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方法文章

在小鼠模型中通过胰腺活体成像窗口实现胰腺的稳定纵向体内细胞水平可视化

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DOI：

10.3791/62538

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2021年5月6日

 , 
1Department of Emergency Medicine, Seoul National University Bundang Hospital, 2Graduate School of Medical Science and Engineering, Korea Advanced Institute of Science and Technology, 3KI for Health Science and Technology, Korea Advanced Institute of Science and Technology

本文内容

摘要

利用胰腺活体成像窗实现了对胰腺的体内高分辨率成像。

摘要

在活体小动物模型中对胰腺进行直接的 体内 细胞分辨率成像在技术上一直具有挑战性。最近一项采用腹腔成像窗口的活体成像研究，实现了对腹腔器官中细胞动态过程的 体内 可视化。然而，由于小鼠胰腺具有柔软的片状结构，易受生理运动（如肠蠕动和呼吸）的影响，因此难以在数周时间内对小鼠胰腺中的胰岛或癌细胞进行稳定、纵向的 体内 细胞水平成像，从而实现识别、追踪与定量分析。本文中，我们描述了一种新型支撑基底——集成式胰腺活体成像窗口的植入方法，该方法可在空间上将胰腺与肠道分离，从而实现对胰腺微结构的长期延时活体成像。利用该成像窗口进行的纵向 体内 成像可实现稳定的可视化效果，能够在正位胰腺癌模型中连续3周追踪胰岛，并对胰腺微结构进行高分辨率的三维成像。通过本方法，未来的活体成像研究有望在细胞水平上阐明多种胰腺相关疾病的病理生理机制。

引言

胰腺是一个位于腹腔内的器官，具有在消化道中发挥外分泌功能以及向血液中分泌激素的内分泌功能。对胰腺进行高分辨率的细胞成像，有助于揭示涉及胰腺的各种疾病的病理生理学机制，包括胰腺炎、胰腺癌和糖尿病1。目前临床上广泛应用的传统诊断成像工具包括计算机断层扫描、磁共振成像和超声检查1,2。然而，这些成像方式仅限于显示结构或解剖学上的变化，无法检测细胞或分子水平的改变。鉴于人类糖尿病或胰腺癌的分子变化可能在确诊前十余年就已开始3,4，若能在潜伏期通过分子转变过程检测胰腺疾病，将有望实现早期诊断和及时干预。因此，能够突破分辨率限制并提供功能信息的成像技术，将因可在胰腺癌早期诊断或糖尿病发展过程中胰岛结构变化的精确诊断方面提供重要见解而受到广泛关注5。

特别是对于胰岛，核成像、生物发光成像以及光学相干断层扫描已被提出作为非侵入性的胰岛成像技术6。然而，这些方法的分辨率显著偏低，典型范围为几十到几百微米，难以有效检测胰岛细胞水平的变化。另一方面，以往对胰岛的高分辨率研究均在离体ex vivo7,8（例如胰腺切片或消化）、非生理9（例如胰腺外置）和异位条件10,11,12（例如移植至肾包膜下、肝内或眼前房）下进行，限制了其结果的解释及临床意义。如果能够建立一种活体in vivo、生理性和原位的高分辨率成像模型，将为胰腺胰岛的研究提供一个关键平台。

活体显微成像技术能够在活体动物中以显微分辨率揭示病理生理过程，近年来受到广泛关注13。在多种in vivo成像方法中，腹腔成像窗技术14通过将观察窗植入小鼠腹腔，已促成多项新发现（例如早期肝转移的微小转移前阶段15，以及肠道上皮干细胞维持机制16）。尽管腹腔成像窗提供了重要的研究结果，但其在胰腺相关疾病中的应用以及由此开展的胰腺活体显微成像研究仍缺乏系统探索。

与人类胰腺明确的实质性器官特征不同，小鼠胰腺是一种弥散分布的类似软组织的结构17。因此，它持续受到包括蠕动和呼吸在内的生理运动的影响。此前一项关于腹部成像窗口在胰腺中应用的研究表明，由于肠蠕动引起的运动伪影，导致成像位置发生漂移18。在最终的平均图像中观察到严重的模糊现象，阻碍了微尺度结构的可视化与识别。

