Summary
単量体α-シヌクレインの構造アンサンブルは、その生理学的機能および物理化学的特性に影響を及ぼす。本プロトコルは、ミリ秒の水素/重水素交換質量分析およびその後のデータ分析を実行して、生理学的条件下でこの本質的に無秩序なタンパク質のモノマー上の立体構造情報を決定する方法を記載する。
Abstract
α-シヌクレイン(aSyn)は、パーキンソン病の特徴であるレビー小体および神経突起に線維凝集体が豊富に存在する本質的に障害のあるタンパク質である。しかし、その生物学的活性の多くは、その凝集と同様に、タンパク質の可溶性モノマー形態を中心的に含む。aSyn生物学や病態生理学の分子機構の解明には、構造的に高度に解像された方法が必要であり、生物学的条件に敏感である。そのネイティブに展開された準安定構造は、単量体aSynを多くの構造生物学技術にとって扱いにくくする。ここでは、そのようなアプローチの1つの適用が説明されています:aSynのような低い熱力学的安定性と弱い保護因子を有するタンパク質の研究のためのミリ秒時間スケールでの水素/重水素交換質量分析(HDX-MS)。ミリ秒の時間スケールでは、HDX-MSデータにはaSynの溶媒アクセス性と水素結合構造に関する情報が含まれており、これらはより長い標識時間で失われ、最終的にアミノ酸レベルまでの構造分解能が得られます。したがって、HDX-MSは、立体構造ダイナミクスと熱力学、分子内および分子間相互作用、および環境条件に対する突然変異または変化の構造的影響に関する情報を高い構造的および時間的分解能で提供することができます。広く適用可能ですが、単量体aSynでミリ秒のHDX-MS測定値を取得、分析、および解釈する方法が示されています。
Introduction
パーキンソン病(PD)は、世界中の何百万人もの人々が罹患している神経変性疾患です1。これは、脳の黒質パースコンパクタ領域におけるレビー小体およびレビー神経突起として知られている細胞質封入物の形成によって特徴付けられる。これらの細胞質封入体は、本質的に障害のあるタンパク質aSyn2の凝集体を含有することが見出されている。PDおよび他のシヌクレイノパシーにおいて、aSynは可溶性障害状態から不溶性で高度に構造化された罹患状態に変化する。その天然形態において、単量体aSynは、そのN末端およびC末端間の長距離静電相互作用およびそのC末端および非アミロイドベータ成分(NAC)領域との間の疎水性相互作用によって安定化される広範囲の立体構造を採用する3,4,5,6。突然変異、翻訳後修飾、および局所環境の変化など、それらの安定化相互作用の中断は、モノマーのミスフォールディングにつながり、したがって凝集のプロセスを引き起こす可能性がある7。
aSyn 8,9,10,11のオリゴマー型およびフィブリル型に関する膨大な量の研究が存在するが、タンパク質のモノマー型を研究し、どのコンフォーマーが機能的であり(そしてどのように)、どのコンフォーマーが凝集しやすいかをよりよく理解することが極めて重要である8,9,10,11.本質的に無秩序であり、サイズがわずか14kDaであり、結晶化が困難なaSynモノマーは、ほとんどの構造生物学的技術に順応性がない。しかし、単量体aSynの立体構造ダイナミクスを測定できる技術の1つはミリ秒HDX-MSであり、これは最近、そうでなければ得ることが困難または不可能であろう重要な構造観察を生成している12,13,14。ミリ秒のHDX-MSは、アミド水素での同位体交換を監視することによってタンパク質立体構造アンサンブルの平均を敏感に測定し、ミリ秒の時間スケールでの特定のタンパク質領域の溶媒アクセス性と水素結合ネットワークの関与を示します。HDX-MSのミリ秒の側面を強調する必要があるのは、そのネイティブに展開された準安定な性質のために、aSynは従来のHDX-MSシステムの下限をはるかに下回る非常に高速な水素交換動力学を示すためです。例えば、aSyn分子の大部分は、細胞内条件下で1秒未満で水素を重水素と完全に交換した。現在、いくつかの研究所が高速混合計装を構築しています。この場合、デッドタイム50ms、時間分解能1msのHDX-MSを実行できる高速混合クエンチフロー装置のプロトタイプを使用します15。ミリ秒のHDX-MSは最近、aSynの研究において非常に重要になっていますが、本質的に障害のあるタンパク質/領域をより広く研究し、ループ/領域が弱くしか安定していない多数のタンパク質を研究する上で価値があります。例えば、ペプチド薬(例えば、インスリン;GLP-1/グルカゴン;チルゼパチド)およびペプチド融合タンパク質(例えば、HIV阻害剤FN3-L35-T1144)は、溶液相の構造および安定性情報が医薬品開発の決定に重要な入力となり得る主要な薬物フォーマットであり、それでも、ペプチド部分は、しばしば、HDX-MSによって秒単位のタイムスケール16、17、18、19、20で弱く安定で難治性である。.秒/分ドメインに標識を有する創発的なHDX-MS法は、DNA G-四重鎖の構造情報を導出することが示されているが、ミリ秒のHDX-MS21の適用によって、これをより多様なオリゴヌクレオチド構造に拡張することが可能であるはずである。
