Summary
Describimos una técnica de transducción transitoria rápida en diferentes etapas de desarrollo de Echinococcus granulosus utilizando vectores lentivirales de tercera generación.
Abstract
La equinococosis quística o enfermedad hidatídica es una de las enfermedades parasitarias zoonóticas más importantes causadas por Echinococcus granulosus, una pequeña tenia que se alberga en el intestino de los caninos. Existe una necesidad urgente de investigación genética aplicada para comprender los mecanismos de patogénesis y control y prevención de enfermedades. Sin embargo, la falta de un sistema eficaz de evaluación de genes impide la interpretación directa de la genética funcional de los parásitos cestodos, incluidas las especies de Echinococcus . El presente estudio demuestra el potencial de transducción transitoria del gen lentiviral en las formas metacestoide y estrobilada de E. granulosus. Los protoescoleces (PSC) se aislaron de quistes hidatídicos y se transfirieron a medios de cultivo bifásicos específicos para convertirse en gusanos estrobilados. Los gusanos fueron transfectados con lentivirus cosechados de tercera generación, junto con células HEK293T como control del proceso de transducción. Se detectó una pronunciada fluorescencia en los gusanos estrobilados durante 24 h y 48 h, lo que indica una transducción lentiviral transitoria en E. granulosus. Este trabajo presenta el primer intento de transducción transitoria basada en lentivirus en tenias y demuestra los resultados prometedores con implicaciones potenciales en estudios experimentales sobre la biología de los gusanos planos.
Introduction
La equinococosis quística (CE) es una de las enfermedades helmínticas más importantes causadas por Echinococcus granulosus, una pequeña tenia dentro de la familia Taeniidae 1,2. Se han llevado a cabo extensos estudios sobre el inmunodiagnóstico y el desarrollo de vacunas para E. granulosus. Sin embargo, el conocimiento inadecuado sobre las bases moleculares de la biología del parásito plantea importantes limitaciones en el diagnóstico, manejo y prevención de la enfermedad hidatídica 3,4,5,6.
En los últimos años, debido al desarrollo de la secuenciación del genoma y los métodos transcriptómicos, varios grupos de investigación 7,8,9 han realizado una amplia gama de estudios moleculares sobre gusanos planos. Sin embargo, en el mundo de los parásitos, los avances en la tecnología de transferencia de genes en gusanos planos parásitos siguen siendo limitados en comparación con los métodos de transducción transitoria altamente reproducibles desarrollados para algunos protozoos 10,11,12.
El uso de sistemas de administración viral se ha convertido en una herramienta esencial para la administración de transgenes y las investigaciones de genes / proteínas en las últimas dos décadas13. El lentivirus infecta tanto a las células en división como a las que no se dividen, lo que permite infectar las células postmitóticas 14,15,16. La evidencia reciente indica que el uso de un sistema de transducción basado en lentivirus en células de mamíferos ofrece el potencial de superar la mayoría de las limitaciones de las técnicas anteriores de knock-in/knock-down. El diseño y construcción de vectores lentivirales de expresión con marcadores moleculares apropiados, como la expresión GFP, han sido descritos previamente16. Por lo tanto, evaluamos la transducción transitoria lentiviral de un gen reportero GFP en los protoescoleces y gusanos estrobilados de E. granulosus.
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Protocol
Este estudio fue aprobado por el Instituto Nacional para el Desarrollo de la Investigación Médica y el Comité de Revisión de Ética en investigación, No. 958680. Los lentivirus se clasifican como organismos BSL-2; por lo tanto, todos los procedimientos de cultivo de laboratorio en este protocolo se llevaron a cabo utilizando prácticas de laboratorio estériles y se llevaron a cabo bajo una campana de flujo laminar de acuerdo con las pautas de los NIH. La Figura 1 muestra una presentación esquemática del protocolo de estudio para las diferentes etapas de E. granulosus .
1. Recolección de quistes hidatídicos
- Recolecte quistes hidatídicos hepáticos de ovejas infectadas naturalmente que se sacrifican rutinariamente en un matadero.