本文中，我们描述了一种新型的集成式胰腺活体成像窗支持底座，结合活体显微技术19,20，用于研究涉及胰腺疾病的纵向细胞水平事件。除了在先前研究中对方法学进行的详细描述18外，本文还将探讨胰腺成像窗在多种胰腺相关疾病中的扩展应用。在本实验方案中，采用了一套自行构建的视频速率激光扫描共聚焦显微系统作为活体显微成像系统。系统使用四个激光模块（波长分别为405、488、561和640 nm）作为激发光源，并通过光电倍增管（PMT）结合带通滤光片（BPF1：FF01-442/46；BPF2：FF02-525/50；BPF3：FF01-600/37；BPF4：FF01-685/40）检测四个通道的发射信号。激光扫描由一个旋转多边形镜（X轴）和一个检流计扫描镜（Y轴）组成，可实现视频速率扫描（每秒30帧）。有关活体显微成像技术的详细信息已在先前的研究中有所描述10,18,19,20,21,22,23。

在我们之前关于胰岛的研究中18，我们利用一种转基因小鼠模型（MIP-GFP）24，成功且稳定地对活体小鼠体内的胰岛进行了成像，该模型中胰岛被标记了GFP。该方法实现了对胰岛变化为期1周的高分辨率可视化观察，并支持对同一胰岛持续成像长达3周，表明该技术可用于糖尿病发病过程中胰岛功能的长期追踪或监测18。此外，我们建立了一种原位胰腺癌模型，将荧光标记的胰腺癌细胞（PANC-1 NucLight Red）25直接植入小鼠胰腺中。结合胰腺活体成像窗的应用，该模型可作为研究胰腺癌肿瘤微环境中细胞与分子病理生理过程，以及评估新型候选药物疗效的平台。

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方案

本文所述所有实验操作均依照第8版th 《实验动物护理和使用指南》第8版（2011）26 并经韩国科学技术院（KAIST）和首尔国立大学盆唐医院（SNUBH）机构动物护理与使用委员会批准。

1. 窗口及其他材料的准备

  1. 定制设计胰腺活体成像窗口，以将胰腺与腹腔内的肠道隔离18（图1A、B）。该窗口的详细设计蓝图已在先前研究的补充图中描述18。
  2. 使用8至12周龄的雄性C57BL/6N小鼠进行胰腺活体成像。为标记血管，成像前2小时注射与Alexa 647荧光染料偶联的抗CD31抗体18。
  3. 针对胰岛研究，构建一种胰岛标记有荧光报告蛋白的转基因小鼠模型。本研究中使用了MIP-GFP小鼠，其中绿色荧光蛋白在小鼠胰岛素1基因启动子的调控下表达，该启动子在小鼠所有胰岛的β细胞中具有活性24。
  4. 针对胰腺癌研究，准备标记有荧光报告蛋白的转基因癌细胞及BALB/C裸鼠。本研究中使用了PANC-1 NucLight Red细胞。PANC-1癌细胞25被NucLight Red荧光探针标记。
  5. 使用高压灭菌器对所有手术器械、盖玻片（无论是否含PEG涂层）以及成像窗口进行灭菌处理。
  6. 对盖玻片进行PEG涂层处理，以防止炎症反应并提高生物相容性，适用于长期成像。