HDX-MS実験は、(1)ボトムアップ(標識タンパク質がタンパク質分解的に消化される)、(2)ミドルダウン(標識タンパク質がタンパク質分解的に消化され、得られたペプチドがソフトフラグメンテーション技術によってさらにフラグメント化される)、および(3)トップダウン(ソフトフラグメンテーション技術によって標識タンパク質を直接フラグメント化する)の3つの異なるレベルで行うことができる22。.したがって、サブ分子HDX-MSデータにより、タンパク質の特定の領域に交換挙動を局在化することができ、そのような実験に適切な配列カバレッジを持つことが不可欠です。HDX-MS実験の構造分解能は、消化時またはソフトフラグメンテーション時にタンパク質に由来するタンパク質分解ペプチドまたはフラグメントの数にそれぞれ依存します。上記で概説した3つの実験タイプのそれぞれにおいて、各ペプチド/断片におけるアミド交換の変化は、タンパク質の一次構造にマッピングされ、タンパク質の局在領域の挙動を示す。最高の構造分解能はソフトフラグメンテーションによって達成されますが、これらの実験の説明は、aSynモノマー立体配座の測定に焦点を当てた現在の研究の範囲外です。ここで説明する一般的に適用される「ボトムアップ」ワークフローを使用すると、優れた結果を得ることができます。
ここでは、(1)aSynサンプルおよびHDX-MSバッファーを調製および処理する方法、(2)ボトムアップHDX-MS実験のためのペプチドマッピングを実行する方法、(3)生理学的条件下で、具体的にはミリ秒の時間領域で単量体aSynに関するHDX-MSデータを取得する方法(カスタムビルドの機器を使用して;ミリ秒標識のための代替機器も記載されている)、 (4)HDX-MSデータの処理方法と分析方法ここでは、2つの溶液条件下で生理学的pH(7.40)で単量体aSynを使用する方法が例示される。aSynの研究において極めて有用であるが、これらの手順は、任意のタンパク質に適用することができ、本質的に障害のあるタンパク質に限定されない。
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Protocol
1. aSynのタンパク質発現と精製
- 以前に公開されたレポートに従ってaSynを準備します 9.
- 安全な貯蔵緩衝液(例えば、トリス、pH7.2)に透析する。
- 必要に応じて、サンプルを濃縮します(例えば、スピンフィルター微量遠心チューブは、3kDaMWCO、14,000 x g を約10〜30分間使用し、 材料表を参照)。
注:過度に集中しないことをお勧めします。モノマーアンサンブルの完全性は、25μMを超えて検証されていない。 - アリコートと-80°Cでの保存
注:aSynモノマータンパク質は、これらの保存条件下で最大1年間安定です。
2. HDXバッファーの準備
メモ:Trisは温度係数が高いため、HDX反応が行われる温度(このプロトコルでは20°C)に合わせてpH測定を調整する必要があります。
- 100mLのLC-MSグレードの水に0.002モルのトリスを秤量して、状態Aおよび状態Bの平衡緩衝液を調製する。状態Bの場合、29.8mgのKCl、14.2mgのMgCl2、36.8gのCaCl2、および836mgのNaClをトリス緩衝液に加える。pHを7.40±0.05に調整します。
注: 平衡バッファーには、aSyn を研究対象とする条件が含まれている必要があります。この場合、pH 7.4 +/−塩で20 mMトリスである。 - 100 mLの重水素化水に0.002 molのTrisを計量して、状態Aおよび状態Bの標識バッファーを調製する。状態Bの場合、29.8mgのKCl、14.2mgのMgCl2、36.8gのCaCl2、および836mgのNaClをTris標識バッファーに加える。標識緩衝液のpDは、平衡緩衝液のpHに対応する。pH = pD - 0.41なので、pHメーターが6.99 ± 0.0523,24と表示されるように調整してください。
注: 標識バッファーは、重水素化水を使用して調製される点を除いて、平衡バッファーと同じ成分を持つ必要があります。 - 0.010 mol のトリスと 0.050 mol の尿素を秤量して急冷バッファーを調製し、LC-MS グレードの水で最大 100 mL にします。0.5°CでpHを2.50±0.05に調整する。
メモ:目的のタンパク質に最適なクエンチバッファーを特定するには、HDX実験の前にクエンチバッファースクリーンを実行する必要があります。変性剤(尿素および塩酸グアニジニウムなど)および還元剤(例えば、トリス(2-カルボキシエチル)ホスフィン)の異なる濃度および組み合わせを、トラップ体積および温度などの物理的パラメータとともにスクリーニングし、クエンチされたタンパク質を効果的に展開および消化する。pH 2.50で100 mM Trisおよび0.5 M尿素を含むクエンチバッファーが本研究に最適である。 - デュランガラス瓶に0.125 molの塩酸グアニジニウムを秤量して消化カラム洗浄バッファーを調製する。25 mLのメタノールと250 μLのギ酸を加える。LC-MSグレードの水で最大250mLを作ります。
注: Enzymate BEH ペプシンカラム( 材料表を参照)には、0.5 M 塩酸グアニジニウム、10% (v/v) メタノール、および 0.1% (v/v) ギ酸のカラム洗浄バッファーを使用します。 - 0.5 μLのギ酸を249.5 mLのLC-MSグレードの水にピペッティングして、シリンジ弱洗浄を調製する。
- 等量のLC-MSグレードの水、メタノール、アセトニトリル、およびイソプロパノールを混合してシリンジ強洗浄液を調製する。ギ酸を最終的な2%(v / v)濃度に加える。
