Summary
Это исследование представляет Улучшенный кролик модель инфицированных золотистого стафилококка , блокируя такое же количество бактерий в костном мозге. Сульфат кальция ванкомицин загружен и аутогенных кости используются для лечения антибиотиками и кости ремонт. Протокол может быть полезным для изучения инфекции костей и регенерации.
Abstract
Кость инфекции результаты от бактерий вторжения, которое чрезвычайно трудно лечения в клинических, ортопедические и травматических хирургии. Кость инфекции может привести к устойчивой воспаление, остеомиелита и возможного кости не союз. Создание осуществимо, воспроизводимые модели животных очень важно кость инфекции исследования и лечения антибиотиками. Как в естественных условиях модели кролик модель широко используется в исследованиях инфекции костей. Однако предыдущие исследования на кролика костей инфекции модели показали, что ВИЧ-статуса непоследовательно, поскольку количество бактерий переменной. Это исследование представляет Улучшенный хирургический метод для вызывающих инфекции костей на кролика, блокируя бактерий в костном мозге. Затем многоуровневой оценки может осуществляться для проверки метода моделирования.
В общем debriding некротических тканей и имплантации ванкомицин загружен кальция сульфата (VCS) преобладают в лечении антибиотиками. Хотя сульфат кальция в VCS выгоды остеоциты ползать и новый рост костей, массивные кости дефекты возникают после debriding. Автогенный кости (AB) является привлекательным стратегия преодоления костных дефектов для лечения массивные костных дефектов после debriding некротических кости.
В этом исследовании мы использовали копчик как автогенной костей, имплантированные в дефект кости. Ремонт кости была измерена с помощью микро компьютерная томография (микро CT) и гистологический анализ после жертвоприношения животных. В результате в группе VCS, кости не союз последовательно получен. Напротив области дефекта кости в группе VCS-AB были значительно сократилось. Нынешний метод моделирования описал воспроизводимость, возможно, стабильные метод подготовить модель инфекции костей. VCS-AB лечения привели к более низкие ставки-союз кости после лечения антибиотиками. Улучшение кость инфекции модель и сочетание лечения VCS и аутогенных кости могут быть полезны в изучении основных механизмов в кость инфекции и костной регенерации соответствующим приложениям ортопедической травматологии.
Introduction
Кость инфекции обычно приводит к от бактерий и других микроорганизмов вторжения после травмы, перелома костей или других заболеваний костей1. Кость инфекции могут вызвать высокий уровень уничтожения воспаления и костной ткани. В клинике, золотистый стафилококк (S. aureus) является преобладающим возбудителя инфекции костей2,3. Инфекции костей болезненно, изнурительной и часто принимает хронический курс, который чрезвычайно трудно лечить4. В настоящее время хирургическая некротических тканей и имплантировать в бусин ванкомицин загружен кальция (VCS) были подтверждены как эффективную стратегию для управления местной инфекции5,6. Однако 10% до 15% пациентов испытали процесс ремонта длительное кости, задержки союз или несрастание после лечения против инфекции7. Большой сегмент дефекта кости является наиболее трудным вопросом для ортопедических хирургов. Аутологичные костного трансплантата считается замена оптимальный кость в кость-союз лечения8,9.
На сегодняшний день, большинство исследований на кость инфекции и аутологичных костной имплантация были проведены различные виды животных моделей, таких как крыс, кроликов, собак, свиней и овец10,11. Кролик модели наиболее часто используются для исследования инфекции костей, как первый, выполняемые Норден и Кеннеди в 1970 году12,13. В нашем предыдущем исследовании мы использовали модели кролика после Норден в метод, и мы обнаружили, что количество S. aureus вводят в костный мозг может быть количественно не точно, как утечки крови из костного привело к бактерии решение переполнения.
Эта статья представляет усовершенствованный хирургический метод для вызывающих инфекции костей на кроликов. В конце процедуры Биохимия крови, бактериологическое исследование и гистопатологические экзамена были проведены для проверки модели инфекции костей. Затем VCS был имплантирован подавлять заражения, и аутогенных кости был имплантирован костной регенерации.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Кроликов, используемые в настоящем исследовании рассматривались в соответствии с руководством для ухода и использования лабораторных животных. Все экспериментальной процедуры были соблюдены правила о биоэтике Комитет из Чжэцзян академии традиционной китайской медицины.