2. 手术

  1. 准备无菌手术平台，并用70%乙醇对表面进行消毒。
    注意：对于纵向成像实验，无菌操作技术至关重要。
  2. 使用替来他明/唑拉西泮（30 mg/kg）和赛拉嗪（10 mg/kg）混合物对小鼠进行麻醉。
    注意：建议使用替来他明/唑拉西泮而非氯胺酮，因为后者可能引起高血糖的不良反应。应根据实验目的选择最佳麻醉方案9,27。
  3. 使用直肠探头配合恒温控制加热垫监测小鼠体温。
  4. 剃除小鼠左侧 flank 区域的毛发，并交替使用酒精和碘伏进行三轮擦拭消毒。
    注意：若使用脱毛膏， 停留时间不得超过1分钟，以避免化学灼伤。
  5. 在小鼠左侧 flank 区域做一道1.5 cm的切口，并分离皮肤和肌肉组织。
  6. 在切口边缘使用黑色或尼龙4-0缝线进行荷包缝合。
  7. 在切口处使用微型牵开器，轻柔暴露脾脏。
  8. 使用环形镊子小心托起脾脏，并识别胰腺。
  9. 将成像窗放置于小鼠 flank 部位，将脾脏和胰腺穿过成像窗的开口。 操作胰腺时必须极为轻柔，以免引起出血或胰腺炎。
  10. 将胰腺轻柔地放置在成像窗的基板上；脾脏则置于成像窗的开口区域。
  11. 在肿瘤细胞研究中，直接向胰腺内注射PANC-1 NucLight Red细胞（1.0 × 106 个细胞）。
    注意：为成像原位人源胰腺癌异种移植模型，可直接植入PANC-1或其他人源胰腺癌细胞28。为实现活体荧光显微成像，使用NucLight Red慢病毒试剂将PANC-1细胞转导表达红色荧光蛋白，以标记细胞核29。 尽管最大注射体积尚不明确，但仍应尽可能减少注射量，以避免对胰腺造成压力效应。
  12. 在成像窗边缘滴加数滴N-丁基氰基丙烯酸酯胶水。
    1. 为尽量减少胶水量，建议使用31 G导管针进行点胶。若液滴过大，则组织可能意外粘附于成像窗或盖玻片上。
  13. 将直径12 mm的圆形盖玻片轻柔地贴合至成像窗边缘。
  14. 拉紧缝线环，使其嵌入成像窗的侧槽中，并打结三次固定。
  15. 在结扎点尽可能靠近结的近端处剪断线头 ，以防止小鼠苏醒后活动导致缝线绷紧而中断。
  16. 让小鼠从麻醉中恢复（2–3小时），并注射酮洛芬（5 mg/kg，皮下注射于颈部或髋部松弛皮肤处）以缓解疼痛。每12小时重新评估一次疼痛体征， 并考虑在术后1–3天内每24小时给予一次酮洛芬。
    ​注意：镇痛药物会影响葡萄糖刺激下的胰岛素分泌9。镇痛药的选择和给药时机应根据实验目的个体化调整。
  17. 将小鼠安置于垫料充足的笼具中，避免成像窗与笼壁接触。禁止将接受过成像窗手术的小鼠与未接受手术的小鼠同笼饲养。

3. 活体成像

  1. 开启活体显微镜及其激光电源。
  2. 打开加热垫，并将恒温控制系统设置为 37 °C。
    注意：若无恒温控制系统，可改用被动式加热垫或加热灯，并需频繁监测温度。
  3. 采用替来他明/唑拉西泮（30 mg/kg）与赛拉嗪（10 mg/kg）混合物进行肌肉注射麻醉。
    注意：推荐使用替来他明/唑拉西泮而非氯胺酮，因后者可引起高血糖等不良反应。应根据实验目的选择最适宜的麻醉方案9,27。
  4. 插入血管导管以供注射。
    1. 可用食指和中指压迫尾部近端作为止血带的替代方法；必要时可用灯加热尾部以扩张血管。
    2. 用70%乙醇喷雾对尾静脉进行消毒。
    3. 将30 G导管插入尾侧静脉，可在PE10管中观察到血液反流。
    4. 用丝线胶带固定导管以保持其稳定。
    5. 根据所用荧光探针的组合，适当注射FITC/TMR葡聚糖或其他荧光探针（如25 µg Alexa 647标记的抗CD31抗体）18。
      注意：对于荧光标记抗体探针，建议在成像前2小时注射。
  5. 将小鼠从手术平台转移至成像载物台。
  6. 插入直肠探头，通过恒温加热系统自动控制动物体温。
  7. 将胰腺成像窗插入活体显微镜装置中预先准备好的窗固定架内（图2）。对于倒置显微镜，可能无需使用窗固定架。
  8. 进行活体成像。
    1. 对胰腺进行成像时，首先使用低倍物镜（例如4x）扫描胰腺成像窗内的整个胰腺区域（推荐视野：2500 × 2500 µm）。
    2. 确定感兴趣区域后，切换至高倍物镜（20x或40x）进行细胞水平成像（推荐视野：500 × 500 µm或250 × 250 µm）。本实验中，横向和轴向分辨率分别约为0.5 µm和3 µm。
    3. 进行z轴层扫或时间序列成像，以观察三维结构或细胞水平动态过程（如细胞迁移）。
      注意：对于表达荧光蛋白的转基因动物（MIP-GFP）的成像，间歇性使用488 nm激光（功率最高达0.43 mW），每次照射30秒，未观察到明显光漂白或组织损伤。对于Alexa 647标记的荧光蛋白成像，640 nm激光功率最高达0.17 mW时亦可耐受，无明显光漂白或组织损伤。若激光照射时间过长或功率超过上述设定，可能导致光漂白或光毒性引起的组织损伤。应调整适当的增益和激光功率，以清晰成像感兴趣区域。活体显微成像的具体参数设置需根据各研究机构所建立的活体显微系统进行个性化优化。