注:さまざまなバッファーとタンパク質の間の交差汚染を防ぎ、注入ポートの洗浄を可能にするには、シリンジ洗浄溶液を調製し、バルブ(しばしば「洗浄ライナー」と呼ばれる)への流路が液体で完全にプライミングされていることが重要です。ギ酸は、シリンジ弱洗浄のためにオプションである。
3. ペプチドマッピング手順
- 以下の工程に従ってサンプルを調製する。
- 0.22 μmシリンジフィルターで-80°Cの冷凍庫から解凍したaSynタンパク質ストックをフィルターでろ過します。濾過したストックタンパク質の吸光度を280nmで測定し、ビール・ランバートの法則により濃度を求めた。平衡緩衝液中でタンパク質を5μMの濃度に希釈する(ステップ2.1。
注: ビール・ランバートの法則: A = εcl、ここで A は吸光度、ε は測定された波長 (ここでは 280 nm) におけるタンパク質の吸光係数を単位 M-1 cm-1、c は M 単位のタンパク質濃度、l はパス長 (cm) です。 野生型 aSyn26 の場合、ε = 5960 M−1 cm−1 である。
- 0.22 μmシリンジフィルターで-80°Cの冷凍庫から解凍したaSynタンパク質ストックをフィルターでろ過します。濾過したストックタンパク質の吸光度を280nmで測定し、ビール・ランバートの法則により濃度を求めた。平衡緩衝液中でタンパク質を5μMの濃度に希釈する(ステップ2.1。
- 液体クロマトグラフィー法を設定します。
- 7000-9000psiの圧力で3分間のローディング/トラップ時間で入口ファイルを作成し、続いて7分間で5%アセトニトリルから40%アセトニトリルへの勾配、続いて5%-95%アセトニトリル - 水の洗浄ステップを10分間繰り返します。
- ロックスプレー(例えば、ロイシンエンケファリン、 材料表を参照)が2000psiで流れ、質量分析計のソースロックスプレープローブに接続されていることを確認します。
- 質量分析 MSE メソッドを設定します。
メモ:MSE は、前駆体の質量絶縁のない広帯域のデータに依存しない集録方法です。したがって、選択されたm/z範囲内のすべてのイオンは、衝突誘起解離(CID)27を使用してさらに断片化される。- MSメソッドファイルで、 MSE Continuum を選択し、2~10分、エレクトロスプレーソース、および正分解能モードの間で集録時間を設定します。50~2000Daを超えるMSE を集録し、0.3秒ごとにスキャンします。
- 機能1(低エネルギー)の場合、トラップと転送衝突エネルギーを4Vに設定します。関数2(高エネルギー)の場合、マッピングエネルギーレベルごとに、ランプ転送衝突エネルギーを4Vで一定に設定し、トラップ衝突エネルギーを 表1 に示すように設定します。
注:イオンモビリティMSE 法も使用できます。代替マッピング方法(例えば、データ依存集録またはDDA)は、ユーザの裁量で使用することができる。
- オートサンプラーロボットを設定します( 材料表を参照)。
- 50 μLの5 μMタンパク質を総回収バイアルに加える。バイアルをHDXの右チャンバー内のサンプル位置に置きます。このチャンバーが0.5°Cであることを確認してください。
- 平衡バッファーの試薬バイアルを 1 つ、標識バッファーの試薬バイアルを 2 つ、HDX 左チャンバー内の試薬位置 1、2、および 3 に追加します。ペルチェ温度コントローラを設定して、このチャンバが20°Cであることを確認します( 材料表を参照)。クエンチバッファーの試薬バイアルを1つの試薬バイアルをHDX右チャンバー内の試薬位置1つに加える。
- HDX左チャンバーの反応位置に8つの合計回収バイアルを追加し、HDX右チャンバーの反応位置に最大8つの最大回収バイアルを追加します。
注:完全な洗浄と分注量の再現性を最大限に高めるために、オートサンプラーシリンジでシリンジ洗浄とプライム洗浄を実行することをお勧めします。たとえば、マッピング実験を開始する前に、(1) 弱洗浄、(2) 強洗浄、(3) 弱洗浄のシーケンスを実行します。このシーケンスは広範囲に繰り返すことができ、最大20倍まで、またはシリンジが完全に濡れるまで行うことをお勧めします。 - スケジューリングソフトウェアで適切なLCおよびMSメソッドを使用してサンプルリストを設定し、スケジュールを開始します。
注:本研究では、Chronosがスケジューリングソフトウェアとして使用されています( 資料表を参照)。
- マッピング・データを処理します。
- 適切なソフトウェアを使用してマッピング実験ファイルからペプチドを同定する( 材料表を参照)。
- 最小強度 = 5000、最小配列長 = 0、最大配列長 = 40、最小産物 = 1、アミノ酸あたりの最小産物 = 0.25、最小連続産物 = 2、産物の最小合計強度 = 0、最小スコア = 0、および最大 MH+ 誤差 (ppm) = 0 を使用して、ペプチド同定データを DynamX ( 材料表を参照) にインポートします。
注:あるいは、推奨ワークフロー28に従って最適化された設定を導出する。 - メニューから [データ ]を選択し、[ PLGS結果のインポート]をクリックします。 [追加] をクリックして、スペクトル割り当てに関連するデータファイルを選択します。すべて追加されたら、[ 次へ ]をクリックし、上記のフィルタ設定を入力します。次に、[ 完了]をクリックします。
- 同位体割り当てを手動でキュレーションして、DynamX の aSyn の最終的なペプチドカバレッジマップを取得します。