1. Подготовка бактериальных подвеска
- Растворите 0,5 мг S. aureus для порошка (ATCC 6538) с 0,3 мл Лурия Бертани питательной среды. Смешайте подвеска полностью.
- Полоса бактерий подвески на tryptic соевый агар пластин и инкубировать бактериальных колоний при 37 ° C для 16 h.
- Выберите один бактериальные колонии, формирование группы (CFU) и культуры в tryptic соевый бульон трубы для 24 h. выполнение субкультуры для около 24 ч при 37 ° C и получить середине логарифмического роста бактерий фазы после 16-18 ч, когда значение оптической плотности (OD) 0,6 на 600 Нм 14.
- Передача 1 мл суспензии бактерий в пластиковых пробирок. Центрифуга для 5 мин на 825 x g и 4 ° C и отбросить супернатант. Ресуспензируйте и промойте бактерий с 100 мкл-фосфатный буфер (PBS); Повторите этот шаг 3 раза. Наконец Ресуспензируйте бактерий с 3 мл ФСБ.
-
Оценки с использованием МакФарланд в турбидиметрия15концентрации бактерий.
- 100 до 500 мкл суспензии бактерии можно передавать колориметрические трубки до тех пор, пока замутненность эквивалентен 0.5 МакФарланд стандарта.
- Оценить мутности путем визуального сравнения до 0.5 МакФарланд, когда содержание бактерий достигает примерно 108 кое/мл.
Примечание: Убедитесь, что объем бактерий подвеска является достаточным для следующих протоколов. Для каждого кролика объем бактерий подвеска составляет менее 1 мл.
- Передавать плита агара 0,2 мл бактериальной подвески и применить его равномерно. Инкубируйте пластины при 37 ° C для 16 h. количество колоний бактерий для проверки CFU подвеска бактерий.
2. Подготовка моделей инфекции костей
- Держите мужской Новой Зеландии белого кролика, в возрасте 3 месяцев, в отдельных клетках, воздух контролируемых условиях (20 ± 1 ° C) и 12 h/12 h свето тени освещения циклов. Предлагаем обычной диете и водопроводной воды ежедневно.
- Убедитесь, что во время хирургии кролик весит более 3 кг.
- Обезболивают кроликов внутрибрюшинной инъекции с Пентобарбитал натрия (3 мг на 100 г веса тела). Убедитесь, что кролики полностью под наркозом, неспособность реагировать щепотку лапы. Исправьте кроликов на операционном столе во время операции процедуры.
Примечание: Убедитесь, что моделирование продолжительность процедуры составляет менее 1 ч. - Бритье регионе проксимального отдела голени с помощью электробритвы против направления роста волос. Лечить кожу, применяя повидон йод раствор.
- Марк верхний конец большеберцовой кости и бурения отверстия позиции для инъекций с S. aureus (расстояние до верхней части голени-1,5 см) с ручкой и правителя. Убедитесь, что сверления отверстия позиции находятся в середине плато большеберцовой кости горизонтально (рис. 1A).
- Вырезать кожи голени с помощью скальпеля № 11 и 1 см разрез в надкостнице (Рисунок 1B, C). Пробейте отверстие диаметром 2 мм в голени с помощью электрических кости сверлильного станка (рис. 1D).
- Нажмите отверстия диаметром 2 мм на плато большеберцовой кости с цилиндром кости восковые диаметром 2 мм и высотой 2 мм (рис. 1E). Удаление воска запасных кости вдоль горизонтальной плоскости плато большеберцовой кости (рис. 1F). Проверьте полное воска кости (рис. 1G) отверстие 2 мм.
Примечание: Убедитесь, что отверстия полны костей воска, проверяя отверстие с или без переполнения кровью. - Зашить надкостницы и кожи с рассасывающиеся хирургические шовные в вертикальной матрас шов для предотвращения животное от жевания швы (рис. 1H).
- Придать 1 x 108 кое/мл растворов (30 мкл на 100 г веса тела) S. aureus с инжектором Асептика 1 мл, (рис. 1я). Убедитесь, что иглы проникают кости воска и вставляют S. aureus раствора костного медленно.