- Esterilizar completamente la superficie del quiste con gasa estéril y alcohol al 70% antes de aspirar los protoescoces (PSC).
- Aspire 20-50 ml de líquido hidatídico en tubos cónicos estériles de 50 ml.
- Después del drenaje, elimine el quiste con una cuchilla afilada, transfiera la capa germinal a un tubo cónico estéril de 50 ml y agítelo durante un corto período (~ 2 min) para aumentar la acumulación de PSC. Transfiera la capa germinal a un nuevo tubo de 1,5 ml para la caracterización molecular.
- Lave las PSC 3-5x con solución salina tamponada con fosfato (PBS).
- Observe las PSC en eosina al 0,1% durante 5 minutos para determinar la viabilidad de la PSC bajo un microscopio de luz. Utilice PSC con al menos un 95% de viabilidad para la cultura.
- Tratar el precipitado de PSC con 2 ml de pepsina (2 mg/ml, pH 2) durante 15-20 min.
- Para aislar PSC individuales, resuspender el sedimento PSC en PBS y pasarlo a través de dos capas de gasa estéril en un nuevo tubo cónico estéril de 50 ml.
NOTA: Calcule el promedio de tres recuentos en 50 μL de sedimentos PSC utilizando un microscopio de luz. Para ensayos posteriores, utilice el valor estimado para determinar las PSC/μL. Cada aislado de quiste hidatídico debe caracterizarse en base a polimorfismos de nucleótidos por métodos moleculares, como la secuenciación por PCR17 o el análisis de la curva de fusión de alta resolución18.
2. Cultivo bifásico de PSCs de E. granulosus para obtener gusanos adultos
NOTA: Las PSC aisladas deben cultivarse en condiciones estériles bajo un gabinete de flujo laminar Clase II. Prepare las fases sólida y líquida del medio de cultivo bifásico por separado antes de continuar con los siguientes pasos19.
- Preparar el medio de cultivo bifásico para que conste de dos fases.
- Para la fase sólida, añadir 10 ml de suero bovino a un matraz de 25 ml y dejar coagular a 76 °C durante 20-30 min.
- Para la fase líquida (CMRL modificado), mezcle 100 ml de suero fetal de ternero (FCS) inactivado por calor, 36 ml de extracto de levadura al 5%, 5,6 ml de glucosa al 30 % (en agua destilada), 1,4 ml de bilis de perro al 5 % en PBS, tampón HEPES de 20 mM y 10 mM naHCO3 en 260 ml de medio CMRL-1066. Finalmente, agregue penicilina (100 UI/ml) y estreptomicina (100 mg/ml) a la mezcla.
- Añadir 10 ml del medio en fase líquida a cada matraz de cultivo de25 cm 2 .
- Agregue ~ 5,000 PSC al matraz de cultivo y transfiera el matraz a la incubadora de CO2 (37 ° C, 5% CO2).
- Después de 24-48 h, transfiera las PSC a un nuevo matraz con la fase sólida (suero bovino) y agregue 1 ml del mismo medio de fase líquida fresca por matraz. Transfiera los matraces a la incubadora de CO2 (37 °C, 5% CO2).
- Cada 5-7 días, reemplace el medio con un medio de fase líquida fresca en función de los cambios en el color del medio de cultivo y la proporción estimada de PSC diferenciadas.
NOTA: Los protoescoleces responden rápidamente a los cambios ambientales después de ser cultivados, y la mayoría de ellos experimentan diferenciación dentro de 2-3 semanas. Debido al consumo de nutrientes y al crecimiento y desarrollo de los protoscoleces, el pH del medio de cultivo cambia y su color cambia hacia el naranja y el amarillo.
3. Cultivo monofásico de PSCs de E. granulosus
- Asegúrese de que el cultivo monofásico se realiza 24-48 h antes de la transducción.
- Cultivo ~ 5,000 PSCs en un matraz de cultivo de 25 cm2 con RPMI y suero bovino fetal al 10% (FBS).
