anesthésie animale pendant la détection. Ensuite, euthanasier les rats SD par injection intrapéritonéale de pentobarbital excessif.
- Acquisition d’image et post-traitement: après avoir collecté les données d’image, afin d’observer plus clairement l’état du bouchon de fil dans le SSS, utilisez la méthode d’amélioration de la pseudo-couleur pour afficher l’image T2WI du cerveau du rat.
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Representative Results
Pour établir le modèle SD-RAT SSS-thrombose au moyen de la méthode de suture, la suture doit être préparée à l’avance (figure 1A), et l’équipement requis pour l’expérience (Figure 1B) doit être préparé. En raison de la nature délicate de l’opération, la préparation du modèle doit être effectuée sous un microscope de dissection. Les principales étapes sont illustrées à la figure 2. Pour faciliter la description des détails spécifiques de l’observation du flux sanguin du modèle, la figure 3B marque la zone d’observation du flux sanguin, la fenêtre osseuse et le point de bouchon, et montre également l’état du bouchon de filetage inséré dans le SSS(figure 3C). Une fois la préparation du modèle terminée, l’imagerie du flux sanguin par moucheture laser est utilisée pour détecter le flux sanguin à la surface du cerveau des rats SD(figure 4A,B). La figure 4C montre que le flux sanguin dans le SSS et les veines de pont (BVs) ont été diminués de manière significative comparée à ceux dans l’artère cérébrale moyenne (MCM) et les capillaires (CAP). Ensuite, l’IRM pour les petits animaux est utilisée pour détecter l’état du bouchon de filetage dans le SSS à partir de la position horizontale(figure 5A),de la position sagittale(figure 5B)et de la position coronale(figure 5C). Les images montrent que le bouchon de fil est en place, ce qui confirme l’embolisation du SSS.
Figure 1. Image de l’embolie de fil et des conditions expérimentales. (A) Image de l’embolie fili-fils auto-fabriquée (a: tête d’embolie fililigne, b: corps d’embolie fili-fils). Barre d’échelle = 5 mm.(B)Équipement principal requis pour cette expérience. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. Les principales étapes du modèle SD-rat SSS-thrombose. (A) Serrer les orteils des membres postérieurs du rat SD avec des pinces pour vérifier la réussite de l’anesthésie. (B) Fixer le rat SD sur un dispositif stéréotaxique et stériliser la surface sur le dessus de la tête. (C) Couper la peau. (D) Décollez le fascia supérieur et le périoste, et exposez complètement le crâne. (E) Percer et polir la zone d’observation et le crâne de la fenêtre osseuse jusqu’à ce que les vaisseaux sanguins soient clairement visibles. (F) Retirez soigneusement les fragments d’os à la fenêtre osseuse avec une pince pour éviter de déchirer le SSS. (G) Sélectionnez une fiche de filetage appropriée. (H) Utilisez une aiguille de seringue pour percer le point de bouchon et insérez le bouchon de fil rapidement. (I)Régler l’angle entre le bouchon de filetage et le SSS. (J)Insérer la suture lentement. (K) jusqu’à ce que la pointe atteigne le bord postérieur de la confluence sinusale. (L) Suturer le cuir chevelu. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3. Observation et opération des rats SD. (A) Des repères anatomiques du crâne supérieur des rats de SD ont été affichés pour faciliter l’emplacement de SSS (a : bregma, b : bregma postérieur). (B) La zone rouge arrondie-rectangulaire est la zone d’observation du flux sanguin, et la zone bleue arrondie-rectangulaire est la fenêtre osseuse. La zone circulaire rouge est le point de bouchon, et la flèche pointe vers le sinus sagittal supérieur. (C)État de la fiche insérée dans le SSS à partir du point de bouchon (flèche bleue). La flèche blanche pointe vers le corps du bouchon, tandis que la flèche rouge pointe vers la tête du fil. Barre d’échelle = 2 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4. Comparaison du flux sanguin avant et après l’insertion de fil-embolie. imagerie de flux sanguin de Laser-moucheture du flux sanguin cérébral des ratsd’écart-type (A)avant et(B)après embolization. La colonne bleue à rouge à droite représente la plage des valeurs de flux sanguin de petite à grande. Dans (A), le retour sur investissement sélectionné est marqué (a: SSS, b: BV, c: MCA, d: CAP). (C) Un diagramme à barres du flux sanguin cérébral relatif (CBF) est montré. L’analyse unidirectionnelle de la variance a indiqué le flux sanguin sensiblement diminué dans le SSS et le BV (# P <0.001 contre MCA et CAP ; * P <0.001 contre MCA et CAP). Barre d’échelle = 1 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5. Résultats de la vérification par IRM. L’IRM des petits animaux montre l’état du bouchon de fil (représenté par la flèche noire) dans le SSS à partir des positions horizontales(A),sagittale(B)et coronale(C). Barre d’échelle = 2 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Modèle animal CVST | Limitations |
| modèle de ligature SSS simple | lésions du cortex cérébral, occluses de façon permanente |
| Modèle d’accélérateur d’injection interne SSS | lésions du cortex cérébral, recanalisation spontanée, temps ischémique et emplacement inexacts |
| modèle de thrombose SSS induite par le chlorure ferrique | lésions du cortex cérébral, recanalisation spontanée |
| modèle photochimique-induit de thrombose SSS | lésions du cortex cérébral, recanalisation spontanée |
| modèle d’embolie-occlusion auto-fabriqué | lésions du cortex cérébral, occlus en permanence, opérations compliquées |
Tableau 1 : Inconvénients des modèles animaux CVST.