- Держите животное в условиях теплого и чистой, чтобы избежать потери тепла после моделирования. Монитор частоты дыхания и пульса. После пробуждения, дом кроликов в отдельных клетках с бесплатным доступом к продовольствию и воде.
3. Оценка модели инфекции костей
- В дни 7, 14, 21 и 28 после инфекции место кроликов в фиксаж кролика с головой и уха вне закрепитель.
-
Нарисуйте 2 мл крови из ушной раковины вен в контейнер антикоагулянт крови калия Этилендиаминтетрауксусная кислота (ЭДТА-K2). Нарисуйте 1 мл крови из кровеносного сосуда в контейнер крови. Центрифуга сыворотка для 10 мин со скоростью 651 x g при комнатной температуре.
- Определить количество лейкоцитов (WBC) в цельной крови с помощью крови биохимический анализатор, и C - реактивного белка (СРБ) путем иммуноферментного анализа (ИФА) метод16.
- В дни 7, 14, 21 и 28 после инфекции обезболивают одна модель Кролик с Пентобарбитал натрия в дозировке 3 мг на 100 г веса тела. Вырезать кожи голени с помощью скальпеля № 11 и сделать разрез 2 см в надкостнице (рисA).
- Очистить воск кости. Предотвращать некротические кости штамповкой два прилегающих 4,8 мм диаметр отверстия с помощью электрических кости сверлильного станка (рис. 2B). Предотвращать некротические костного мозга и грануляционной ткани с помощью ложки кости (рис. 2C).
Примечание: Очистить костной ткани во время хирургическая избежать костной ткани, оставшиеся в костном мозге. - Очистить и очистить костной ткани между двумя отверстиями (рис. 2D).
- Распространение 1 мл костного мозга на плиты агара крови овец. Инкубировать пластин на ночь при 37 ° C. Выберите пластины 30 – 300 колоний и рассчитать количество колоний.
- В конце дня 28 после инфекции экстракт голени образцов по краям коленного и голеностопного суставов. Исправить голени образцов в параформальдегида 4% за 24 ч. Decalcify голени образцов в 10% ЭДТА для 8 недель.
- Обезвоживает голени образцов в градуированных серию разведений этанола, а затем внедрить в парафин. Стрижки 4 подряд 5 мкм с коронковой самолетов. Пятно секции с гематоксилином и эозином (H & E) пятная комплект.
- Использование микроскопа для просмотра окрашенных разделы и записи передаваемых света изображений со стандартным программным обеспечением.
4. Подготовка VCS бусины
- Добавьте 1 g порошка Ванкомицина гидрохлорид в 9,5 г сульфата кальция медицинский класс, а затем добавьте 3 мл физиологическим смешанного питания. Тщательно перемешайте с помощью шпателя для 30-45 s.
- Поместите смешанный продукт в гибкой силикагель плесень (цилиндр диаметром 4,8 мм и высотой 4,8 мм) и высушите при комнатной температуре за 15 мин удалить VCS бусы, разминая плесень.
5. антибиотикотерапии и имплантации автогенный кости
- Обезболивают модель кроликов с Пентобарбитал натрия в дозировке 3 мг на 100 г веса тела на 28-е сутки после инфекции. Бритье регионе проксимального отдела голени с помощью электробритвы. Лечить кожу, применяя повидон йод раствор.
Примечание: Убедитесь, что моделирующая процедура является менее 1 ч. - Брить хвост региона с использованием электробритвы и продезинфицируйте хвост, применяя повидон йод раствор.
- Отрежьте вниз хвост, используя Ножницы хирургические. Cut хвост кожи с помощью скальпеля № 11 и выявить копчик. Зашейте кожу в регионе хвост с рассасывающихся хирургических нитей в вертикальной матрас шов для предотвращения животное от жевания швы.
- Удалите любые мышц, мягких тканей и надкостницы. Отсоединить копчик на каждое соединение и передача фрагмент кости на блюдо пластика 100 мм, содержащие стерильного физиологического раствора.
- Имплантировать 4 штук бусин VCS (цилиндр диаметром 4,8 мм и высотой 4,8 мм, ванкомицин 1,25 мг за штуку из бисера) в полости костного мозга, используя Изогнутый пинцет (Eрис. 2).