- Transfiera los matraces a la incubadora de CO2 (37 °C, 5% CO2) hasta su uso.
4. Cultivo celular para la producción y preparación de virus
NOTA: Las células 293T (HEK293T) del riñón embrionario humano se obtuvieron para la producción de vectores del Centro de Investigación de Patología y Células Madre de la Universidad de Ciencias Médicas de Kerman.
- Transfiera 5 × 105 células HEK293T a un matraz de25 cm 2 que contenga 5 ml de DMEM con 10% de FBS, 100 U/mL de penicilina y 100 μg/ml de estreptomicina.
- Incubar las células HEK293T a 37 °C en 5% de CO2 y pasarlas en el medio de cultivo completo cada 48 h. Finalmente, utilice células HEK293T de paso bajo para la transducción20.
5. Producción y preparación del virus con los vectores lentivirales de tercera generación
NOTA: El vector lentivirus pCDH513b (vector de transferencia) y PLPII, PLPI y PMD2G (vectores ayudantes) se utilizaron para expresar el gen reportero GFP. Véase la Tabla de Materiales y la Figura Suplementaria S1.
- Día 1:
- Después de tripsinizar las células HEK293T21 en placas de cultivo de 6 pocillos, sembrar 7 × 104 células por pozo con DMEM fresco libre de antibióticos que contiene 10% de FBS.
- Utilice células con una confluencia del 50% al 60% para la transducción por el método del fosfato de calcio.
- Día 2:
- Reemplace el medio de cultivo celular 2-3 h antes del experimento con DMEM fresco libre de antibióticos que contenga 2% de FBS.
- En un tubo de 1,5 ml, mezcle los plásmidos lentivirales de tercera generación, incluidos 7 μg/μL pCDH513b (vector de transferencia), 4 μg/μL PLPII, 4 μg/μL PLPI y 2 μg/μL PMD2G (vectores auxiliares).
- Agregue el tampón HEPES (0.28 M NaCl, 0.05 M HEPES y 1.5 mM Na2HPO4; rango de pH óptimo, 7.00-7.28) a la mezcla a un volumen de 422 μL.
- Agregue 16 μL de tampón Tris-EDTA (TE) al 1% a la mezcla.
- Añadir 62 μL de cloruro de calcio de 2,5 mM a los tubos y mezclar bien.
- Agregue 500 μL de solución salina tamponada (HBS) 2x HEPES a la mezcla, gota a gota, dentro de 1-2 min usando una pipeta Pasteur. Mezclar suavemente hasta obtener una solución semiopaca, e incubar la mezcla durante 20 min a temperatura ambiente.
- Agregue la mezcla a cada plato lentamente y distribúyala con movimientos circulares lentos.
- Incubar las placas a 37 °C en una incubadora de CO2 al 5% y reemplazar el medio después de 4-6 h con DMEM libre de antibióticos que contenga 10% de FBS.
- Día 3:
- Confirme el éxito de la transducción transitoria y la viabilidad celular utilizando un microscopio de fluorescencia invertida.
- Día 4:
- Cosechar los virus del medio de cultivo recolectando el sobrenadante de cada pozo y almacenarlos a -70 °C hasta su uso.
NOTA: Los lentivirus cosechados podrían concentrarse y titularse para una transfección precisa22.
- Cosechar los virus del medio de cultivo recolectando el sobrenadante de cada pozo y almacenarlos a -70 °C hasta su uso.
6. Transducción transitoria de diferentes etapas de E. granulosus con el virus
- Día 1:
- Use una placa de cultivo de 12 pocillos para la transferencia de genes. Cultivo 5 × 103-5 × 104 células HEK293T en triplicado, con medio DMEM completo como referencia interna.
- Cultiva 150 PSCs frescos por triplicado en RPMI y 10% FBS.
- Cultivo de 30 gusanos estrobilados por triplicado en DMEM que contienen un 10% de FBS inactivado por calor.