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Discussion
Dans cette étude, un nouveau type de modèle CVST a été établi avec succès en insérant un bouchon de fil auto-fabriqué dans le SSS des rats SD. En plus, la formation image de flux sanguin de laser-moucheture et le petit-animal MRI ont été combinés pour surveiller des changements du flux sanguin sur la surface de cerveau des rats d’écart-type avant et après l’embolization afin de normaliser la synchronisation et l’emplacement ischémiques.
En 1989, Longa et al. ont réalisé un modèle d’occlusion réversible de MCA en insérant rétrogradement une suture en nylon autodigrade dans l’artère carotide externe des rats12. Pour améliorer la stabilité de ce modèle, plusieurs méthodes améliorées ont depuis été introduites13. Ce modèle d’occlusion MCA permet un timing et un emplacement ischémiques précis, est facile à recanaliser et a été largement utilisé dans la recherche fondamentale étudiant l’AVC artériel cérébral14,15. Dans la présente étude, en s’appuyant sur la conception du modèle MCAO, un nouveau modèle CVST a été établi en insérant un bouchon de fil auto-fabriqué au centre de la position de départ SSS.
Pour élucider les mécanismes pathogènes du CVST, divers modèles animaux ont été établis et mis en œuvre(tableau 1). Le modèle simple de ligature SSS ne peut éviter d’endommager le cortex cérébral de l’animal6,7. Le modèle de thrombose SSS induit par le chlorure ferrique cause également inévitablement des dommages au cortex cérébral de l’animal en raison de la toxicité du chlorure ferrique9. Comme modèle alternatif, un bouchon de fil peut être inséré dans le SSS afin d’éviter complètement le contact avec le cortex cérébral, ce qui peut aider à atténuer tout dommage cortical. Le modèle d’accélérateur d’injection interne SSS utilise une méthode photochimique pour induire une thrombose avec possibilité de recanalisation8; ce modèle utilise un bouchon en nylon-fil fabriqué par lui-même pour induire une embolisation fiable à un endroit fixe. L’embolie utilisée dans le modèle d’embolie-occlusion auto-fabriqué est difficile à établir, ce qui augmente les dommages aux cellules endothéliales vasculaires et ne peut pas être recanalisé11. Le bouchon de fil auto-fabriqué utilisé dans ce modèle est fait de fil de nylon et de gel de silice. Ces matériaux ont une texture flexible et une surface relativement lisse, qui minimisent les dommages causés par le matériau lui-même au cortex cérébral et aux cellules endothéliales SSS pendant le processus de modélisation. Il y a des différences individuelles dans le diamètre du SSS chez les rats sd. Pour exclure l’influence de ce paramètre, la spécification du bouchon de filetage est déterminée en fonction des données obtenues à partir de plusieurs mesures du SSS et de l’expérience d’exploitation d’une personne. En outre, une telle blessure se rétablit facilement après le retrait du bouchon, ce qui offre la possibilité d’une recanalisation ultérieure du SSS.
Cette étude a établi avec succès un nouveau modèle CVST qui a réduit au minimum des dommages, a permis une contrôlabilité précise et a donné une bonne stabilité. En plus, le petit-animal MRI et la formation image de flux sanguin de laser-moucheture ont été combinés pour vérifier la stabilité du modèle et évaluer le sang cérébral avant et après embolization. Pris ensemble, les résultats et le protocole actuels fournissent une base pour d’autres études explorant l’occurrence, le développement, et les mécanismes pathophysiologiques relatifs de CVST.
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Disclosures
Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.
Acknowledgments
Cette étude a été soutenue par une subvention de la Fondation de recherche scientifique pour les talents de haut niveau de l’Université de médecine traditionnelle chinoise du Fujian (X2019002-talents).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2 mL syringe | Becton,Dickinson and Company | 301940 | |
| brain stereotaxic instrument | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | 68025 | |
| dissecting microscope | Wuhan SIM Opto-technology Co. | SIM BFI-HR PRO | |
| high-speed skull drill | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | 78046 | |
| laser-speckle blood-flow imaging system | Wuhan SIM Opto-technology Co. | SIM BFI-HR PRO | |
| needle holder | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F31022-12 | |
| needle thread | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F33303-08 | |
| scissors | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | S13029-14 | |
| silica gel | Heraeus Kulzer | 302785 | |
| small animal anesthesia machine | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | R540 | |
| small-animal MRI | Bruker Medical GmbH | Biospec 94/30 USR | |
| tweezers | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F11029-11 | |
| vascular forceps | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F22003-09 |
References
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