- Заполнить дефект кости с 8 штук автогенный костей (цилиндр диаметром 2 мм и 4 мм высота за каждый кусок) с помощью Изогнутый пинцет (2 рисунокE).
- Зашить надкостницы и кожи с рассасывающиеся хирургические шовные материалы образом шов матрасе (Рисунок 2F).
Примечание: Поддержания температуры при 25 ° C во время операции. - Держите животное в условиях теплого и чистой, чтобы избежать потери тепла после операции. Монитор частоты дыхания и пульса. После пробуждения, дом кроликов в отдельных клетках с бесплатным доступом к продовольствию и воде.
6. оценки антибактериальной активности
- Положите кроликов в кролика fixer и место головы и уха вне монтер в 2, 4, 6 и 8 недель после лечения.
- Нарисуйте крови от аурикулярных вен с ЭДТА-K2 антикоагулянт кровеносного сосуда. Нарисуйте 1 мл крови из кровеносного сосуда в контейнер крови. Центрифуга сыворотка для 10 мин со скоростью 651 x g при комнатной температуре.
- Определите белых кровяных телец (Лейкоцитов) в цельной крови, биохимический анализ крови и C - реактивного белка (СРБ) с помощью метода ИФА16.
7. оценки костной регенерации
- Усыпить кроликов путем инъекций с чрезмерной дозы Пентобарбитал натрия, в конце 8 или 12 недель после лечения.
- Распакуйте образцы голени, по краям коленного и голеностопного суставов. Предотвращать мышц и Фасциальных слоев.
- Анализ структуры голени с помощью микро компьютерная томография (микро CT). Выберите Овальная область 4,8 мм диаметром и 9,6 мм длиной, как регион интерес (ROI). Реконструировать изображения 3D модели с помощью растровых данных.
- Выберите десятки отношение объема кости тома/ткани (BV/TV), Трабекулярная толщина (Tb.Th), Трабекула номер (Tb.N) и трабекулярной разделения (Tb.Sp)from the3D модели для оценки костной регенерации.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Оценка модели инфекции костей
После инфекции с S. aureusпатологических проявлений кроликов были похожи на представителя симптомом хронического остеомиелита в клинике. В нашем исследовании 30 кроликов были инфицированы и подвергаются как модель группы, и 10 кроликов подвергались как контрольных животных. Все модели кроликов инфицированных пазух голени локального сайта, с белыми и желтыми гной над потоком из пазух (рисA). Результаты H & E окрашивания указывают, что бактериальные агрегаты расположены вокруг мертвые кости в группе модель, и нормальной остеоциты не могут быть идентифицированы. Уровень СРБ и Лейкоцитов выше в группе модели, чем в контрольной группе (рис. 3B). Некротические костного лизатов прожилками на плитах агара, которые приводят к увеличению числа колоний для группы моделей после инфекции (рис. 3C). В конце моделирования были 3 кролики мертвым из-за серьезной инфекции. Оставшиеся инфицированных кроликов были определены как модель инфекции костей и были разделены на 3 группы: модель группы, группы VCS и VCS-AB группы.
Оценки антибактериальной активности и костной регенерации
На 2, 4, 6 и 8 недель после лечения с VCS или VCS-AB, значительно снижаются уровни СРБ и WBC (рис. 4A). После 12 недель имплантации VCS и аллотрансплантата кости большеберцового дефекты VCS-AB группы казалось полностью коалесценцийные. Поверхности голени плато VCS-AB группы льстить, чем в группе VCS. 2D реконструкции изображения указывают прогрессивного увеличения объема кости в течение 12 недель после лечения с VCS-AB и VCS, в то время как потеря костной массы является значительным в группе модель (Рисунок 4B). Для анализа количественных показателей регенерации костей, Овальная область 4,8 мм диаметром и длиной 9,6 мм был выбран в качестве региона интерес (ROI) (рис. 4C), и 3D модель изображения были восстановлены с помощью растровых данных. Микро CT индексы BV/TV в модели группы были значительно ниже, чем в VCS и VCS-AB групп. Tb.N и Tb.Th оценки в VCS-AB группы были значительно выше, чем в модели и VCS группы. Кроме того десятки Tb.Sp в группе VCS-AB заметно ниже, чем в модели группы и группы VCS (рис. 4D).