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结果

活体显微镜结合带有支撑底座的集成式胰腺活体成像窗口，可实现对小鼠胰腺在细胞水平上的长期纵向成像。该胰腺活体成像窗口方案提供了长期的组织稳定性，能够获取高分辨率图像，对单个胰岛进行长达3周的追踪观察。因此，可实现大视野的拼接成像、z轴层扫图像的三维（3D）重建，以及对同一位置的长期连续追踪。此外，我们的活体显微镜具备四个激发通道（405、488、561和647 nm），可同时可视化多种细胞及其相互作用。

在初步成像实验中，将成像窗植入一只经尾静脉注射与Alexa 647荧光染料偶联的抗CD31抗体的C57BL/6N小鼠体内。利用该系统实现了胰腺的大视野成像（图3A）以及放大后的三维成像（图3B–D，补充视频1）。胰腺组织通过自发荧光进行可视化，同时可识别由抗CD31抗体标记的邻近血管结构。未观察到由肠蠕动或呼吸引起的图像抖动，因而获得了信噪比较高、经平均处理的成像结果（图4...

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讨论

本文所述方案采用一种新型的集成式胰腺活体成像窗，该成像窗由腹部成像窗改进而来，用于实现胰腺的活体显微成像。在上述步骤中，首要的关键步骤是在小鼠体内植入胰腺活体成像窗。在成像窗上使用胶水时，必须将胶水涂布于成像窗边缘与盖玻片之间，而不能接触胰腺组织，因为胶水可能严重干扰活体成像效果。如果将胶水直接施加于组织上，不仅胶水本身在玻璃与组织之间可能造成影响，附带的灰尘颗粒也可能在成像过程中引起光散射。此外，黏合剂的使用可能对胰腺产生毒性及非生理性的不良影响。

第二步是将适量的胰腺组织放置在金属支撑底板上。由于胰腺组织呈片状结构，因此需要控制其在底板上的体积。若放置的组织体积过大，涂抹在环形边缘的胶水可能会粘附到组织上，且体积效应可能阻碍胰腺的灌注；反之，若放置的组织体积过小，则可能限制可观察的视野范围。这种在观察窗上进行手术的操作方案可能需要经过多次尝试才能达到一致的标准。

在为期3周的长期成像过程中，最令人关注的问题是胰腺成像窗口可能受到的损伤。在长期观察期间，可能会意外破坏胰腺成像窗口中的盖玻片。为防止此类情况发生，安装有成像窗口...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

