Summary
Этот протокол демонстрирует пошаговые инструкции по извлечению первого моляра нижней челюсти у мыши. Он предоставляет альтернативный метод для исследователей, занимающихся заживлением и регенерацией челюстной кости.
Abstract
В этом исследовании представлена разработка модели молярной экстракции в нижней челюсти мышей, чтобы обеспечить практическую модель для изучения регенерации альвеолярной кости и интрамембранозного окостенения. Мыши C57 / J6 были использованы для извлечения первого моляра нижней челюсти, чтобы создать эту модель. Они были усыплены, а двусторонние челюсти собраны через 1 неделю и 4 недели после операции соответственно. Последующий серийный стереоскопический сбор, гистологическая оценка и иммунофлюоресцентное окрашивание были выполнены, чтобы продемонстрировать успешную операцию. Сразу после операции на стереоскопических изображениях было видно пустое гнездо для экстракции. Гематоксилин и эозин (H&E) через 1 неделю и окрашивание по Массону через 4 недели после операции показали, что область исходного корня была частично и полностью заполнена костными трабекулами соответственно. Иммунофлуоресцентное окрашивание показало, что по сравнению со стороной гомеостаза экспрессия Sp7 увеличилась через 1 неделю после операции, что свидетельствует о энергичном остеогенезе в альвеолярной ямке. Все эти результаты продемонстрировали практическую модель заживления лунки при удалении зуба у мышей. Предстоящие исследования, раскрывающие механизмы заживления дефекта челюстной кости или заживления лунки, могут использовать этот метод.
Introduction
Заживление лунки после удаления зуба является распространенным клиническим сценарием, который может привести к нехарактерным осложнениям, таким как кровоизлияние в лунку, сухая лунка или даже остеомиелит челюсти при нежелательном заживлении 1,2,3. Эти сопутствующие заболевания могут ухудшить качество жизни пациентов и, что еще хуже, серьезно затруднить протезную реабилитацию из-за массивной потери костной массы4. Несмотря на то, что этапы заживления лунки были выяснены, они недостаточны для непосредственной клинической помощи после операции по удалению зуба при столкновении с различными проблемами прогноза4.
Было проведено множество исследований, основанных на животных моделях, чтобы лучше понять основные механизмы процесса заживления лунки и предотвратить вышеуказанные ситуации. Sp7 является главным регулятором дифференцировки остеобластов, играя жизненно важную роль в развитии скелета, костном гемостазе и регенерации кости 5,6. Рациональные модели заживления лунки могут показать избыточность посттравматического Sp7 при регенерации кости. Кроме того, в отличие от заживления перелома длинной кости, только один остеогенный процесс, интрамембранозное окостенение, включает процесс заживления лунки7 удаления. Это делает модель удаления зубов животных оптимальной для изучения методов лечения на основе имплантатов, поскольку остеоинтеграция имплантатов подчиняется тому же остеогенному правилу8.
На протяжении десятилетий модель удаления зубов выполнялась на крысах, кроликах и собаках, поскольку у этих видов большие зубы, которыми удобно оперироватьна 9,10,11. Однако, учитывая растущий спрос на генетическую модификацию и в качестве более адаптивного генетического фона для людей, мыши все чаще используются для создания модели удаления зубов. С этого момента исследователи смогут разгадать роль конкретной клеточной популяции в процессе заживления гнезда, используя модифицированных геномом мышей, вместо того, чтобы наблюдать фенотипы только12. Среди моделей лунок для удаления зубов мышей предыдущие исследования продемонстрировали процесс установления и заживления лунок для удаления верхнечелюстного зуба мыши и резцов13,14,15,16. Тем не менее, характер заживления прогноза, а также моменты времени детектива и наблюдения могут различаться в зависимости от протокола. Это апеллирует к универсальному критерию для ученых для создания модели заживления мышиной лунки.
Это исследование было направлено на создание практической модели заживления мышиных лунок для вышеуказанных проблем. Нижнечелюстные моляры у мышей имеют отличительные морфологические черты по сравнению с верхнечелюстными молярами и резцами, что дает уникальные преимущества и недостатки. Поскольку модели, ориентированные на мышечную челюсть, в настоящее время основаны на вакууме, этот протокол пытался предоставить совершенный метод извлечения первого моляра нижней челюсти у мышей. Мы надеемся, что этот протокол просветит фундаментальных исследователей новыми идеями, чтобы раскрыть основные механизмы заживления лунок и указать клиническую помощь.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все процедуры на животных в этом исследовании были рассмотрены и одобрены Этическим комитетом Западно-Китайской школы стоматологии Сычуаньского университета (WCHSIRB-D-2017-041). Взрослые мыши C57BL/6, полученные из коммерческого источника (см. Таблицу материалов), были использованы для настоящего исследования.