Эти результаты предлагают что инфекция с S. aureus причины увеличения WBC и СРБ в группе модель, которая может быть уменьшена с помощью VCS. Имплантация VCS рассматривается как оптимальное лечение антибиотиками. Однако костный дефект наблюдается в группе VCS. VCS и аутогенных кости лечение увеличению толщины трабекул и номер трабекул и уменьшения трабекулярной разделения. VCS-AB лечения показал возможность содействия заживления кости.
Рисунок 1 . Хирургическое подготовка модели инфекции костей. (A) показывает, пробивая позиции на голени. Расстояние между позицией бурения отверстия для инъекций с S. aureus в верхний конец большеберцовой кости 1.5 cm. (B) разрез в коже подвергать надкостницы. (C) показывает разрез через надкостницы подвергать голени. (D) Punch отверстие диаметром 2 мм в голени. (E) заполнить отверстие диаметром 2 мм, полный кости воска. (F) отрезать запасных кости воска. (G) показывают кости воска заполнения дефекта кости. (H) шить надкостницы и кожи. (я) Inject раствором S. aureus . Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2 . Подготовка аллотрансплантата и антибиотик лечения костных. (A) разрез в коже подвергать надкостницы. (B) два прилегающих 4,8 мм диаметр отверстий. (C) предотвращать некроза костей и воспалительных костного мозга. (D) лом и очистить костной ткани между два отверстия, чтобы сделать длинный круг диаметром 4,8 мм и 9,6 мм в длину. (E) заполнить отверстие с VCS и кости аллотрансплантатом. (F) шить надкостницы и кожи. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 3 . Оценка модели инфекции костей. (A) внешний вид особенности ноги кролика, инфицированных S. aureusи типичные гистопатология образы кролик голени в модель и контрольной групп. Синяя стрелка: остеоциты; розовый стрелка: костных трабекул; Желтая стрелка: бактериальные агрегатов; Зеленая стрелка: мертвые кости. (.B) WBC и СРБ приводит сыворотки кролика в точках времени до моделирования, 7, 14, 21 и 28 дней после инфицирования. Столбцы представляют собой среднее ±SE *p < 0,05 против контрольной группы. (C) количество бактериальных колоний в костном мозге голени подсчитано, после ночи инкубации. Столбцы представляют собой среднее ±SE *p < 0,05 против колонии рассчитывать на день 0. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 4 . Оценки антибактериальной активности и костной регенерации. (A) результаты WBC и СРБ в сыворотки кролика на время пунктов 2, 4, 6 и 8 недель после имплантации VCS и VCS-AB, точки представляют собой среднее ±SE, #p < 0,05 и *p < 0,05 по сравнению с группой модель. (B) корональных разделе изображения голени анализируемой микро КТ (C) расположение ROI. (D) гистограммы показывают кости тома/тканей объем (BV/TV), Трабекулярная толщина (Tb.Th), Трабекула номер (Tb.N) и трабекулярной разделения (Tb.Sp) десятки ROI от пяти кроликов на группу. Столбцы представляют собой среднее ±SE *p < 0,05 против группы управления или модель. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 5 . Сроки всех процедур. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В предыдущих исследованиях были построены различные виды животных моделей для изучения обе кости острые и хронические инфекции; Однако Поиск идеальной модели по-прежнему сохраняется17,18. Кроме того модель идеального кость инфекции ожидается моделирования патологических характеристики кость инфекции в клинических условиях, во время моделирования периодов, по-прежнему низкой стоимости и легко осуществить. Пока кролик кость инфекции модель является наиболее распространенная модель в воспалительных кости болезни исследований, как кроликов имеющихся, осуществимых и недорогой. В нашем предыдущем исследовании мы сравнили уровень смертности и заболеваемости кроликов с различной массы тела. Результаты показали, что вес тела должен быть больше 3 кг; в противном случае будет существовать высокий уровень смертности или высокий уровень haematosepsis и высокий уровень смертности после операции.