4. ミリ秒水素・重水素交換研究
- HDXの実験を開始する前に、FastHDXプロトタイプ機器( 材料表を参照)をクリーニングしてください。
- 互換性のあるHDXソフトウェアのGUIを開き、システムを初期化します。
- サンプルチャンバーの温度を20°C、クエンチャンバーを0.5°Cと入力します。[設定]をクリックして、新しい温度を適用します。
- 遠心分離管をすべての入口にLC-MSグレードの水でセットアップします。
- 滴定装置配管の配送タブで、左右のシリンジの両方を確認し、[プライム]をクリックしてチューブ内の潜在的な気泡を取り除きます。すべてのバブルがなくなるまで繰り返します。
- [マクロ]タブで、シリンジのすべてのチェックボックスをオンにします。[シリンジのホームポジションを校正]をクリックします。「洗浄シリンジロードループ」をクリックします。「すべてのミキシングループボリュームを洗浄」をクリックします。
- 手順 4.1.5 を繰り返します。1倍以上。
- バッファーシリンジに気泡が現れた場合は、シリンジを取り外し、気泡を垂直に噴出させて脱気します。シリンジを交換し、ゼロ位置まで再較正します。
- HDX実験用のFastHDXプロトタイプ機器をセットアップします。
- ろ過した5 μM aSynを合計回収バイアルに500 uL加え、卓上冷蔵庫の中に入れて、温度誘発性のオリゴマー化と凝集を防ぎます。
- 50 mL の平衡バッファー、標識バッファー、およびクエンチバッファーを各バッファーに加えます (2.HDX緩衝液調製工程1〜3)入口を左右のチャンバー内に配置。
- 50 mL のカラム洗浄バッファー (2.HDX緩衝液調製工程4)をペプシン洗浄入口に行う。
- タンパク質とカラムの洗浄ラインを1xにプライミングするには、 滴定装置配管デリバリー タブで左右両方のシリンジを確認し、 プライムを1回クリックします。
注:その後Primeをクリックすると、プライムプロセスがさらに繰り返され、大量のタンパク質サンプルが消費されます。ボタンのクリックが試みられた後にソフトウェアに遅延がある場合でも、これを避けるように注意することをお勧めします。 - 手順 4.1.5 を繰り返します。1x。
- 「手動クエンチ・フロー」タブで、ステップ 4.2.7.-4.2.10 で説明されている必要な設定を入力します。
- 時間経過実験の場合は、[ 記号ドット] ボタンを使用してミリ秒単位で時刻を入力します。反復が必要な場合は、同じ時点を複数回追加します(たとえば、50ミリ秒の3連の場合、50 50 50を入力する必要があります)。質量分析計ソフトウェアのサンプルリスト(MassLynxはここで使用されています、 材料の表を参照)は、これらの時点を正確に一致させる必要があります。
メモ: 質量分析計のサンプルリストファイル名および/またはサンプルテキストを使用して、FastHDXソフトウェアGUIに入力された時間に対応するHDXラベリング時間を永続的に記録する必要があります。各サンプル実行のラベル付け時間は、他の場所には保存されません。 - トラップ時間(分)をトラップ時間の長さに設定します。ここでは、3.00です。
- HPLC の待機 (分) = (トラップ時間 + 実行時間 + 1.5 分) を設定します。
注: たとえば、トラップが 3 分、グラデーションが 17 分の実験の場合、これは 21.50 分になります。 - [ 空白の実行] ボックスは、サンプルの実行と実行の間に空白の実験を実行する場合にのみクリックします。「はい」の場合は、各サンプル実行後にブランク実行の項目 (つまり、サンプル・リストの有効な行) をソフトウェアに入力してください。
- ソフトウェアでサンプルリストの準備ができたら、適切なエントリを強調表示し、ソフトウェアの 再生 ボタンと FastHDX をクリックしてソフトウェアで実行を開始します。
注:水素/重水素スクランブルにより、MSのみの方法またはソフトフラグメンテーション技術(電子移動解離、電子捕捉解離、および紫外線光解離)は29しか使用できません。生理学的pHが7.40のaSynの場合、50ミリ秒から300秒の範囲のタイムポイントが最も適用可能であり、これらは重水素取り込み曲線8全体をカバーする。
5. データ処理
- ペプチドマッピング実験からスペクトル的に割り当てられたペプチドのファイルをロードします。 [ファイル ]メニューを開き、DynamXソフトウェアで [開く ]をクリックします( 材料表を参照)。
- 生ファイルを好みの質量測定ソフトウェア(DynamX、HDExaminerなど)にインポートします。[データ]メニューを開き、[ MSファイル]をクリックします。 [新しい 状態]をクリックして、研究した各タンパク質状態の状態を作成します。
- [ 新しい露出] をクリックして、各HDXタイムポイントを追加します。[ 新しいRAW ]をクリックして、.rawファイルをインポートします。各.rawファイルを正しい位置にドラッグします。完了したら[ OK ]をクリックします。
- 最初に同位体を自動的に割り当て(これは上記の手順5.2に続く自動です)、次に同位体割り当てを手動でキュレーションして、高いデータ品質を確保します。
- クラスター・データを、タンパク質名、配列開始番号、配列終了番号、配列、修飾、フラグメント、最大取り込み可能、モノアイソトピック種の質量、状態名、暴露時間、ファイル名、電荷、保持時間、強度、重心の順の列を含む.csvファイルにエクスポートします。