1. Предоперационная подготовка
- Подготовка инструмента
- Подготовьте различные иглы одноразовых шприцев (26G, 25G, 23G; см. Таблицу материалов) для использования в качестве элеваторов. Наклоните головку иглы примерно на 20°-40°, как показано на рисунке 1.
- Подготовьте зубчатый глазной пинцет в качестве щипцов. Убедитесь, что он соответствует размеру коренных зубов мышей и может надежно захватывать коренные зубы. Идеальный размер пинцета показан на рисунке 1A, B3.
- Приобретите резинку (которую можно оторвать от медицинской латексной перчатки) для использования в качестве открывателя рта, пенопластовую доску или пробковую доску в качестве хирургической платформы, налобный фонарь для освещения хирургической области и грелку для послеоперационного восстановления. Разорвите сухой ватный тампон на мелкие кусочки и приложите его к месту операции, если во время процедуры возникает кровотечение.
- Подготовка к анестезии
- Мышь может быть анестезирована любым подходящим протоколом анестезии, который обеспечивает общую анестезию, подтвержденную методом «защемления пальцев ног». После анестезии нанесите ветеринарную мазь на глаза мыши.
ПРИМЕЧАНИЕ: Предпочтительным протоколом общей анестезии может быть: индукция и поддерживающая терапия ксилазином (10 мг / кг) и кетамином (100 мг / кг) внутрибрюшинно (IP);
Для этого исследования изофлуран и 1% пентобарбитал натрия (50 мг / кг, IP) использовали для индукции анестезии и поддержания с дополнительными дозами по мере необходимости.
- Мышь может быть анестезирована любым подходящим протоколом анестезии, который обеспечивает общую анестезию, подтвержденную методом «защемления пальцев ног». После анестезии нанесите ветеринарную мазь на глаза мыши.
- Подготовка к дезинфекции и стерилизации
- Продезинфицируйте рабочую платформу и верхнюю часть поля под открытым небом с помощью 75% распылителя этанола. Перед каждой процедурой мыши рекомендуется использовать новый набор одноразовых игл.
ПРИМЕЧАНИЕ: Зубчатый пинцет многоразовый и может быть стерилизован любым предпочтительным методом, таким как паровая стерилизация.
- Продезинфицируйте рабочую платформу и верхнюю часть поля под открытым небом с помощью 75% распылителя этанола. Перед каждой процедурой мыши рекомендуется использовать новый набор одноразовых игл.
2. Хирургический процесс
- Фиксация мыши и ее нижней челюсти
- Привяжите мышь к хирургической платформе в положении лежа на спине с помощью скотча. Прикрепите две иглы 26 G на одной линии плоскости орбитального уха и еще две иглы 26 G под нижней челюстью.
- Наложите резинку на иглы и скрестите резцы, чтобы держать рот открытым. Слегка вытяните язык наружу и зафиксируйте его под резинкой напротив хирургической стороны, чтобы она не загораживала поле зрения (рис. 1С).
- Устранение дистального сопротивления
- Удерживайте коренной зуб пинцетом мезиально, вставьте иглу 23 G в щечную альвеолярную кость дистального корешка и сделайте интервал.
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг следует делать с большой осторожностью, так как слишком глубокая игла, скорее всего, сломает корень. - Затем переключитесь на иглу 25 G , чтобы продолжать расширять интервал, и осторожно продвигайтесь к периапикальной области, медленно вращая иглу вперед и лингвально (с анатомическим положением мыши), чтобы выдавить корень из альвеолярной ямки.
- Удерживайте коренной зуб пинцетом мезиально, вставьте иглу 23 G в щечную альвеолярную кость дистального корешка и сделайте интервал.
- Устранение мезиального сопротивления
- Когда будет достаточно места, используйте иглу 23 G, чтобы вставить ее в корневую вилку и окклюзионно поднять моляр. Плотно удерживая моляр, возьмите еще одну иглу 23 G и вставьте ее в язычную мезиальную мембрану пародонта, чтобы создать интервал.