В отличие от более ранних исследований кролик кость инфекции модели и лечение антибиотиками в нашем исследовании согласуются с патологическим характеристиками человеческих заболеваний и хирургических терапии. В предыдущем исследовании животных вводили натрия morrhuate и S. aureus не иметь патологическое состояние более чем 60 дней. Кроме того уровень смертности был больше чем 20%12,19. Переполнения S. aureus решение от дефектов костей доказано побудить низкой заболеваемости. Мы использовали кости воск для заполнения отверстие 2 мм на голени, чтобы заблокировать решение Стафилококк золотистый в костном мозге и обеспечили, что отверстия были полны костей воска, проверяя отверстие с или без переполнения кровью. Как толщина голени кролика 2 мм, мы нажатии цилиндра диаметром 2 мм и 2 мм высота кости воск в отверстия диаметром 2 мм, которые обеспечивают кости восковые заполнить отверстие и не может проникнуть в костном мозге. Кроме того как кость воск был гибким и стабильным, он заполнить отверстия и может не расплавить или реагируют с костного мозга. В нашем исследовании, в 28-ой день после заражения кости воск был по-прежнему полностью и полностью заполнить отверстия. Как вес кроликов были более 3 кг и менее 3,2 кг, объем бактерий подвеска была 900 мкл до 960 мкл. Из-за медленной скорости впрыска и блокировки функции кости воска этот объем бактерий подвеска может быть введен в костный мозг без высокого давления. Результаты показали, что этот протокол обеспечивает количество S. aureus инфицированных в костном мозге. Отверстие диаметром 2 мм был кулаком в tibia обеспечить, что расстояние до верхней части голени – 1,5 см, находящий отверстием на плато большеберцовой кости, обеспечение достаточного места для предотвращать и имплантировать VCS бусы и аутогенных кости в следующем лечения. Во время процесса моделирования 3 кролики умер из-за серьезной инфекции. Оставшихся кроликов, определены как кость инфекции кроликов, и инфекции в оставшихся кроликов составлял 100%. По сравнению с другими протоколами кость инфекции, такие как имплантация губки пропитанные S. aureus или имплантации инородного вещества, наши протоколы тесно имитировать кость инфекции в клинических условиях и имеют незначительное воздействие на процедуры, такие как debriding некротических кости и лечения антибиотиками.
Диагностики инфекции костей является вызовом для хирургов. Результаты лабораторных испытаний, включая обнаружение маркер воспаления сыворотки, микробиологии анализ и анализ гистопатология были использованы для оценки кость инфекции в клинических условиях20. Кроме того диагностической визуализации, такие как УЗИ, радиология, компьютерная томография, магнитно-резонансная томография или Рамановская спектроскопия были применены для обнаружения инфекции костей21. К сожалению диагностика остеомиелита через изображений методы часто задерживается, потому что некроз кости неблагоприятны для обнаружения обычная рентгенография до 3 недели инфекции. В нашем исследовании мы использовали сыворотки воспаление маркер обнаружения и гистопатологии анализа для оценки моделей инфекции костей, как эти методы были эффективные, работоспособными и индексы были чувствительны. Наиболее важные шаги хирургической процедуры для создания модели инфекции костей в нашем исследовании были следующие. Выберите кроликов с весом подходящим органом для выполнения операции и лечения. Поддерживать стерильные условия во время поднятия и хирургические процедуры и обеспечить теплых условий после хирургической процедуры протокола. Пробейте отверстие диаметром 2 мм в tibia и убедитесь, что расстояние до верхней части голени 1.5 см. заполните отверстие воском кости и зашить надкостницы и кожи с целью блокировать решение бактерий. Наиболее важные шаги лечения антибиотиками, являются следующие. Обеспечить инфекции патологических кости кроликов, обнаруживая WBC в цельной крови и СРБ в сыворотке крови. Полностью предотвращать некроза костей, два смежных 4,8 мм диаметр отверстий и скоблить и очистить костной ткани между 2 отверстия. Имплантировать 4 VCS бисера и 8 частей штук автогенный кости в костный мозг и большеберцовой кости.