- 質量測定ソフトウェアの [データ ]メニューを開き、[ クラスタデータのエクスポート]をクリックします。
6. データ解析
- エクスポートしたクラスターデータを優先HDX分析ソフトウェアにロードします。ここでは、HDfleXは30 個使用されている( 材料表を参照)。
- すべてのペプチドと状態の実験データを適合させ、適切な逆交換補正法を選択して、HDX反応の観測速度定数を取得します。
- 推奨される方法(HDfleXはこれに対するいくつかのオプションをサポートしています)によってグローバル有意性しきい値を計算し、ハイブリッド有意性検定を実行して、31,32と比較した州間の有意差を決定します。
注: 観測された差がグローバルしきい値より大きく、p値が選択した信頼水準(95%など)より小さい場合、差は有意であると見なされます。
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Representative Results
その本質的に無秩序な性質のために、生理学的pHでaSynの複雑な構造変化を捕捉することは困難である。HDX-MSは、骨格アミド水素での同位体交換を監視し、タンパク質の立体構造ダイナミクスと相互作用をプローブします。この情報を高い構造的・時間的分解能で取得する数少ない手法の1つです。このプロトコルは、広範囲のタンパク質および緩衝液条件に広く適用可能であり、これは、ステップ2.1.-2.2で定義されているように、状態Aおよび状態B8の2つの異なる溶液条件におけるaSynの交換動態の測定によって例示される。
まず、aSynのマッピング実験を行い、 図1に示すようなペプチドカバレッジマップを得た。このマップはタンパク質配列の 100% をカバーし、平均冗長性は 3.79 です。100%カバレッジ値は、タンパク質中のすべてのアミノ酸がタンパク質消化物中に見出されたことを示し、aSynの交換挙動の包括的な分析を可能にする。冗長性値は、重複するペプチドの数を示す。より高い冗長性値は、最終マップの構造分解能を増加させ、重複するペプチド32についてのデータの減算的平坦化を与える。
高速混合クエンチフロー装置のプロトタイプ( 材料表を参照)を使用して、状態Aおよび状態BのpH 7.4のaSynに関する高品質でミリ秒のタイムスケールHDX-MSデータを収集しました(図2)。DynamXにおける同位体割り当てに続いて、 図3Aに示すように、「粗い」重水素取り込み曲線が得られた。各タンパク質ドメインにわたって選択された3つのペプチドについての取り込み曲線を示す。時間の経過に伴う重水素の取り込みが表示されます。x軸はミリ秒の時間スケール上にあり、生理学的条件下でのaSynの非常に速い動態と一致します。赤い網掛けの領域は、従来のHDX計測器から通常取得されるデータを示し、測定は30秒から開始されます。重要なことに、これはいわゆる「時間窓膨張」のためのpH操作によってさらに減少させることができない。このアプローチは、pHシフトが弱く安定なポリペプチドの立体構造アンサンブルを乱すため、本質的に無秩序なタンパク質/領域の研究には無効である。ここでわかるように、aSynのほとんどは1秒で完全に交換されます(図3C)。これは、交換反応の完全な速度論的取り込み曲線が捕捉され、モノマー立体配座の最も正確な測定が得られるため、モノマーaSynのミリ秒HDX測定の重要性を示しています。
HDfleXはプラトー重水素の取り込みを用いて逆交換補正を行った。その後、データポイントを式1に従って適合させ、その特定のペプチドの溶媒アクセス性および水素結合関与を示す観測速度定数kobsを提供しました(図3B)。
式1
ここで、Dt は時刻 t における重水素の取り込み、nExp は指数相の数、N は不安定な水素の最大数、kobs は観測された交換速度定数、βは延伸係数30,33 です。
カーブフィッティングに続いて、フィッティング曲線の下の取り込み面積は、実験時間枠内で取り込み曲線を記述するフィッティング関数を積分することによって計算することができる。2つの状態の取り込み領域間の統計的有意性分析が行われた。まず、取り込み領域のグローバル有意性しきい値をHDfleXで95%の信頼レベルで計算しました。次に、取り込み面積差プロットが生成され、ペプチド分解能(図4A)およびアミノ酸分解能(図4B)の2つのレベルの構造分解能における状態Aと状態Bの差が示された。ペプチド分解能差プロットは、個々のペプチドごとの状態Aと状態Bとの間の取り込み面積の差を示し、アミノ酸分解能差プロットは、aSyn30、34のアミノ酸配列全体にわたって平坦化された状態Aと状態Bとの間の取り込み面積の差を示す。両方のプロットは、状態Aと比較して、状態BのaSynモノマー全体にわたって全体的に大きな重水素取り込みを示す。この知見は、状態Bの取り込み曲線が常に状態Aの取り込み曲線より上にある 図3の重水素取り込みプロットを調べることによって正当化することができる。さらに、取り込み面積差の大きさはC末端ではるかに高いことがわかる。ここでも、C末端ペプチド( 図3に示すペプチド124~140)は、他のタンパク質よりも取り込み曲線の間にはるかに大きなギャップを示す元の取り込み曲線までさかのぼることによって正当化することができる。結論として、状態Bの溶液条件は、タンパク質全体にわたる溶媒曝露の増加または水素結合ネットワーク関与の減少を引き起こすが、C末端ではさらにそうである。