NOTA: Todos los medios de transducción deben estar libres de antibióticos. Mantenga tres pozos de control no tratados para células HEK293T, PSC y gusanos estrobilados en el proceso. - Preparar una mezcla de 1 × 106 virus con reactivo de transfección de 4 μg/ml (ver la Tabla de Materiales) para transducir las células HEK293T y las diferentes etapas del gusano.
- Agregue la mezcla a cada plato lentamente y distribúyala con movimientos circulares lentos. Incubar las placas durante 4-6 h en una incubadora de CO2 (37 °C, 5% CO2). Reemplace el medio para cada muestra con el mismo medio de cultivo completo para minimizar los efectos tóxicos del reactivo de transfección.
- Día 2:
- Repita los pasos 6.1.4-6.1.5 para aumentar la eficiencia de la transducción transitoria para las células HEK293T, las PSC y los gusanos estrobilados.
- Incubar todas las placas durante 24-48 h en una incubadora de CO2 con las mismas condiciones de cultivo en función del tipo de medio celular.
- Día 3:
- Compruebe si la transducción es exitosa mediante el uso de microscopía de fluorescencia.
NOTA: Considere el uso de ensayos confirmatorios adicionales como PCR / qPCR20,23 o técnicas de Western blotting24 en el procedimiento de transferencia de genes.
- Compruebe si la transducción es exitosa mediante el uso de microscopía de fluorescencia.
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Representative Results
Aquí, describimos una técnica de transducción transitoria rápida y eficiente en E. granulosus mediante el uso de vectores lentivirales de tercera generación. Cultivamos PSCs en un medio de cultivo bifásico para obtener gusanos estrobilados, como se describió anteriormente25,26. Los protoscoleces se convierten en gusanos estrobilados después de 6 semanas in vitro. Se observaron diferentes etapas de E. granulosus en el medio de cultivo bifásico, incluyendo PSCs invaginadas (Figura 2A), PSCs evaginadas (Figura 2B) y gusanos estrobilados con formación proglotides primera y tercera (Figura 2C-E). Los protoescoleces y los gusanos estrobilados obtenidos de cultivos monofásicos y bifásicos, respectivamente, fueron transfectados con lentivirus que expresan GFP (Figura 3). Para evitar efectos de autofluorescencia, las observaciones microscópicas se compararon con la fluorescencia de fondo en los tres grupos de muestras, y todas las muestras por encima de este nivel de fondo se consideraron transfectadas.
Ajustamos la iluminación de campo y bajamos el obturador para evitar cualquier posible emisión de autofluorescencia en las muestras de control para cada tratamiento. Luego verificamos muestras tratadas con vectores lentivirales, en las que la emisión de luz verde contra un campo negro se consideró una transducción transitoria efectiva. Las células HEK293T, el control del proceso de transducción transitoria, expresan claramente la GFP (Figura 3D). Los gusanos adultos expresaron GFP más claramente en la capa tegumental (Figura 3F); sin embargo, las PSC demostraron un nivel algo más bajo de expresión de GFP después de 48 h. Algunos residuos de líquido de quiste y / o restos de la capa germinal alrededor de las PSC causaron cierta fluorescencia en el fondo en las muestras transfectadas. La intensidad de la fluorescencia en las células HEK293T y los gusanos estrobilados aumentó después de 24 h y 48 h (se observaron cambios menores en las PSC).
Figura 1: Presentación esquemática del protocolo de estudio. Abreviatura: PSCs = protoscoleces. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Las diferentes etapas de Echinococcus granulosus en medio de cultivo bifásico. (A) PSCs invaginadas, (B) PSCs evaginadas, (C, D) gusanos en proceso de estrobilación, (E) gusanos estrobilados con tercera formación proglótida, (F) gusanos en diferentes etapas de estrobilación en el medio de cultivo. Barras de escala = 200 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Transducción transitoria de diferentes etapas de Echinococcus granulosus y la línea celular de control en microscopía de luz y fluorescencia. (A,D) Células HEK293T como control del proceso de transducción, (B, E) protoscoleces, y (C, F) gusanos estrobilados. (G, H, I) Microscopía mixta de luz y florescencia. Barras de escala = 50 μm, 100 μm y 500 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura suplementaria S1: Mapa del vector de clonación y expresión de aDNc pCDH-CMV-MCS-EF1-GreenPuro. Haga clic aquí para descargar este archivo.