После лечения антибиотиками мы отметил, что кролики в группе VCS-AB выше Остеогенные потенциал, чем в группе VCS. Это может быть потому что автогенный кость содержит активированный остеоциты и факторы роста формирования кости, которые производят костной матрицы по всей поверхности трансплантата, тогда как деградация VCS индуцирует скудные костной матрицы в регионе дефекта. Наши результаты показывают, что автогенный кость имеет улучшенный Остеогенные возможности. Хотя автогенный кости уборки является ограниченным по объему и влечет за собой заболеваемости на сайт доноров, важность автогенный кости не является незначительным22,23,24. В нашем исследовании аутогенная кость была приобретена от хвоста кости, которая позволяет избежать системных травмы и снижает уровень смертности по сравнению с набирает автогенный кости из подвздошной кости. Аутотрансплантатом кость от кости хвоста может быть предпочтительным прививочных материалом в исследовании на животных кость инфекции.
В заключение улучшение кролик модель кость инфекции был создан в этом исследовании. Воспаление и крови биохимические индексы были использованы для оценки модели инфекции костей. Кроме того после лечения антибиотиками, многоуровневая анализы были проведены для определения антибактериальной активности и кости регенерации возможности. Моделирование, протоколов лечения и методы оценки, осуществимым и надежной. Дальнейшие исследования будут сосредоточены на воспользовавшись мульти-модальности визуальные устройства для мониторинга патологического процесса инфекции костей и процесс восстановления кости.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы сообщают не коллизии интересов в этой работе.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана Национальный фонд Китая естественных наук (81803808, 81873062), Чжэцзян провинции медицинских и здравоохранения науки и технологий фонд (2017KY271) и науки и технологии проект провинции Чжэцзян (2017C 37181).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| absorbable surgical suture | Jinghuan | 18S0604A | |
| asepsis injector | Jinglong | 20170501 | |
| bone wax | ETHICON | JH5CQLM | |
| CCD camera | Olympus | DP72 | |
| EDTA-K2 anticoagulant blood vessel | XINGE | 20170802 | |
| Electric bone drill unit | Bao Kang | BKZ-1 | |
| Electric shaver | Codos | 3800 | |
| flexible silica gel mold | WRIGHT | 1527745 | |
| Hematoxylin and Eosin Staining Kit | Beyotime | 20170523 | |
| Luria-Bertani culture medium | Baisi Biothchnology | 20170306 | |
| Medical-grade calcium sulphate | WRIGHT | 1527745 | |
| microcomputed tomography (micro-CT) | Bruker | SkyScan 1172 | |
| Microscope | Olympus | CX41 | |
| New Zealand white rabbits | Zhejiang Experimental Animal Center | SCXK 2014-0047 | |
| No. 11 scalpel | Yuanlikang | 20170604 | |
| normal saline | Mingsheng | 20170903 | |
| PBS | TBD(Jingyi) | 20170703-0592 | |
| pentobarbital sodium | Merk | 2070124 | |
| povidone-iodinesolution | Lierkang | 20170114 | |
| S. aureus freeze drying powder | China General Microbiological Culture Collection Center | ATCC 6538 | |
| sheep blood agar | HuanKai Microbial | 3103210 | |
| tryptic soy agar plates | HuanKai Microbial | 3105697 | |
| tryptic soy broth tubes | HuanKai Microbial | 3104260 | |
| Vancomycin | Lilly | C599180 |
References
- Malizos, K. N. Global Forum: The Burden of Bone and Joint Infection: A Growing Demand for More Resources. Journal of Bone and Joint Surgery-American Volume. 99, 20 (2017).
- Peeters, O. Teicoplanin - based antimicrobial therapy in Staphylococcus aureus bone and joint infection: tolerance, efficacy and experience with subcutaneous administration. BMC Infectious Diseases. 16, 622 (2016).
- Sugaya, H., et al. Percutaneous autologous concentrated bone marrow grafting in the treatment for nonunion. European Journal of Orthopeadic Surgery and Traumatology. 24, 671-678 (2014).
- Birt, M. C., Anderson, D. W., Bruce, T. E., Wang, J. Osteomyelitis: Recent advances in pathophysiology and therapeutic strategies. Journal of Orthopeadics. 14, 45-52 (2017).
- Walter, G., Kemmerer, M., Kappler, C., Hoffmann, R. Treatment algorithms for chronic osteomyelitis. Deutsches Arzteblatt International. 109, 257-264 (2012).
- Henriksen, K., Neutzsky-Wulff, A. V., Bonewald, L. F., Karsdal, M. A. Local communication on and within bone controls bone remodeling. Bone. 44, 1026-1033 (2009).