図1:合計30個のペプチドおよび100%の配列カバレッジを有する野生型aSynのペプチドカバレッジマップ。 aSynの3つのドメインは、N末端(青色)、非アミロイドβ成分領域(黄色)、およびC末端(赤色)のように強調表示されている。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図2:aSynでのミリ秒のHDX-MS実験のワークフロー。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図3:状態A(黄色)および状態B(青色)についてaSynの3つのドメインにわたって選択された3つのペプチドからの取り込みプロットの例。(B)適合および逆交換補正された取り込みプロット。赤い網掛け領域は、従来のHDX-MSシステムで取得可能なデータ(通常は30秒から)を表します。エラーバーは、3回の反復の標準偏差に対応します。(C)時点当たりのアミノ酸配列全体にわたる重水素取り込みの割合のヒートマッププロット。カラーバーは、重水素の取り込みの割合を表します。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
(A)ペプチド残基分解能プロットは、状態Aと状態Bの間の各ペプチドの取り込み面積差を示し、(B)アミノ酸配列全体で平坦化された状態Aと状態Bの取り込み面積差を示す。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
| エネルギーレベルのマッピング | ランプ電圧(V) |
| 低い | 20-40 |
| 中程度 | 25-45 |
| 高い | 30-50 |
| 凌雲 | 35-55 |
表1:エネルギーレベルとそれに対応するトランスファーランプ電圧のマッピング
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Discussion
本稿では、(1)単量体aSynのペプチドマッピング実験を実行して最高の配列カバレッジを得ること、(2)生理学的条件下で単量体aSynに関するミリ秒間のHDX-MSデータを取得すること、および(3)得られたHDX-MSデータのデータ分析および解釈を実行する手順について説明します。提供される手順は一般的に実行が簡単で、各ラベリング実験は通常、3回の反復と8つのタイムポイントに対して約8時間しか続かず、マッピング実験は約2時間しか続きません。ここで使用されている完全に自動化されたインストルメンテーションを使用すると、完全なデータセットを1日で取得できます。ただし、サンプルの取り扱いやバッファーの調製時には、測定値が目的の状態で弱く安定なタンパク質(またはタンパク質領域)に由来するように注意する必要があります。重要なことに、以前の研究は、凍結および凍結乾燥などの異なる貯蔵条件が異なるaSynモノマーコンフォーマーをもたらし、aSynモノマー立体配座アンサンブル10に対するサンプル処理の潜在的な影響を特徴付けることが重要であることを示した。実際、HDX-MSは、このような立体構造摂動の高感度尺度であり、マイクロ秒から少なくとも数ヶ月までのダイナミックレンジを備えています。さらに、aSynモノマーのみを厳密に研究する場合は、保管または取り扱い時にサンプル中に形成された可能性のある不要なオリゴマーやフィブリルを除去することをろ過することを強くお勧めします。さらに、HDX-MSバッファーは、矛盾が固有の交換速度に大きく影響し、望ましくないエラーにつながるため、目的のpHまたはpDの0.05以内に厳密に制御する必要があります。また、pH、温度、または塩組成が異なるタンパク質の溶液条件間の比較は、固有の速度を変化させることに注意することも重要です。したがって、これらのデータは、pH調整係数35 または経験的補正係数8、30を適用するなどのさらなる補正を必要とするであろう。
計測の面では、ミリ秒のHDX-MSデータの集録を可能にする市販のシステムはありません。いくつかの研究グループは、特定のタンパク質の迅速な交換動態を捕捉するために、クエンチフローシステム13、15、36からマイクロ流体チップ37、38、39まで、独自のシステムを開発しました。ミリ秒のタイムスケールHDX−MSデータを達成するために用いられてきた別の方法は、時間拡張法40,41として知られており、それによって、緩衝液のpHが低下して交換動力学が遅くなる。しかしながら、この方法は、(1)pHの低下がタンパク質の電荷密度を劇的に変化させ、凝集速度を8,42増加させ、(2)aSynコンフォーマーは準安定であり、これらのpH変化によって摂動される可能性があるため、aSyn(または任意の弱く安定なタンパク質の特徴)には適用されない。これらの理由から、生理学的に関連性がない限り、単量体aSyn立体配座を研究する際には、HDX-MSバッファー中の一貫したpHを維持し、ミリ秒の標識装置を使用することをお勧めします。