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Discussion
Comprender las bases moleculares de los nematodos y la biología de Platyhelminthes es crucial para comprender la patogenicidad de los parásitos zoonóticos27. La falta de un sistema eficaz de evaluación de genes es un obstáculo importante para la interpretación directa de la genética funcional de los parásitos cestodos, incluidas las especies de Echinococcus 12,27. El presente estudio demuestra el excelente potencial del lentivirus en la transducción transitoria de E. granulosus.
La transducción lentiviral combina la simplicidad de uso y la velocidad de la transducción transitoria con la fuerte expresión de líneas celulares estables para entregar transgenes a células de mamíferos28. El objetivo principal de este trabajo fue ilustrar el proceso de transducción de vectores lentivirales, que será crítico en futuras investigaciones sobre la equinococosis.
Los puntos críticos específicos deben tenerse en cuenta en este protocolo. Se deben observar estrictas condiciones de flujo de trabajo estéril debido a la omisión de antibióticos en el medio de cultivo, sin los cuales se puede esperar contaminación bacteriana y fúngica después de 24 h. La contaminación microbiana reduce la motilidad y viabilidad de los parásitos, y tanto las muestras transfectadas como las de control se perderán después de 72 h.
La selección de las etapas apropiadas en el ciclo de vida de Platyhelminthes y las condiciones de cultivo adecuadas son clave para el éxito de la transducciónde genes 12,27. Probamos nuestro método de transducción lentiviral en las etapas metacestoda y estrobilada. Los resultados mostraron que los gusanos estrobilados respondían más a la transducción transitoria del gen que las PSC, lo que puede ser el resultado de la extensa estructura tegumental en las formas estrobiladas. Sin embargo, debido a la naturaleza de la transducción lentiviral, la intensidad de fluorescencia en las PSC multicelulares y los gusanos estrobilados es típicamente mucho menor que en las células monocapa HEK293T26.
El potencial del uso de Echinococcus como un nuevo modelo en gusanos planos para estudiar fenómenos biológicos ha sido discutido durante mucho tiempo. Por lo tanto, una mejor comprensión de la biología de Echinococcus como un organismo modelo puede ser útil para expandir la investigación con células madre y regular la expresión génica y la biología evolutiva de otros platyhelminths 8,29,30,31,32. Existe una necesidad urgente de investigación genética aplicada a nivel genómico y transcriptómico para Echinococcus y varios sistemas modelo de gusanos planos parásitos y de vida libre. Por lo tanto, el desarrollo de un proceso efectivo de transferencia de genes para las tenias allana el camino para nuevas técnicas, como la detección de genes basada en virus o la edición de genes mediada por CRISPR-Cas32,33. Este trabajo presenta la transducción lentiviral en un modelo de tenia y demuestra resultados prometedores, con implicaciones potenciales para la biología del gusano plano. Sin embargo, se requieren estudios más profundos para mejorar el método y desarrollar la aplicabilidad de esta técnica para futuros experimentos.
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Disclosures
Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.