- Затем замените иглой 25 G и медленно вращайте вперед и буккально. Если некоторые основные препятствия препятствуют вывиху моляра, используйте иглу 26 G, чтобы проникнуть в верхушку корня, и повторите операции.
- Окончательная экстракция
- Извлеките зуб и во время удаления убедитесь, что коронка возвышается высоко над окклюзионной плоскостью и что хорошо видны два неповрежденных корня.
ПРИМЕЧАНИЕ: Вывих (вывих) зуба считается самым болезненным и мучительным моментом процедуры. Перед вывихом зуба следует повторно оценить глубину анестезии с помощью теста на защемление пальца ноги, и, соответственно, при необходимости следует ввести умеренную дозу анестетика.
- Извлеките зуб и во время удаления убедитесь, что коронка возвышается высоко над окклюзионной плоскостью и что хорошо видны два неповрежденных корня.
- Послеоперационный уход
- После удаления зуба приложите сухую вату, чтобы остановить кровотечение, переместите язык, введите карпрофен (5 мг / кг) подкожно и положите мышь на грелку с постоянной температурой до восстановления после анестезии.
3. Визуализация нижней челюсти мыши и гнезда для извлечения
- Подготовка образцов
- Усыпить мышь вывихом шейки матки. Используйте офтальмологические ножницы, чтобы разрезать скелетные мышцы, прикрепленные к нижней челюсти и скуловой дуге. Разрежьте от горла по нижнему краю нижней челюсти до восходящей ветви и затем до задней стороны мыщелка, а затем потяните нижнюю челюсть вниз и разрежьте по средней линии нижнего резца. Таким образом, собирают две отдельные челюсти.
- Выполняйте фиксацию, деминерализацию и обезвоживание в соответствии со стандартной процедурой17. При встраивании17 убедитесь, что окклюзионная плоскость параллельна краю кассеты (см. Таблицу материалов). Закрепите нижнюю челюсть на нижней части кассеты, при этом ее нижний край взведен (рис. 2).
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот протокол предлагает сагиттальную плоскость области нижней челюсти.
- Фиксация образца на микротоме
- Отрегулируйте зажим образца в микротоме, чтобы выпячивать мыщелок и сторону коронки еще на 5-20 °, чтобы получить интегрированное изображение мякоти кроны, сопутствующей пульпе корня (рис. 2).
- Подготовка разделов
ПРИМЕЧАНИЕ: Мыщелок всегда является первой анатомической структурой, подлежащей разрезанию. Когда он исчезнет, молярную область можно разрезать на несколько ломтиков.- Сдвиньте диапазон микротомов до 5 мкм, собирайте каждые восемь срезов и разведывайте дентин в последнем срезе. Если коронковый дентин впервые появляется без апикального дентина корня, отрегулируйте зажим образца, чтобы область корня выступала, и наоборот.
- Сбор разделов
ПРИМЕЧАНИЕ: Угол среза подходит до тех пор, пока дентин не будет одинаково достигнут как в коронке, так и в апикальной области.- Разрежьте в этом направлении и наблюдайте за срезами под микроскопом, пока пульпа зуба не появится как в коронке, так и в корнях. Собирают срезы, когда на поверхности образцапарафина 17 появляется неясный контур моляров.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Чтобы прояснить практическое использование этого метода, был извлечен первый моляр правой нижней челюсти двух здоровых мышей C57BL / 6 (3 месяца, обе самки) и наблюдался в течение 1 недели и 4 недель соответственно. Неповрежденные левые челюсти использовались в качестве здоровой контрольной группы. На рисунке 1А показаны особенности хирургического аппарата, включая иглы 26-23 G и зубчатый офтальмологический пинцет. Игла 26 G точечно удаляется и сгибается. Игла 25 G изогнута примерно под углом 25° в точечной точке. Иглы 23 G являются стержнем операции и изгибаются примерно под углом 25 ° и 35 ° соответственно в точке (рис. 1B1, B2). Пинцет имеет зуб длиной 1 мм, который соответствует форме мышиных коренных зубов (рис. 1B3). На рисунке 1С показано состояние мыши до операции. Ключевыми моментами являются расположение четырех штифтов вокруг головки и фиксация язычка под резинкой слева.