ほとんどのaSynモノマーは1秒以内に完全に交換され、生理学的に関連するpHが7.4(シナプス前部の細胞内細胞質ゾル状態を反映する)で重水素(図3)と完全に交換するには最大で約15秒かかります。従来のHDX-MSシステムでは、HDX-MSデータは交換反応のプラトーに対応し、有用な立体構造情報を提供しないため、30秒から開始することは適切ではありません。しかし、ミリ秒のHDX機器の測定の下限(50ミリ秒の「デッドタイム」に相当)により、pH 7.4でのaSynモノマーの交換反応を〜25%完了から監視できます。これにより、運動学的取り込み曲線の大部分を捉えることができました。重水素取り込み曲線を式1に当てはめると、重要な運動学的情報が提供されます。観測された速度定数 kobs の推定値に対応します。ここでは取り上げませんが、HDX-MSは広範囲のバッファーに対して高い耐性を有するため、凝集動態実験を実施し、HDX-MS実験と同じ溶液条件下でaSynの線維形態を調べることができます8。したがって、例えば、HDX-MS実験のk obsを凝集実験の結果と相関させて、どの立体配座が特定の凝集挙動および線維形態に最も起こりやすいかについての洞察を得ることができる。
2つ以上の条件またはタンパク質変異体を比較する微分HDX-MS実験の単純なケースでは、適合された取り込み曲線の下の面積を各状態について積分し、互いに比較することができます。この研究では、状態Aと状態Bの取り込み領域を、ペプチド分解能とアミノ酸分解能の2つの異なるレベルで比較しましたが、どちらも明確な強みと課題があります。例えば、ペプチド分解能データは、生のスペクトルデータをより密接に反映し、最も少ない処理を受けています。しかし、「平坦化された」アミノ酸分解能データにより、ペプチドとソフトフラグメンテーション情報の両方を、マージ不可能な出力を分離するのではなく、単一の出力に結合し、最終的に最高の構造分解能でデータを提示することができます。HDX標識の質量分析検出の1つの制限は、アミノ酸分解能を得るという課題です。電子移動解離(ETD)、電子捕捉解離(ECD)、紫外線光解離(UVPD)などの「ソフトフラグメンテーション」技術は、より高い解像度を生成するのに有効であることが証明されていますが、依然として困難で予測不可能で非効率的です30,43,44,45,46,47,48。
他の構造技術と比較して、ミリ秒のHDX-MSは、高い構造的および時間的分解能で単量体aSynの立体構造ダイナミクスを捕捉するというユニークな利点を有する。モノマーの高速交換動態はもはや制限因子ではないので、異なる変異、翻訳後修飾、塩成分および濃度、ならびに生理学的pHでの結合パートナーを有するモノマー性aSynについてさらなる研究を行うことができる。HDX-MSの結果を、凝集動態や線維形態などの機能研究と相関させることで、正常な細胞機能を促進するか、疾患を起こしやすいコンフォーマーについての洞察を得ることができます。最終的に、このようなミリ秒のHDX-MSは、特定の生理学的に許容される適合者を安定化させる標的薬を発見するために重要であると予想されます。
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Disclosures
著者らは、競合する利益を宣言していない。
Acknowledgments
NSは、大学評議会ダイヤモンドジュビリー奨学金によって資金提供されています。JJPはUKRIフューチャー・リーダーズ・フェローシップ[助成金番号:MR/T02223X/1]の支援を受けています。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 × 100 mm ACQUITY BEH 1.7 μm C18 column | Waters Corporation | 186002346 | Analytical column |
| Acetonitrile HPLC grade >99.9% HiPerSolv | VWR | 20060.420 | For LC mobile phases |
| CaCl2 | Sigma Aldrich | C5670 | Salt for HDX buffers |
| Chronos | Axel Semrau (Purchased from Waters Corporation) | 667006090 | Scheduling software to enable multiple HDX-MS sample injections automatically. Alternative software is available from other vendors e.g. HDXDirector or LEAP Shell |
| Deuterium chloride | Goss Scientific (Cambridge Isotope Laboratories) | DLM-2-50 | For HDX labelling buffers |
| Deuterium oxide (99.9% D2O) | Goss Scientific (Cambridge Isotope Laboratories) | DLM-4 | Deuterated water |
| DynamX 3.0 | Waters Corporation | 176016027 | Isotopic assignment and deuterium incorporation calculation |
| Enzymate BEH Pepsin Column | Waters Corporation | 186007233 | Pepsin digestion column |
| Formic Acid, 99.0% LC/MS Grade | Fisher Scientific | 10596814 | For LC mobile phases |