Acknowledgments
La investigación reportada en esta publicación fue apoyada por el Comité de Subvenciones para Investigadores de Élite bajo el número de premio 958680 del Instituto Nacional para el Desarrollo de la Investigación Médica (NIMAD), Teherán, Irán.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 12-well culture plates | SPL Life Sciences | 30012 | |
| 25 cm2 culture flask | SPL Life Sciences | 70325 | |
| 6-well culture plates | SPL Life Sciences | 30006 | |
| Calcium chloride | Sigma-Aldrich | C4901-500G | Working concentration: 2.5 mM |
| CMRL 1066 medium | Thermo Fisher Scientific | 11530037 | |
| CO2 incubator | memmert | ICO150 | |
| D-(+)-Glucose | Sigma-Aldrich | G8270-1KG | |
| DMEM | Life Technology | 12100046 | |
| Dog bile | Isolated from a euthanized dog and sterilized by 0.2 μm syringe filter | ||
| Eosin Y | Sigma-Aldrich | E4009-5G | prepare 0.1% of Eosin for working exclusion test |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | DNAbiotech | DB9723-100ml | Heat inactivation of FBS (30 min in 40 °C) |
| Fetal Calf Serum (FCS) | DNAbiotech | DB9724-100ml | Heat inactivation of FCS (30 min in 40 °C) |
| HEK293T cells | BONbiotech | BN_0012.1.14 | Human embryonic kidney 293T |
| HEPES buffered saline (HBS) | Sigma-Aldrich | 51558-50ML | 2x concentrate |
| Inverted fluorescence microscope | OLYMPUS | IX51 | |
| Penicillin | Sigma-Aldrich | P3032-10MU | Working concentration: 100 IU/mL |
| Pepsin | Roche | 10108057001 | Working concentration: 2 mg/mL, pH 2 |
| Phosphate-buffered saline (PBS) | DNAbiotech | DB0011 | This reagent solve in less than 1 min in D.W |
| Polybrene (Transfection reagent) | Sigma-Aldrich | TR-1003-G | |
| RPMI medium | BioIdea | BI-1006-05 | |
| Sodium bicarbonate (NaHCO3) | Sigma-Aldrich | S5761-1KG | |
| Streptomycin | Sigma-Aldrich | S9137-25G | Working concentration: 100 μg/mL |
| Third-generation lentiviral plasmid (pCDH513b) | SBI System Biosciences (BioCat GmbH) | CD513B-1-SBI | Transfer vector (obtained commercially from Molecular Medicine Research Department of Iranian Academic Center for Education, Culture and Research (ACECR), Mashhad, Iran) |
| Third-generation lentiviral plasmid (pLPI and pLPII) | Invitrogen (Life Technologies) | K4975-00 | Helper vector (obtained commercially from Molecular Medicine Research Department of Iranian Academic Center for Education, Culture and Research (ACECR), Mashhad, Iran) |
| Third-generation lentiviral plasmid (pMD2G) | Addgene | Plasmid 12259 | Helper vector (obtained commercially from Molecular Medicine Research Department of Iranian Academic Center for Education, Culture and Research (ACECR), Mashhad, Iran) |
| Tris/EDTA Buffer (TE) | DNAbiotech | DB9713-100ml | |
| Trypsin | Sigma-Aldrich | T9935-50MG | 1x working solutions (pH 7.4–7.6) |
References
- Deplazes, P., et al. Global distribution of alveolar and cystic echinococcosis. Advances in Parasitology. 95, 315 (2017).
- Borhani, M., et al. Echinococcoses in Iran, Turkey, and Pakistan: Old diseases in the new millennium. Clinical Microbiology Reviews. 34 (3), 0029020 (2021).
- Eckert, J., Thompson, R. C. A.
- Romig, T., et al. Ecology and life cycle patterns of Echinococcus species. Advances in Parasitology. 95, 213 (2017).
- Craig, P. S., Hegglin, D., Lightowlers, M. W., Torgerson, P. R., Wang, Q.
- Deplazes, P., et al. Global distribution of alveolar and cystic echinococcosis. Advances in Parasitology. 95 (1), 315 (2017).
- Tsai, I. I. J., et al. The genomes of four tapeworm species reveal adaptations to parasitism. Nature. 496 (7443), 57-63 (2013).
- Koziol, U., Brehm, K. Recent advances in Echinococcus genomics and stem cell research. Veterinary Parasitology. 213 (3-4), 92-102 (2015).
- Zheng, H., et al. The genome of the hydatid tapeworm Echinococcus granulosus. Nature Genetics. 45 (10), 1168-1175 (2013).
- Pérez-Victoria, J. M., Torres, A. P. T. C., Gamarro, F., Castanys, S. ABC transporters in the protozoan parasite Leishmania. International Microbiology. 4 (3), 159-166 (2001).