本研究由首尔国立大学盆唐医院研究基金（编号：14-2020-002）以及韩国国家研究基金会（NRF）资助，NRF 基金由韩国政府（MSIT）资助（NRF-2020R1F1A1058381，NRF-2020R1A2C3005694）。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
Alexa Fluor 647 琥珀酰亚胺酯（NHS 酯）InvitrogenA20006用于与抗体偶联的荧光探针
BALB/C NudeOrientBioBALB/C NudeBALB/C Nude
BD Intramedic 聚乙烯导管BD Biosciences427401PE10 导管，用于与针头连接
C57BL/6NOrientBioC57BL/6NC57BL/6N
圆形盖玻片Marienfeld0111520用于胰腺成像窗的盖玻片
FITC 葡聚糖 2MDaMerck（原 Sigma Aldrich）FD200S用于血管识别
IMARIS 8.1BitplaneIMARIS图像处理
活体显微镜IVIM techIVM-C活体显微镜
IRIS 剪刀JEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDS-1107-10该产品可用其他公司的产品替代
Loctite 401Henkel401N-丁基氰基丙烯酸酯胶水
微型持针器JEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDH-1126-10该产品可用其他公司的产品替代
微型牵开器JEUNGDO BIO & PLANT CO, LTD17004-03该产品可用其他公司的产品替代
微型镊子JEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDF-1034该产品可用其他公司的产品替代
MIP-GFPThe Jackson Laboratory006864B6.Cg-Tg(Ins1-EGFP)1Hara/J
尼龙 4-0AILEENB434不可吸收缝合线
Omnican N 100 30GB BRAUNFT9172220S用于血管导管，仅使用针头部分
PANC-1 NucLightRed定制定制实验室制备
胰腺成像窗Geumto Engineering定制订单胰腺成像窗 - 定制订单
PhysiosuiteKent ScientificPS-02恒温控制器
纯化 NA/LE 大鼠抗小鼠 CD31 抗体BD Biosciences553708用于体内血管标记的抗体
环形镊子JEUNGDO BIO & PLANT CO, LTDF-1090-3该产品可用其他公司的产品替代
RompunBayerRompun麻醉剂
TMR 葡聚糖 65-85kDaMerck（原 Sigma Aldrich）T1162用于血管识别
窗片固定器Geumto Engineering定制订单窗片固定器 - 定制订单
ZoletilVirbacZoletil 100麻醉剂