На рисунке 3А показано положение и морфология первого моляра правой нижней челюсти. На рисунке 3B показана лунка зуба, немедленно заполненная сгустком после удаления. Через 1 неделю и 2 недели мышей усыпляли, а мандибулы деминерализовали, поместили в парафин17 и разделили на ломтики. На рисунке 4А показан процесс заживления лунки через 1 неделю. Образовались некоторые губчатые трабекулярные кости, но сгусток остался. В процессе заживления через 2 недели (рис. 4B) лунка была полностью заполнена губчатыми костями, что означало, что регенерация была примерно завершена. Иммунофлюоресцентное окрашивание (IF) также подтвердило результаты гистопатологического окрашивания. На рисунке 5 Sp7 широко экспрессировался в клетках костного мозга, особенно на краю, который является костеобразующим фронтом. В состоянии гомеостаза трабекулярные кости были последовательными и сливающимися, с блоками клеток костного мозга, разбросанными, как острова. Однако через 1 неделю после операции многочисленные Sp7-экспрессирующие клетки заполнили лунку экстракции, а вокруг была разбрызгана новообразованная трабекулярная кость. Через 4 недели после операции состояние изменилось и снова превратилось в слитую трабекулярную кость, а активность Sp7-экспрессирующих клеток снизилась до уровня, приближающегося к состоянию гомеостаза.
Рисунок 1: Изображения объектов хирургических приспособлений и мышей, подготовленных к операции . (A) Хирургические приспособления в основном состояли из игл 26, 25 и 23 G и зубчатого пинцета. (B) Иглы были изогнуты в точке под углом 20°-40° (B1,2). Зуб пинцета должен быть размером примерно 1 мм (B3). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Блок-схема процедуры от удаления зуба до секции. На этом изображении показан схематический поток от удаления зуба до секции. Первый моляр правой нижней челюсти был удален в соответствии с протоколом, затем мышь была усыплена, и нижняя челюсть была собрана. После сбора нижней челюсти замачивали в 4% ПОМ в течение 24 часов, затем повторно замачивали в 10% ЭДТА; Жидкость обновлялась каждый день в течение 14 дней. Затем образцы были обезвожены и помещены в парафин в соответствии с универсальным протоколом. Щечная или язычная сторона должна быть обращена вниз, так как предполагается, что срезы сагиттальной плоскости должны быть разделены. Наконец, при фиксации образца на зажиме образца стороны мыщелка и коронки должны выступать на 5°-20°. Сокращения: ПОМ = параформальдегид; ЭДТА = этилендиаминтетрауксусная кислота. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Стереоскопические изображения первого моляра нижней челюсти мыши и лунки для экстракции. (A) Стереоскопическое изображение первого моляра правой нижней челюсти, обозначенное желтой стрелкой. (B) Лунка для удаления первого правого нижнечелюстного моляра после операции, обозначенная желтой стрелкой. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Окрашивание H&E. H&E окрашивание лунки для экстракции через (A) 1 неделю и (B) через 4 недели после операции. Желтые стрелки указывают на второй моляр нижней челюсти в непосредственной близости от заживления лунки для удаления первого моляра. Пунктирная прямоугольная линия указывает на область заживления лунки для удаления первого моляра. Масштабные линейки: 500 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Обнаружение Sp7 с помощью окрашивания ПЧ. На этом изображении показано распределение экспрессии Sp7 в клетках костного мозга нижней челюсти мыши и окружающей трабекулярной кости в состоянии гомеостаза (здоровый контроль) через 1 и 4 недели после операции соответственно. Белая пунктирная линия очертила предполагаемый масштаб трабекулярной кости. Желтые стрелки указывали на типичные клетки, экспрессирующие Sp7. Масштабные линейки: 50 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Модель заживления мышиной лунки является важным методом для раскрытия основных механизмов заживления и регенерации костей, что в конечном итоге решает клинические проблемы. Существующие исследования продемонстрировали возможность модели экстракции резцов и модели экстракции верхнечелюстного моляра, тогда как в исследованиях не использовалась модель первого моляра нижней челюсти13,17,18. Тем не менее, резцы имеют решающее значение для жизни грызунов, и их повреждение может привести к летальному исходу. Более того, поскольку кость в верхней челюсти более губчатая, чем нижняя челюсть, в процессе заживления могут быть некоторые различия в основных механизмах. Следовательно, необходимо создать возможную модель экстракции первого моляра нижней челюсти.