| Guanidinium hydrochloride | Sigma Aldrich | RDD001-500G | Chaotrope/Denaturant |
| HDfleX | University of Exeter | N/A | https://ore.exeter.ac.uk/repository/handle/10871/127982 |
| KCl | Sigma Aldrich | P3911 | Salt for HDX buffers |
| LEAP HDX-2 CTC PAL sampling robot | Waters Corporation | 725000637 | Autosampler robot |
| Leucine enkephalin | Waters Corporation | 186006013 | For mass spectrometry lockspray calibration. |
| MassLynx | Waters Corporation | 667004007 | Software controlling inlet methods and mass spectrometer |
| Maximum recovery vials | Waters Corporation | 600000670CV | 100 pack including caps - used for quench tray in LEAP HDX-2 |
| MgCl2 | Sigma Aldrich | M8266 | Salt for HDX buffers |
| Millipore 0.22 µm syringe filters | Millipore | N9CA7069B | Syringe filters |
| ms2min | Applied Photophysics Ltd | N/A | fast-mix quench-flow millisecond hdx instrument |
| NaCl | Sigma Aldrich | S9888 | Salt for HDX buffers |
| Peltier temperature controller | LEAP Technologies Inc. | HP115-COOL/D | Peltier controller to set precise temperature of chambers in the LEAP robot. |
| ProteinLynx Global Server 3.0 | Waters Corporation | 715001030 | Peptide identification software. Alternative software is available from other vendors. |
| Reagent pot caps | Waters Corporation | 186004632 | 100 pack |
| Reagent pots for LEAP HDX-2 | Waters Corporation | 186001420 | 100 pack excluding caps - used for buffers in LEAP HDX-2 |
| Sodium deuteroxide (99.5% in D2O) | Goss Scientific (Cambridge Isotope Laboratories) | DLM-57 | For HDX labelling buffers |
| Spin filter microcentrifuge tubes (3 kDa MWCO) | Amicon (Merck Sigma Aldrich) | UFC5003 | Micro centrifuge tubes to concentrate protein. This facilitates buffer exchange and accurate sample loading for HDX-MS experiments. |
| Synapt G2-Si mass spectrometer | Waters Corporation | 176850035 | Mass spectrometer |
| Total recovery vials | Waters Corporation | 600000671CV | 100 pack including caps - used for labelling tray in LEAP HDX-2 |
| Tris-HCl | Sigma Aldrich | T3253-250G | Buffer |
| Trizma base | Sigma Aldrich | T60040-B2005 | Buffer |
| Urea | Sigma Aldrich | U5378-1KG | Chaotrope/Denaturant |
| VanGuard 2.1 x 5 mm ACQUITY BEH C18 column | Waters Corporation | 186004623 | Trap desalting column |
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