参考文献

  1. Dimastromatteo, J., Brentnall, T., Kelly, K. A. Imaging in pancreatic disease. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 14 (2), 97-109 (2017).
  2. Cote, G. A., Smith, J., Sherman, S., Kelly, K. Technologies for imaging the normal and diseased pancreas. Gastroenterology. 144 (6), 1262-1271 (2013).
  3. Yachida, S., et al. Distant metastasis occurs late during the genetic evolution of pancreatic cancer. Nature. 467 (7319), 1114-1117 (2010).
  4. Hardt, P. D., Brendel, M. D., Kloer, H. U., Bretzel, R. G. Is pancreatic diabetes (type 3c diabetes) underdiagnosed and misdiagnosed. Diabetes Care. 31, Suppl 2 165-169 (2008).
  5. Baetens, D., et al. Alteration of islet cell populations in spontaneously diabetic mice. Diabetes. 27 (1), 1-7 (1978).
  6. Holmberg, D., Ahlgren, U. Imaging the pancreas: from ex vivo to non-invasive technology. Diabetologia. 51 (12), 2148-2154 (2008).
  7. Marciniak, A., et al. Using pancreas tissue slices for in situ studies of islet of Langerhans and acinar cell biology. Nature Protocols. 9 (12), 2809-2822 (2014).
  8. Ravier, M. A., Rutter, G. A. Isolation and culture of mouse pancreatic islets for ex vivo imaging studies with trappable or recombinant fluorescent probes. Methods in Molecular Biology. 633, 171-184 (2010).
  9. Frikke-Schmidt, H., Arvan, P., Seeley, R. J., Cras-Meneur, C. Improved in vivo imaging method for individual islets across the mouse pancreas reveals a heterogeneous insulin secretion response to glucose. Science Reports. 11 (1), 603(2021).
  10. Lee, E. M., et al. Effect of resveratrol treatment on graft revascularization after islet transplantation in streptozotocin-induced diabetic mice. Islets. 10 (1), 25-39 (2018).
  11. Evgenov, N. V., Medarova, Z., Dai, G., Bonner-Weir, S., Moore, A. In vivo imaging of islet transplantation. Nature Medicine. 12 (1), 144-148 (2006).
  12. Mojibian, M., et al. Implanted islets in the anterior chamber of the eye are prone to autoimmune attack in a mouse model of diabetes. Diabetologia. 56 (10), 2213-2221 (2013).
  13. Pittet, M. J., Weissleder, R. Intravital imaging. Cell. 147 (5), 983-991 (2011).
  14. Ritsma, L., et al. Surgical implantation of an abdominal imaging window for intravital microscopy. Nature Protocols. 8 (3), 583-594 (2013).
  15. Ritsma, L., et al. Intravital microscopy through an abdominal imaging window reveals a pre-micrometastasis stage during liver metastasis. Science Translational Medicine. 4 (158), (2012).
  16. Ritsma, L., et al. Intestinal crypt homeostasis revealed at single-stem-cell level by in vivo live imaging. Nature. 507 (7492), 362-365 (2014).
  17. Dolensek, J., Rupnik, M. S., Stozer, A. Structural similarities and differences between the human and the mouse pancreas. Islets. 7 (1), 1024405(2015).
  18. Park, I., Hong, S., Hwang, Y., Kim, P. A Novel pancreatic imaging window for stabilized longitudinal in vivo observation of pancreatic islets in murine model. Diabetes & Metabolism Journal. 44 (1), 193-198 (2020).
  19. Park, I., et al. Neutrophils disturb pulmonary microcirculation in sepsis-induced acute lung injury. The European Respiratory Journal. 53 (3), 1800786(2019).
  20. Park, I., et al. Intravital imaging of a pulmonary endothelial surface layer in a murine sepsis model. Biomedical Optics Express. 9 (5), 2383-2393 (2018).
  21. Seo, H., Hwang, Y., Choe, K., Kim, P. In vivo quantitation of injected circulating tumor cells from great saphenous vein based on video-rate confocal microscopy. Biomedical Optics Express. 6 (6), 2158-2167 (2015).
  22. Moon, J., et al. Intravital longitudinal imaging of hepatic lipid droplet accumulation in a murine model for nonalcoholic fatty liver disease. Biomedical Optics Express. 11 (9), 5132-5146 (2020).
  23. Hwang, Y., et al. In vivo cellular-level real-time pharmacokinetic imaging of free-form and liposomal indocyanine green in liver. Biomedical Optics Express. 8 (10), 4706-4716 (2017).
  24. Hara, M., et al. Transgenic mice with green fluorescent protein-labeled pancreatic beta -cells. American Journal of Physiology, Endocrinology and Metabolism. 284 (1), 177-183 (2003).
  25. Lieber, M., Mazzetta, J., Nelson-Rees, W., Kaplan, M., Todaro, G. Establishment of a continuous tumor-cell line (panc-1) from a human carcinoma of the exocrine pancreas. International Journal of Cancer. 15 (5), 741-747 (1975).
  26. National Institutes of Health. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. The National Academies Collection: Reports funded by National Institutes of Health. , (2011).
  27. Windelov, J. A., Pedersen, J., Holst, J. J. Use of anesthesia dramatically alters the oral glucose tolerance and insulin secretion in C57Bl/6 mice. Physiological Reports. 4 (11), 12824(2016).
  28. Kim, M. P., et al. Generation of orthotopic and heterotopic human pancreatic cancer xenografts in immunodeficient mice. Nature Protocols. 4 (11), 1670-1680 (2009).
  29. Cichocki, F., et al. GSK3 inhibition drives maturation of NK cells and enhances their antitumor activity. Cancer Research. 77 (20), 5664-5675 (2017).
  30. Zhu, S., et al. Monitoring C-peptide storage and secretion in islet beta-cells in vitro and in vivo. Diabetes. 65 (3), 699-709 (2016).
  31. Reissaus, C. A., et al. A versatile, portable intravital microscopy platform for studying beta-cell biology in vivo. Science Reports. 9 (1), 8449(2019).
  32. Kong, K., Guo, M., Liu, Y., Zheng, J. Progress in animal models of pancreatic ductal adenocarcinoma. Journal of Cancer. 11 (6), 1555-1567 (2020).
  33. Bisht, S., Feldmann, G. Animal models for modeling pancreatic cancer and novel drug discovery. Expert Opinion in Drug Discovery. 14 (2), 127-142 (2019).
  34. Herreros-Villanueva, M., Hijona, E., Cosme, A., Bujanda, L. Mouse models of pancreatic cancer. World Journal of Gastroenterology. 18 (12), 1286-1294 (2012).
  35. Feig, C., et al. The pancreas cancer microenvironment. Clinical Cancer Research. 18 (16), 4266-4276 (2012).
  36. Garcia, P. L., Miller, A. L., Yoon, K. J. Patient-derived xenograft models of pancreatic cancer: overview and comparison with other types of models. Cancers (Basel). 12 (5), 1327(2020).

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胰腺成像窗口细胞水平成像纵向活体成像小鼠胰腺三维成像胰岛追踪胰腺癌模型荧光探针嵌合成像
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