Наиболее важным соображением при удалении зубов является предотвращение переломов корней19. Мышиные коренные зубы маленькие и уязвимые, а остатки корней в нижней челюсти не могут быть извлечены. Однако в этом протоколе риск разрыва корней существует на протяжении всей операции. Таким образом, очень важно крепко удерживать моляр и строго контролировать силу. Чтобы быть конкретным, при устранении дистального сопротивления нужно быть осторожным, чтобы не сжать коронку; при устранении мезиального сопротивления нужно быть осторожным, чтобы игла не вырвалась из корневой вилки; При использовании игл для рендеринга интервалов важно помнить, что интервалы должны быть между корнем и альвеолярным отростком, поэтому не следует прикладывать большую вращательную силу, так как это может привести к высокому риску поломки корня.
Извлечение первого моляра нижней челюсти мыши является трудным делом и требует достаточной подготовки для освоения. Во время операции могут возникнуть чрезвычайные ситуации, включая, помимо прочего, следующее: (1) инструменты для удаления зубов имеют тенденцию скользить и колоть мягкие ткани из-за подвижности нижней челюсти и языка, что может вызвать легкое или сильное кровотечение. В этом случае можно положить в рот чистый сухой ватный тампон, отпустить резинку и дать ей самопроизвольно закрыться на некоторое время. Компрессия для остановки кровотечения не рекомендуется, так как это может вызвать более широкие рваные раны и кровотечение. (2) Операторы часто сталкиваются с бинарным выбором резервирования альвеолярной костной пластины или резервирования коренного моляра, поскольку первые моляры плотно соединены с нижней челюстью. Чтобы смягчить эту силу связи, оператор может сломать пластину язычной или щечной кости; В противном случае сильная сила вращения в гнезде приводит к поломке корня (корешков). Решение о сохранении костной пластины зависит от цели исследования. (3) Удаление первого моляра нижней челюсти может быть более травматичным, чем первого моляра верхней челюсти или резца. Мы предлагаем внимательно наблюдать, пока мышь не проснется после операции. (4) Мезиальный корень второго моляра нижней челюсти уязвим из-за ограниченного операционного зала в щечной области; Иногда даже коронка второго моляра может быть разрушена. Поскольку отсутствие второго моляра не влияет на наблюдение за заживлением лунки при удалении первого моляра, этот несчастный случай можно игнорировать. (5) Внимательно следите за глубиной анестезии мыши во время удаления зуба, так как это болезненная процедура как для людей, так и для грызунов. Вводите анестетики по мере необходимости для поддержания хирургической плоскости анестезии до завершения экстракции. Кроме того, длительное давление со стороны резинки может вызвать кислородное голодание языка, характеризующееся бледными оболочками. В таких случаях операции должны быть немедленно прекращены с удалением инструментов, что даст мышь время восстановиться.
Взятые вместе, неквалифицированные операторы могут непреднамеренно нанести непреднамеренные травмы мышам, как указано в пункте 1. Чтобы обеспечить безопасность и благополучие всех лабораторных животных, настоятельно рекомендуется провести обширную практику на мышиных трупах, прежде чем овладеть этим навыком и выполнять живые процедуры на реальных мышах.
Хотя этот протокол предоставляет альтернативный метод для исследователей, занимающихся заживлением и регенерацией челюстной кости, он имеет несколько недостатков. (1) Нижняя челюсть не может быть зафиксирована и обладает широкой гибкостью. В результате лифтам трудно удерживать устойчивую точку на альвеолярной кости, что вызывает некоторые чрезвычайные ситуации. (2) Взрослые самцы мышей имеют усиленные кости нижней челюсти, поэтому устранение мезиального сопротивления может быть трудным. (3) Этот протокол не распространяется на удаление первого моляра левой нижней челюсти.