- Mendoza, M. C., et al. The effect of vancomycin powder on bone healing in a rat spinal rhBMP-2 model. Journal of Neurosurgery Spine. 25, 147-153 (2016).
- Cohn Yakubovich, D., et al. Computed Tomography and Optical Imaging of Osteogenesis-angiogenesis Coupling to Assess Integration of Cranial Bone Autografts and Allografts. Journal of Visualized Experiments. (106), e53459 (2015).
- Brecevich, A. T., et al. Efficacy Comparison of Accell Evo3 and Grafton Demineralized Bone Matrix Putties against Autologous Bone in a Rat Posterolateral Spine Fusion Model. Spine Journal. 17, 855-862 (2017).
- Jensen, L. K., et al. Novel porcine model of implant-associated osteomyelitis: A comprehensive analysis of local, regional, and systemic response. Journal of Orthopeadic Research. 35, 2211-2221 (2016).
- de Mesy Bentley, K. L., et al. Evidence of Staphylococcus Aureus Deformation, Proliferation, and Migration in Canaliculi of Live Cortical Bone in Murine Models of Osteomyelitis. Journal of Bone and Mineral Research. 32, 985-990 (2017).
- Norden, C. W., Kennedy, E. Experimental osteomyelitis. I: A description of the model. Journal of Infectious Diseases. 122, 410-418 (1970).
- Mistry, S., et al. A novel, multi-barrier, drug eluting calcium sulfate/biphasic calcium phosphate biodegradable composite bone cement for treatment of experimental MRSA osteomyelitis in rabbit model. Journal of Controlled Release. 239, 169-181 (2016).
- Bernthal, N. M., et al. Combined In vivo Optical and µCT Imaging to Monitor Infection, Inflammation, and Bone Anatomy in an Orthopaedic Implant Infection in Mice. Journal of Visualized Experiments. (92), e51612 (2014).
- Koeth, L. M., DiFranco-Fisher, J. M., McCurdy, S. A Reference Broth Microdilution Method for Dalbavancin In Vitro Susceptibility Testing of Bacteria that Grow Aerobically. Journal of Visualized Experiments. (103), e53028 (2015).
- Uttra, A. M., et al. Ephedra gerardiana aqueous ethanolic extract and fractions attenuate Freund Complete Adjuvant induced arthritis in Sprague Dawley rats by downregulating PGE2, COX2, IL-1β, IL-6, TNF-α, NF-kB and upregulating IL-4 and IL-10. Journal of Ethnopharmacology. 224, 482-496 (2018).
- Harrasser, N., et al. A new model of implant-related osteomyelitis in the metaphysis of rat tibiae. BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 152 (2016).
- Abedon, S. T. Commentary: Phage Therapy of Staphylococcal Chronic Osteomyelitis in Experimental Animal Model. Frontiers in Microbiology. 7, 1251 (2016).
- Tan, H. L., Ao, H. Y., Ma, R., Lin, W. T., Tang, T. T. In vivo effect of quaternized chitosan-loaded polymethylmethacrylate bone cement on methicillin-resistant Staphylococcus epidermidis infection of the tibial metaphysis in a rabbit model. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 58, 6016-6023 (2014).
- Chiara, L., et al. Detection of Osteomyelitis in the Diabetic Foot by Imaging Techniques: A Systematic Review and Meta-analysis Comparing MRI, White Blood Cell Scintigraphy, and FDG-PET. Diabetes Care. 40, 1111-1120 (2017).
- Khalid, M., et al. Raman Spectroscopy detects changes in Bone Mineral Quality and Collagen Cross-linkage in Staphylococcus Infected Human Bone. Scientific Reports. 8, 9417 (2018).
- Putters, T. F., Schortinghuis, J., Vissink, A., Raghoebar, G. M. A prospective study on the morbidity resulting from calvarial bone harvesting for intraoral reconstruction. International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44, 513-517 (2015).
- Yin, J., Jiang, Y. Completely resorption of autologous skull flap after orthotopic transplantation: a case report. International Journal of Clinical and Experimental Medicine. 7, 1169-1171 (2014).
- Takehiko, S., et al. Preliminary results of managing large medial tibial defects in primary total arthroplasty: autogenous morcellised bone graft. International Orthopaedics. 41, 931-937 (2017).