- Ehrenkaufer, G. M., Singh, U. Transient and stable transfection in the protozoan parasite Entamoeba invadens. Molecular and Biochemical Parasitology. 184 (1), 59-62 (2012).
- Moguel, B., Bobes, R. J., Carrero, J. C., Laclette, J. P.
- Tang, Y., Garson, K., Li, L., Vanderhyden, B. C. Optimization of lentiviral vector production using polyethylenimine-mediated transfection. Oncology Letters. 9 (1), 55-62 (2015).
- Mann, V. H., Suttiprapa, S., Rinaldi, G., Brindley, P. J.
- Balcaitis, S., Weinstein, J. R., Li, S., Chamberlain, J. S., Möller, T.
- Sastry, L., Johnson, T., Hobson, M. J., Smucker, B., Cornetta, K. Titering lentiviral vectors: comparison of DNA, RNA and marker expression methods. Gene Therapy. 9 (17), 1155-1162 (2002).
- Bowles, J., Blair, D., McManus, D. P. Genetic variants within the genus Echinococcus identified by mitochondrial DNA sequencing. Molecular and Biochemical Parasitology. 54 (2), 165-173 (1992).
- Rostami, S., et al. High resolution melting technique for molecular epidemiological studies of cystic echinococcosis: differentiating G1, G3, and G6 genotypes of Echinococcus granulosus sensu lato. Parasitology Research. 112 (10), 3441-3447 (2013).
- Mousavi, S. M., et al. Biological and morphological consequences of dsRNA-induced suppression of tetraspanin mRNA in developmental stages of Echinococcus granulosus. Parasites and Vectors. 13 (1), 190 (2020).
- Afgar, A., et al. MiR-339 and especially miR-766 reactivate the expression of tumor suppressor genes in colorectal cancer cell lines through DNA methyltransferase 3B gene inhibition. Cancer Biology & Therapy. 17 (11), 1126-1138 (2016).
- Ricardo, R., Phelan, K. Trypsinizing and subculturing mammalian cells. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (16), e755 (2008).
- Wang, X., McManus, M.
- Li, M., Husic, N., Lin, Y., Snider, B. J. Production of lentiviral vectors for transducing cells from the central nervous system. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (63), e4031 (2012).
- Eslami, A., Lujan, J. Western blotting: sample preparation to detection. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (44), e2359 (2010).
- Dezaki, E. S., et al. Comparison of ex vivo harvested and in vitro cultured materials from Echinococcus granulosus by measuring expression levels of five genes putatively involved in the development and maturation of adult worms. Parasitology Research. 115 (11), 4405-4416 (2016).
- Mousavi, S. M., et al. Calmodulin-specific small interfering RNA induces consistent expression suppression and morphological changes in Echinococcus granulosus. Scientific Reports. 9 (1), 1-9 (2019).
- Aboobaker, A. A., Blaxter, M. L. Functional genomics for parasitic nematodes and platyhelminths. Trends in Parasitology. 20 (4), 178-184 (2004).
- Elegheert, J., et al. Lentiviral transduction of mammalian cells for fast, scalable and high-level production of soluble and membrane proteins. Nature Protocols. 13 (12), 2991 (2018).
- Mizukami, C., et al. Gene silencing in Echinococcus multilocularis protoscoleces using RNA interference. Parasitology International. 59 (4), 647-652 (2010).
- Thompson, R. C. A., Jenkins, D. J. Echinococcus as a model system: biology and epidemiology. International Journal for Parasitology. 44 (12), 865-877 (2014).
- Thompson, R. C. A. Biology and systematics of Echinococcus. Advances in Parasitology. Thompson, R. C. A., Deplazes, P., Lymbery, A. J. 95, 65-109 (2017).
- Brehm, K., Koziol, U. Echinococcus-host interactions at cellular and molecular levels. Advances in Parasitology. 95, 147-212 (2017).
- Moguel, B., et al. Transient transgenesis of the tapeworm Taenia crassiceps. SpringerPlus. 4, 496 (2015).