В заключение, хотя этот протокол продемонстрировал детали извлечения первого моляра нижней челюсти мыши, операторам все еще требуется много практики и осторожности для успешного проведения операции.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Все исходные данные и изображения включены в эту статью. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Acknowledgments
Эта работа поддерживается Национальным фондом естественных наук Китая 81825005 (L.Y.), 82201045 (F.Y.) и 82100982 (F.L.), а также Научно-технической программой провинции Сычуань 2021JDRC0144 (F.L.), 2022JDRC0130 (F.Y.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 23/25/26 G needle | Chengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Instruments Co. LTD. | SB1-074(IV) | |
| C57/B6J | Gempharmatech Experimental Animals Company, Chengdu, China | C57/B6J | |
| DAPI Staining Solution | Beyotime | Cat#C1005 | |
| Embedding Cassettes | CITOTEST Scientific | 80106-1100-16 | |
| Hematoxylin and Eosin Stain Kit | Biosharp | BL700B | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co.,Ltd | R510-22-10 | |
| Masson’s Trichrome Stain Kit | Solarbio | G1340 | |
| Microtome | Leica | RM2235 | |
| Pentobarbital Sodium | Huaxia Chemical Reagent Co., Ltd | 2018042001 | |
| Rabbit polyclonal | anti-Sp7 | Abcam Cat# ab22552 | |
| Tweezers | Chengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Instruments Co. LTD. | SB2-115 |
References
- Mamoun, J. Dry socket etiology, diagnosis, and clinical treatment techniques. Journal of the Korean Association of Oral and Maxillofacial Surgeons. 44 (2), 52-58 (2018).
- Laraki, M., Chbicheb, S., El Wady, W.
- Soundia, A., et al. Osteonecrosis of the jaws (ONJ) in mice after extraction of teeth with periradicular disease. Bone. 90, 133-141 (2016).
- Araújo, M. G., Silva, C. O., Misawa, M., Sukekava, F. Alveolar socket healing: what can we learn. Periodontology 2000. 68 (1), 122-134 (2015).
- Hojo, H., Ohba, S. Sp7 Action in the skeleton: its mode of action, functions, and relevance to skeletal diseases. International Journal of Molecular Sciences. 23 (10), 5647 (2022).
- Zhou, X., et al. Multiple functions of Osterix are required for bone growth and homeostasis in postnatal mice. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (29), 12919-12924 (2010).
- Ito, S., et al. Pathological differences in the bone healing processes between tooth extraction socket and femoral fracture. Bone Reports. 16, 101522 (2022).
- Vasak, C., et al. Early bone apposition to hydrophilic and hydrophobic titanium implant surfaces: a histologic and histomorphometric study in minipigs. Clinical Oral Implants Research. 25 (12), 1378-1385 (2014).
- Araújo, M. G., Lindhe, J. Dimensional ridge alterations following tooth extraction. An experimental study in the dog. Journal of Clinical Periodontology. 32 (2), 212-218 (2005).
- Kim, I. -S., Ki, H. -C., Lee, W., Kim, H., Park, J. -B. The effect of systemically administered bisphosphonates on bony healing after tooth extraction and osseointegration of dental implants in the rabbit maxilla. The International Journal of Oral & Maxillofacial Implants. 28 (5), 1194-1200 (2013).
- Kanyama, M., et al. Connective tissue growth factor expressed in rat alveolar bone regeneration sites after tooth extraction. Archives of Oral Biology. 48 (10), 723-730 (2003).
- Zhou, S., et al. The role of IFT140 in early bone healing of tooth extraction sockets. Oral Diseases. 28 (4), 1188-1197 (2022).
- Apaza Alccayhuaman, K. A., et al. FasL is required for osseous healing in extraction sockets in mice. Frontiers in Immunology. 12, 678873 (2021).
- Avivi-Arber, L., Avivi, D., Perez, M., Arber, N., Shapira, S. Impaired bone healing at tooth extraction sites in CD24-deficient mice: A pilot study. PLoS One. 13 (2), 0191665 (2018).
- Vieira, A. E., et al. Intramembranous bone healing process subsequent to tooth extraction in mice: micro-computed tomography, histomorphometric and molecular characterization. PLoS One. 10 (5), 0128021 (2015).
- Min, K. -K., et al. Effects of resveratrol on bone-healing capacity in the mouse tooth extraction socket. Journal of Periodontal Research. 55 (2), 247-257 (2020).
- Yu, F., Li, F., Zheng, L., Ye, L. Epigenetic controls of Sonic hedgehog guarantee fidelity of epithelial adult stem cells trajectory in regeneration. Science Advances. 8 (29), (2022).
- Kuroshima, S., et al. Transplantation of noncultured stromal vascular fraction cells of adipose tissue ameliorates osteonecrosis of the jaw-like lesions in mice. Journal of bone and Mineral Research. 33 (1), 154-166 (2018).
- Ahel, V., et al. Forces that fracture teeth during extraction with mandibular premolar and maxillary incisor forceps. The British Journal of Oral & Maxillofacial Surgery. 53 (10), 982-987 (2015).
